A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH

Elka T Porter; Frederick S Porter

doi:10.3791/57404

JoVE Journal > Environment

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Ambiente

스트레인 게이지 모니터 (SGM) 쌍 각 조개 연체 동물 실험실 유도 Diel 순환 산소와 pH에에서 연속 밸브 품 측정에 대 한

Published: August 01, 2018

doi:

10.3791/57404

Elka T Porter, Frederick S Porter

¹Yale Gordon College of Arts & Sciences,University of Baltimore, ²Goddard Space Flight Center,NASA

Summary

용 존된 산소와 같은 환경 변수를 현 탁 액 지류 쌍 각 조개의 행동 답변 이해 생태계의 일부 프로세스를 설명할 수 있습니다. Diel 사이클링 hypoxia 및 산 순환도 저렴, 실험실 기반, 스트레인 게이지 모니터 (SGM) 굴, Crassostrea virginica의 밸브 품 응답을 측정 하기 위해 개발 했습니다.

Abstract

저렴 한, 실험실 기반, 스트레인 게이지 밸브 품 모니터 (SGM) diel 사이클링 hypoxia에 쌍 각 조개 연체 동물의 밸브 품 동작 모니터링 개발 되었습니다. 굴 (Crassostrea virginica)의 포탄에 연결 된 스트레인 게이지를 휘트스톤 브리지 연결 되었다. 기록 된 신호를 통해 지속적으로 기록 하는 bivalves의 개폐에 대 한 허용의 실험적으로 유도 된 diel 사이클링 hypoxia diel 사이클링 pH 2 일 기간. 여기, 우리는 저렴 한 스트레인 게이지 모니터를 개발 하기 위한 프로토콜을 설명 하 고 예제 실험실 실험에서 설명, 동부 hypoxia diel 사이클링에 대 한 응답 (C. virginica)를 굴 우리의 밸브 품 동작 측정을 사용 하는 방법 및 pH의 주기적 변화입니다. 밸브 품 순환 가혹한 hypoxic (0.6 mg/L)를 받게 하는 굴에 측정 되었다 산소 조건 pH, 순환 가벼운 hypoxic (1.7 mg/L) 조건 및 normoxic (7.3 mg/L) 조건에서 주기적 변화 없이 해산. 그 굴 반복된 diel 사이클 발생, 그들은 빠르게 심한 저 산소 증에 응답에 그들의 포탄 및 종료 가벼운 hypoxia에 시간 지연으로 설명 합니다. Normoxia 복원 되 면 그들은 신속 하 게 다시 엽니다. 굴은 diel 심각한 hypoxia 사이클링에 순환 pH 조건에 응답 하지 않았습니다. 감소 된 산소 조건에서 굴의 1/3 이상 동시에 폐쇄. 우리는 굴 diel 사이클링 hypoxia, 녹은 산소를 위해 bivalves의 동작을 평가 때 고려 되어야 합니다에 응답을 보여 줍니다. SGM 밸브 응답 쌍 각 조개 연체 동물의 용 존된 산소 또는 오염 물질의 변화를 평가 하기 위해 사용할 수 있습니다. 씰링 더 나은 물개를 기술 해 수에서 밸브 품 스트레인 게이지 센서의 장 수를 증가 하기 위하여 추가 개선이 필요 합니다.

Introduction

저 산소 증, 즉, 해산 생물을 저하를 낮은 산소 농도 [할] 충분히와 생태 프로세스 하지만 종종 기능적으로 정의 < 2 mg/L¹, 고 anoxia의 [할] ([마]로 기능적으로 정의 된 0.0-0.2 mg/L) 세계의 연안 해 역, 구 및 심해²^,³ 에 더 자주 그리고 심각 하 게 발생 하 고 양화⁴^,⁵증가 의해 악화 자주. Hypoxia 및 anoxia 증가 면적 정도, macrofauna 부정적인 영향을 서식 지 범위와 서식 지 품질 손실. 기후 변화는 hypoxia과 anoxia⁶악화 될 전망 이다.

체사피크 베이, 미국, 등 많은 층 화, 영양소 풍부한 강어귀에서 계절 영구 hypoxia 번성 할 수 하 고²년 후 발생할 수 있습니다. 또한, 산소의 diel 사이클링 구 체사피크 베이 등 다른 위치에서에서 자주 하 고 늦은 밤 또는 여름⁷^,⁸에서 이른 아침 시간 동안 발생 합니다.

대부분의 연구와 hypoxia 및 anoxia⁹^,¹⁰^,^,¹¹¹²^,¹³^,^{14 그들의 관용 [할] 낮은 생물의 지속적인 노출의 효과에 초점을 맞추고 있다}. 또한, 연구는 응답 확장 낮은 [할]⁴^,¹⁵종 배포판, 나타났는데, 그리고 종 구성에 대규모 변화를 보았다. 종종 종 낮은 질량에서 죽는 [할]에 매우 민감한¹⁶ 루이지애나 텍사스 선반 생태계⁴에서 발견으로, 예를 들어 젊은, 작은 크기, 수명이 짧은 동물을 나머지 종 이동.

행동 변화는 일반적으로 사회 붕괴¹⁷ 앞 및 확장 낮은 [할]⁴^,^,¹⁶¹⁷^,¹⁸^,^{19 생물의 행동 반응에 연구 보고} ^,²⁰^,²¹^,²²^,²³^,^,²⁴²⁵. 그러나 이러한 연구에,, hypoxia의 diel 사이클링 노출 및 강어귀에서 [할] 가용성의 변동 자연 생물의 응답에 집중 하지 않습니다.

얕은 어귀 Diel 사이클링 hypoxia가 받은 증가 인식 연구 모니터링 [할] 더 자주 sondes 구¹⁶^,²⁶일의 과정을 통해. 물 hypoxic 밤의 끝에 시간 또는 여름에서 이른 아침 시간 동안 남아 있을 수 있을 때 밤 하지만 높은 산소 소모 하는 동안 아무 산소 생성 광합성 호 기성 호흡⁷^,¹⁶. 그것은 또한 파도 diel 영향 발견 낮은 파도 밤²⁷의 끝과 일치 하는 때 관찰 가장 극단적인 최소와 낮은 할 조건의 사이클링. Hypoxia가 [할]의 몇 시간 후 다시와 서 normoxia⁷^,^,¹⁶²⁸ 일일 주기.

Diel 순환 산소와 pH 우리 실험실에 노출 하는 굴의 밸브의 개폐 모니터링 C. virginica 의 행동 반응 확인 하려면 diel [마]의 자전거 및 순환 유도 pH. 품 응답 bivalves의 불리 한 환경 조건 검색에 사용 되었습니다. 오염 물질²⁹^,^,³⁰³¹, 독성 조류³²^,^,³³³⁴, 열 오염³⁵^,³⁶ 응답에서 bivalves의 밸브 폐쇄 ^, ³⁷, 음식 수량 감소³⁸^,^,³⁹⁴⁰, 먹이 정권³⁹^,⁴¹, emersion³⁷^,⁴², photoperiod⁴³ ^, ⁴⁴, pH⁴⁵^,⁴⁶및 결합 된 pH 및 용 존된 산소⁴⁷ 측정 되었다. 품 기술, 예를 들어 포함 직접 관찰⁴⁸^,⁴⁹^,¹³, 리드 스위치, 자석 (Dreissena 모니터)⁵⁰또는 광섬유 센서를 사용 하 여 연속 측정 ⁵¹ 맑은 물 요구 하 는입니다. 또한, 자석 및 자석 분야 강도 홀 센서 홍합 품 각도⁵²^,^,⁵³⁵⁴^,⁵⁵, 높은-주파수 전자기 유도 시스템을 공부 하 고 사용 되었습니다. 그 수는 밸브에 붙어 두 개의 전기 코일 사이의 다양 한 거리 측정 되었습니다⁵⁶^,^,⁵⁷⁵⁸^,⁵⁹를 사용. 높은 전압 소스는 전자기 유도 시스템에 필요한 고 파워 쉘⁵²의 양쪽 모두에 게 배달 했다. 이 시스템은 또한 “MOSSELMONITOR” (http://mosselmonitor.nl/)으로 상용.

단단한 연구 예산에 우리 실험실 유도 diel 저렴 한 스트레인 게이지 모니터 (SGM) 굴 품을 지속적으로 측정 하는 생성의 [] 사이클링과 pH, 낮은 가시성 조건 하에서. 우리의 시스템은 또한 많은 동물 실험 중 계측할 수 있도록 경쟁 시스템 보다 훨씬 간단 하 게. 우리 심각한 자전거 diel C. virginica 의 행동 응답을 확인 하 고 싶 었 ([할] = 0.6 mg/L) 제어 ph hypoxia (pH 7.8 =) 및 자전거 pH (pH = 7.8-7.0), 각각, 고 온화한 품 응답 ([할] = 1.7 mg/L) hypoxia. 또한, 우리는 굴 [할]는 diel 이상 하 고 normoxia hypoxic 이벤트 후 반환 될 때 어떻게 반응 변화에 신속 하 게 응답할 수 있는지 확인 싶 었 어 요. 아마도 그들이 사는 굴은 많은 구¹⁶^,²⁷ 에 있는 급속 하 게 변동 환경에 최적 적응. 더 복잡 한 밸브 품 모니터를 사용할 수는 SGM 낮은 가시성 조건 에서도 밸브 품 바다에서의 연속 측정을 허용 하는 저렴 한 기술을 제공 한다.

그림 1. 밸브 품 장치에 대 한 휘트스톤 브리지. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.

쌍 각 조개 품 모니터링을 위해 사용 되는 스트레인 게이지 센서 백업 polyimide에 meander 패턴에 저항 영화가 있습니다. 적은 양의 스트레인 센서의 저항 조절. 쌍 각 조개 flexes 스트레인 게이지 때 그것 하 품의 발작 센서의 저항 변화를 일으키는. 우리는 센서 저항에서 변화를 측정 하기 위해 그림 1 에 표시 된 대로 각 쌍 각 조개 채널 널링, 균형, 휘트스톤 브리지를 고용. 휘트스톤 브리지는 상당히 높은 이득을 datalogger에 의해 고용 될 수 있도록 포 텐 쇼 미터에 의해 nulled입니다. 휘트스톤 브리지는 알려진된 저항 표준 및 전압계를 비율을 사용 하 여 알 수 없는 저항을 정확 하 게 측정 하는 표준 방법입니다. 이 아주 오래 된 기술의 역사는 Ekelof (2001 년)⁶⁰에 설명 되어 있습니다. 우리는 스트레인 게이지 모니터 (SGM)에 각각 자체 휘트스톤 브리지 및 널링 포 텐 쇼 미터, 12 채널을 통합.

Protocol

1. 밸브 품 장치에 대 한 휘트스톤 브리지의 건설 참고: 스트레인 게이지는 명목상 1000 Ω, 그래서 완전히 균형을 하 고 다리를 null, 모든 구성 요소는 1000 Ω 이어야 한다. 그림 1에서 같이 솔더 두 1 k ω 정밀 저항 서로 그리고 ~ 976 Ω 저항과 100 Ω 10 포 텐 쇼 미터를 설정합니다. 일반적인 스트레인 게이지 범위는 명목상, 1000 Ω에서 몇 Ω만이 저항 일치…

Representative Results

굴 중단된 normoxic 강어귀 물 (매일 주기의 낮은 고원 단계 동안 아무 산소)에 노출 오픈 시간의 대부분 그리고 단지 짧게 자주 폐쇄 (그림 5). 그들은 폐쇄 때 굴에서 굴 다양 합니다. 이 패턴 또한 Loosanoff 및 Nomejko 194644 와 히 긴 스 198039에 의해 발견 되었습니다. 굴도 어둡고 밝은 단계 차이에 응답 하지 않았습니다.</…

Discussion

일반적인 연구 초점에 연속, 연장 기간 저 산소 조건 및 응답, 종종 동물의 생존으로 측정. 그러나, 현재, diel 사이클링 hypoxia에 동물의 행동 반응에 대 한 우리의 이해 최소⁶³이다. 따라서, 더 많은 연구 diel 사이클링 hypoxia 많은 구⁷^,⁸에서 여름 동안 정기적으로 발생 하는 응답에 생물의 행동에 집중 해야 한다.

여기, …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리는 굴의 사진을 찍고 고 ImageJ 품 너비를 측정 하기 위한 멜 린다 Forseth 감사 합니다. 우리는 수족관에 대 한 액세스 diel hypoxia 및 산 순환도 자전거와 함께 데니스 Breitburg를 감사 합니다. 우리는 실험에 대 한 공간에 대 한 스미스소니언 환경 연구 센터, 엣지, 메릴랜드, 감사합니다. 저 산소 증 실험 아니요 국립 해양 및 대기 관리-센터 후원 해안 바다 연구 보조금에 의해 투자 되었다 NA10NOS4780138 그리고 데니스 Breitburg에 스미 소니언 Hunterdon 기금. 밸브는 hypoxia 실험 워싱턴 대학 Elka T. 포터에 의해 교수 향상 교부 금에 의해 투자 되었다 동안 측정을 품.

Materials

Campbell CR 10x data logger	Campbell Scientific, Logan, Utah		Or other data logger. At Campbell the CR 10X has been replaced with the CR 1000
Campbell CR 10x multiplexer	Campbell Scientific, Logan, Utah		Data logger needs to have space for 12 channels
Dsub connector male crimp pins	TE Connectivity	205089-1	pins for gape sensor leads
PCA tape	Micro Measurements Corp, NC		To seal the strain gauge
Duro Quick Gel	Ace Hardware		Superglue
SG13/1000-LY43 or LY41	Omega Engineering Inc., Stanford, CT		Strain gauges
32 AWG (7/40) teflon Alpha wires	AlphaWire, Elizabeth, NJ	2840/7	Sensor cables, different colors are available
1/16" heat shrink tubing	Qualtek	B01A3QKKO6	To seal the leads of the sensor cable
Weller WES51 Analog Soldering Station	Amazon		Lots of soldering, need a good soldering iron. https://www.amazon.com/Weller-WES51-Analog-Soldering-Station/dp/B000BRC2XU/ref=sr_1_23?s=hi&ie=UTF8&qid=1505654295 &sr=1-23&keywords=soldering+iron
Rosin Soldering Flux Paste	Amazon		Needed for soldering
60-40 Tin Lead Rosin Core Solder Wire	Amazon		Needed for soldering
Aquarium sealant	Home Depot		Attach sensors to bivalve
PC Laptop			Any old PC to run Campbell gape program
heat gun	Amazon		shrink shrink tubing
Drill	Hardware store, Amazon		for twisting wires to make sensor cables
AC to DC power module	Acopian	DB15-30	Wheatstone bridge power supply
Poteniometer	Clarostat	733A	Wheatsone bridge nulling
isolating BNC connector	Sterren Electronics	"200-148	Wheatstone bridge output for multimeter
Fused AC receptical panel module	Adam technologies	IEC-GS-1-200	Wheatstone bridge power supply connector
976 ohm 1% resistor	Vishay Dale	CMF50976R00FHEB	Wheatstone bridge resistor
1 kohm 1% resistor	Vishay Dale	CMF501K0000FHEB	Wheatstone bridge resistor
Potentiometer scale dial	Kilo International	462	10 turn dial for nulling potentiometer
DB25 male panel connector	TE connectivity	1757819-8	Data logger connector on Wheatstone bridge
DB25 female panel connector	TE connectivity	1757819-8	Sensor connector to Wheatstone bridge
perforated circuit board	Vector electronics	64P44WE	circuit board for mounting of bridge components
enclosure	Hammond Manufacturing	1444-29	Enclosure for sensor readout electronics

Riferimenti

Vaquer-Sunyer, R., Duarte, C. M. Thresholds of hypoxia for marine biodiversity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (40), 15452-15457 (2008).
Diaz, R. J., Rosenberg, R. Spreading dead zones and consequences for marine ecosystems. Science. 321, 926-929 (2008).
Levin, L. A., Breitburg, D. L. Linking coasts and seas to address ocean deoxygenation. Nature Climate Change. 5, 401-403 (2015).
Diaz, R. J., Rosenberg, R. Marine benthic hypoxia: A review of its ecological effects and the behavioural responses of benthic macrofauna. Oceanography and Marine Biology: An annual Review. 33, 245-303 (1995).
Patterson, H. K., Boettcher, A., Carmichael, R. H. Biomarkers of dissolved oxygen stress in oysters: a tool for restoration and management efforts. PLoS One. 9 (8), 104440 (2014).
Altieri, A. H., Gedan, K. B. Climate change and dead zones. Global Change Biology. 21 (4), 1395-1406 (2015).
Tyler, R. M., Brady, D. C., Targett, T. E. Temporal and spatial dynamics of diel-cycling hypoxia in estuarine tributaries. Estuaries and Coasts. 32 (1), 123-145 (2009).
Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
Stickle, W. B., Kapper, M. A., Liu, L. -. L., Gnaiger, E., Wang, S. Y. Metabolic adaptations of several species of crustaceans and molluscs to hypoxia: toterance and microcalometric studies. Biological Bulletin. 177 (2), 303-312 (1989).
Gamenick, I., Jahn, A., Vopel, K., Guiere, O. Hypoxia and sulphide as structuring factors in a macrozoobenthic community on the Baltic Sea shore: colonization studies and tolerance experiments. Marine Ecology Progress Series. , 73-85 (1996).
Modig, H., Olafsson, E. Responses of Baltic benthic invertebrates to hypoxic events. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 229 (1), 133-148 (1998).
Riedel, B., Zuschin, M., Stachowitsch, M. Tolerance of benthic macrofauna to hypoxia and anoxia in shallow coastal seas: a realistic scenario. Marine Ecology Progress Series. 458, 39-52 (2012).
Lombardi, S. A., Harlan, N. P., Paynter, K. T. Survival, acid-base balance, and gaping responses of the Asian Oyster C. ariakensis and the Eastern Oyster C. virginica during clamped emersion and hypoxic immersion. Journal of Shellfish Research. 32 (2), 409-415 (2013).
Jansson, A., Norkko, J., Dupont, S., Norkko, A. Growth and survival in a changing environment: Combined effects of moderate hypoxia and low pH on juvenile bivalve Macoma balthica. Journal of Sea Research. 102, 41-47 (2015).
Gooday, A. J., et al. Faunal responses to oxygen gradients on the Pakistan margin: A comparison of foraminiferans, macrofauna and megafauna. Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. 56 (6-7), 488-502 (2009).
Montagna, P. A., Ritter, C. Direct and indirect effects of hypoxia on benthos in Corpus Christi Bay, Texas, U.S.A. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 330 (1), 119-131 (2006).
Villnas, A., Norkko, J., Lukkari, K., Hewitt, J., Norkko, A. Consequences of increasing hypoxic disturbance on benthic communities and ecosystem functioning. PLoS One. 7 (10), 44920 (2012).
Breitburg, D. Effects of hypoxia, and the balance between hypoxia and enrichment on coastal fishes and fisheries. Estuaries. 25 (4), 767-781 (2002).
Costantini, M., et al. Effect of hypoxia on habitat quality of striped bass (Morone saxatilis) in Chesapeake Bay. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 65 (5), 989-1002 (2008).
Ludsin, S. A., et al. Hypoxia-avoidance by planktivorous fish in Chesapeake Bay: Implications for food web interactions and fish recruitment. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 121-131 (2009).
Zhang, H., et al. Hypoxia-driven changes in the behavior and spatial distribution of pelagic fish and mesozooplankton in the northern Gulf of Mexico. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 80-91 (2009).
Sparks, B. L., Strayer, D. L. Effects of low dissolved oxygen on juvenile Elliptio complanata (Bivalvia:Unionidae). Journal of the Norther American Benthological Society. 17, 129-134 (1998).
Llanso, R. J. Effects of hypoxia on estuarine benthos: the lower Rappahannock River (Chesapeake Bay), a case study. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 35 (5), 491-515 (1992).
Riedel, B., Zuschin, M., Haselmair, A., Stachowitsch, M. Oxygen depletion under glass: Behavioural responses of benthic macrofauna to induced anoxia in the Northern Adriatic. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 367 (1), 17-27 (2008).
Riedel, B., et al. Effect of hypoxia and anoxia on invertebrate behaviour: Ecological perspectives from species to community level. Biogeosciences. 11 (6), 1491-1518 (2014).
Breitburg, D. L. Near-shore hypoxia in the Chesapeake Bay: Patterns and relationships among physical factors. Estuarine Coastal and Shelf Science. 30, 593-609 (1990).
Baumann, H., Wallace, R. B., Tagliaferri, T., Gobler, C. J. Large natural pH, CO2 and O2 fluctuations in a temperate tidal salt marsh on diel, seasonal, and interannual time scales. Estuaries and Coasts. 38, 220-231 (2015).
Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system “mosselmonitor”. Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
Kadar, E., et al. Avoidance responses to aluminum in the freshwater bivalve Anodonta cygnea. Aquatic Toxicology. 55, 137-148 (2001).
Soliman, M. F. M., El-Shenawy, N. S., Tadros, M. M., Abd El-Azeez, A. A. Impaired behavior and changes in some biochemical markers of bivalve (Ruditapes decussatus) due to zinc toxicity. Toxicological & Environmental Chemistry. 97 (5), 674-686 (2015).
Shumway, S. E., Cucci, T. L. The effects of the toxic dinoflagellate Protogonyaulax tamarensis on the feeding and behaviour of bivalve molluscs. Aquatic Toxicology. 10, 9-27 (1987).
Basti, L., et al. Effects of the toxic dinoflagellate Heterocapsa circularisquama on the valve movement behaviour of the Manila clam Ruditapes philippinarum. Aquaculture. 291 (1-2), 41-47 (2009).
Tran, D., Haberkorn, H., Soudant, P., Ciret, P., Massabuau, J. -. C. Behavioral responses of Crassostrea gigas exposed to the harmful algae Alexandrium minutum. Aquaculture. 298 (3-4), 338-345 (2010).
Shumway, S. E., Koehn, R. K. Oxygen consumption in the American oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 9, 59-68 (1982).
Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Pearson, G. A., Serrao, E. A. Love thy neighbour: group properties of gaping behaviour in mussel aggregations. PLoS One. 7 (10), (2012).
Dowd, W. W., Somero, G. N. Behavior and survival of Mytilus. congeners following episodes of elevated body temperature in air and seawater. Journal of Experimental Biology. 216 (3), 502-514 (2013).
Higgins, P. J. Effects of food availability on the valve movements and feeding behavior of juvenile Crassostrea virginica (Gmelin). I. Valve movements and periodic activity. Journal of Experimental and Experimental Marine Biology and Ecology. 45, 229-244 (1980).
Riisgård, H. U., Lassen, J., Kittner, C. Valve-gape response times in mussels (Mytilus edulis)-Effects of laboratory preceding-feeding conditions and in situ tidally induced variation in phytoplankton biomass. Journal of Shellfish Research. 25, 901-911 (2006).
Robson, A. A., De Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Behavioural adaptations of mussels to varying levels of food availability and predation risk. Journal of Molluscan Studies. 76, 348-353 (2010).
Robson, A. A., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Effect of anthropogenic feeding regimes on activity rhythms of laboratory mussels exposed to natural light. Hydrobiologia. 655, 197-204 (2010).
Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Stephens, L., Radloff, S., Blatch, G. L. The role of gaping behaviour in habitat partitioning between coexisting intertidal mussels. BMC Ecology. 10, 17 (2010).
Loosanoff, V. S., Nomejko, C. A. Feeding of oysters in relation to tidal stages and to periods of light and darkness. Biological Bulletin. 90 (3), 244-264 (1946).
Comeau, L. A., Mayrand, E., Mallet, A. Winter quiescence and spring awakening of the Eastern oyster Crassostrea virginica at its northernmost distribution limit. Marine Biology. 159 (10), 2269-2279 (2012).
Pynonnen, K. S., Huebner, J. Effects of episodic low pH exposure on the valve movements of the freshwater bivalve Anodonta cygnea L. Water Research. 29 (11), 2579-2582 (1995).
Jakubowska, M., Normant-Saremba, M. The effect of CO2-induced seawater acidification on the behaviour and metabolic rate of the baltic clam Macoma balthica. Annales Zoologici Fennici. 52 (5-6), 353-367 (2015).
Jakubowska, M., Normant, M. Metabolic rate and activity of blue mussel Mytilus edulis trossulus.under short-term exposure to carbon dioxide-induced water acidification and oxygen deficiency. Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (1), 25-39 (2015).
Newell, C. R., Wildish, D. J., MacDonald, B. A. The effects of velocity and seston concentration on the exhalent siphon area, valve gape and filtration rate of the mussel Mytilus edulis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 262, 91-111 (2001).
Maire, O., Amouroux, J. -. M., Duchene, J. -. C., Gremare, A. Relationship between filtration activity and food availability in the Mediterranean mussel Mytilus galloprovincialis. Marine Biology. 152 (6), 1293-1307 (2007).
Borcherding, J. Ten years of practical experience with the Dreissena-monitor, a biological early warning system for continuous water quality monitoring. Hydrobiologia. 556 (1), 417-426 (2006).
Frank, D. M., Hamilton, J. F., Ward, E. E., Shumway, S. E. A fiber optic sensor for high resolution measurement and continuous monitoring of valve gape in bivalve molluscs. Journal of Shellfish Research. 26 (2), 575-580 (2007).
Wilson, R., Reuter, P., Wahl, M. Muscling in on mussels: New insights into bivalve behaviour using vertebrate remote-sensing technology. Marine Biology. 147 (5), 1165-1172 (2005).
Nagai, K., Honjo, T., Go, J., Yamashita, H., Seok Jin, O. Detecting the shellfish killer Heterocapsa circularisquama (Dinophyceae) by measuring bivalve valve activity with a Hall element sensor. Aquaculture. 255 (1-4), 395-401 (2006).
Robson, A., Wilson, R., de Leaniz, C. G. Mussels flexing their muscles: a new method for quantifying bivalve behaviour. Marine Biology. 151 (3), 1195-1204 (2007).
Robson, A. A., Thomas, G. R., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P. Valve gape and exhalant pumping in bivalves: optimization of measurement. Aquatic Biology. 6 (1-3), 191-200 (2009).
de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system “mosselmonitor”. Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
Jou, L. -. J., Lin, S. -. C., Chen, B. -. C., Chen, W. -. Y., Liao, C. -. M. Synthesis and measurement of valve activities by an improved online clam-based behavioral monitoring system. Computers and Electronics in Agriculture. 90, 106-118 (2013).
Barile, N. B., Scopa, M., Recchi, S., Nerone, E. Biomonitoring of coastal marine waters subject to anthropogenic use: development and application of the biosensor Mosselmonitor. Ovidius University Annals of Chemistry. 27 (2), 81-86 (2016).
Ballesta-Artero, I., Witbaard, R., Carroll, M. L., van der Meer, J. Environmental factors regulating gaping activity of the bivalve Arctica islandica in Northern Norway. Marine Biology. 164 (5), 116 (2017).
Ekelof, S. The genesis of the Wheatstone bridge. Engineering Science and Education Journal. 10, 37-40 (2001).
Keppel, A. G., Breitburg, D. L., Wikfors, G. H., Burrell, R. B., Clark, V. M. Effects of co-varying diel-cycling hypoxia and pH on disease susceptibility in the eastern oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 538, 169-183 (2015).
Burrell, R. B., Keppel, A. G., Clark, V. M., Breitburg, D. L. An automated monitoring and control system for flow-through co-cycling hypoxia and pH experiments. Limnology and Oceanography: Methods. 14, 168-185 (2015).
Porter, E. T., Breitburg, D. L. Eastern oyster Crassostrea virginica, valve gape behavior under diel-cycling hypoxia. Marine Biology. 163 (218), (2016).
Bergeron, C. M. . The impact of sediment resuspension on mercury cycling and the bioaccumulation of methylmercury into benthic and pelagic organisms. , (2005).

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Porter, E. T., Porter, F. S. A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH. J. Vis. Exp. (138), e57404, doi:10.3791/57404 (2018).