Protocol voor MicroRNA overdracht naar volwassen beenmerg-afgeleide hematopoietische stamcellen om cel Engineering gecombineerd met magnetische Targeting
Summary
Dit protocol illustreert een veilige en efficiënte procedure voor het wijzigen van de CD133+ hematopoietische stamcellen. De voorgestelde niet-virale, magnetische polyplex gebaseerde benadering verschaffen een basis voor de optimalisatie van de cel van de stam van de therapeutische effecten ook monitoring van het product door de overheid gereguleerde cel via magnetische resonantie beeldvorming.
Abstract
Terwijl CD133+ hematopoietische stamcellen (gcv) zijn bewezen om hoog potentieel op het gebied van regeneratieve geneeskunde, hun lage retentie tarieven na injectie in benadeelde weefsels, alsmede de waargenomen massale cel dood tarieven leiden tot zeer beperkte therapeutische effecten. Deze beperkingen wilt opheffen, we geprobeerd om een niet-virale gebaseerd protocol voor geschikt cel engineering voorafgaand aan hun administratie. De wijziging van menselijke CD133+ uiten van SCs met behulp van magnetische polyplexes microRNA (miR) geladen werd behandeld met betrekking tot de opname efficiëntie en veiligheid alsmede de targeting mogelijkheden van de cellen. Een beroep op ons protocol, kunnen wij hoge miR opname tarieven van 80-90% terwijl de CD133+ stamcel eigenschappen blijven onaangetast. Bovendien, deze gewijzigde cellen bieden de mogelijkheid van magnetische targeting. Hier beschrijven we een veilige en zeer efficiënte procedure voor de wijziging van de CD133+ SCs. Wij verwachten dat deze aanpak om een standaardtechnologie voor optimalisatie van de cel van de stam van de therapeutische effecten en voor de controle van het product door de overheid gereguleerde cel via magnetische resonantie beeldvorming (MRI).
Introduction
CD133+ SCs vertegenwoordigen een heterogene stam en progenitor cel bevolking met het veelbelovende potentieel voor regeneratieve geneeskunde. Hun hematopoietische, endotheel en myogenic differentiatie potentiële1,2,3 maakt de CD133+ cellen, bijvoorbeeldbij te dragen tot neovascularization processen door middel van differentiatie in nieuw vorming van vaartuigen en activering van pro-angiogenic signalering door paracrine mechanismen4,5,6,7.
Ondanks hun hoge potentieel aangetoond in meer dan 30 erkende klinische proeven (ClinicalTrails.gov), is hun therapeutische resultaat nog steeds onder de controversiële discussie4. Inderdaad, een klinische toepassing van SCs wordt belemmerd door lage retentie in het orgel van belang en massale eerste cel dood5,8,9. Extra engineering van CD133+ SCs voorafgaande transplantatie kan helpen deze uitdagingen.
Een voorwaarde voor een efficiënte celtherapie zou de verlaging van de massale eerste celdood ter verbetering van de engraftment van therapeutische relevante cellen10. Huidige studies aangetoond een immense cel verlies van 90-99% in zeer geperfundeerd organen zoals de hersenen en het hart tijdens de eerste 1-2 h, onafhankelijk van de getransplanteerde celtype of toepassing route11,12,13 ,14,15,16,17,18,19,20,21. SC labelen met behulp van magnetische nanodeeltjes (MNPs) kan een niet-invasieve innovatiestrategie op target cellen op de site van belang22,23,24,25,26 en tegelijkertijd zorgt voor de cel opvolging met behulp van MRI27 en magnetische deeltjes imaging (MPI). De meest efficiënte in vivo studies toepassen gemagnetiseerde cel gericht op behoud van de gebruikte cel na lokale toediening boven cel begeleiding na intraveneuze injectie23,24,28 . Daarom is onze fractie ontworpen een levering systeem bestaande uit superparamagnetische ijzeroxide nanodeeltjes29. Met deze techniek, CD133+ SCs en menselijke navelstreng ader endotheliale cellen (HUVECs) kunnen efficiënt worden gericht, zoals blijkt uit in vitro probeert30,31.
Een andere hindernis voor SC therapieën is de vijandige inflammatoire omgeving van het getroffen weefsel na de transplantatie, die tot de eerste cel dood32 bijdraagt. Naast verschillende studies van de pre-conditionering was de toepassing van therapeutische relevante miRs geteste33; succesvol is gebleken dat anti-apoptotic miRs apoptosis in vitro remmen en cel engraftment in vivo33 verbeteren. Deze kleine molecules, samengesteld uit de 20-25 nucleotiden, spelen een cruciale rol als posttranscriptional modulatoren van messenger RNAs (mRNAs) en dus beïnvloeden stamcel lot en gedrag34. Bovendien voorkomen de exogene invoering van miRs de ongewenste stabiele integratie in de host genoom34.
Huidige pogingen voor efficiënte binnenbrengen van nucleic zuren (NAs) primaire SCs zijn meestal gebaseerd op recombinante virussen8,35. Ondanks de hoge transfectie efficiëntie presenteert recombinante virus manipulatie een groot obstakel voor een vertaling van de Bank-naar-bed, bijvoorbeeld, oncontroleerbare genexpressie, pathogeniteit, immunogeniciteit en dat mutagenese35 ,,36. Dus, niet-virale levering systemen zoals polymeer gebaseerde constructies zijn kritisch te ontwikkelen. Onder degenen, polyethylenimine (PEI) vertegenwoordigt een geldige leveringsvoertuig biedt voordelen voor miRs zoals nb condensatie te behoeden voor degradatie, cellulaire opname, en intracellulaire release via endosomal ontsnappen37,,38. MiR-PEI complexen blijkt bovendien een hoge biocompatibiliteit in klinische proeven39. Daarom onze levering systeem bestaat uit een biotinyleerd vertakte 25 kDa PEI gebonden aan een daar beklede MNP-core30,31,40.
In dit manuscript, presenteren wij een uitgebreide protocol beschrijven (i) de handmatige Isolatievan CD133+ SC van de donatie van menselijke beenmerg (BM) met een gedetailleerde karakterisering van het product van de SC en (ii) een efficiënte en zachte transfectie strategie van een Magnetisch niet-virale polymeer gebaseerde expresbezorgingssysteem voor genetische manipulatie van CD133+ SCs miRs gebruiken. CD133+ SCs zijn geïsoleerd en magnetisch verrijkt van menselijke sternale BM aangeblazen met behulp van een oppervlakte antilichaam gebaseerde magnetische-geactiveerde cel sorteren (MACS) systeem. Daarna worden de levensvatbaarheid van de cellen, alsook de zuiverheid van de cel geanalyseerd met behulp van stroom cytometry. Vervolgens, miR/PEI/MNP complexen zijn bereid en CD133+ SCs zijn transfected. 18 h na transfectie, de opname doeltreffendheid en het effect van transfectie op SC marker expressie en cel levensvatbaarheid worden geanalyseerd. Bovendien is evaluatie van de intracellulaire verdeling van de transfectie complexe verbindingen wordt uitgevoerd met behulp van vierkleuren labeling en gestructureerde verlichting microscopie (SIM).
Protocol
Representative Results
Discussion
In de afgelopen jaren, CD133+ SCs opgedoken als een veelbelovende celpopulatie voor SC gebaseerde therapieën zoals blijkt uit verschillende fase I, II en III klinische proeven43,44,45,46, 47 , 48 , 49 , 50 , 51…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd gesteund door het federale ministerie van onderwijs en onderzoek Duitsland (FKZ 0312138A en FKZ 316159), de staat Mecklenburg-Voorpommeren met EU-structuurfondsen (ESF/IVWM-B34-0030/10 en ESF/IVBM-B35-0010/12) en de DFG (DA1296/2-1), de Duitse Hartstichting (F/01/12), de goedgekeurd (VIP + 00240) en de VOCHTIGE Foundation. Bovendien, worden F.H. en P.M. ondersteund door het FORUN programma van Rostock Universiteit medisch centrum (889001).
Materials
| 7-AAD | BD Biosciences | 559925 | |
| Acetic Acid with Methylene Blue | Stemcell Technologies | 7060 | 3% |
| anti-CD133/2-PE (clone: 293C3) | Miltenyi Biotec GmbH | 130-090-853 | |
| anti-CD34-FITC (clone: AC136) | Miltenyi Biotec GmbH | 130-081-001 | |
| anti-CD45-APC-H7 (clone: 2D1) | BD Biosciences | 560178 | |
| rhodamine dye; Atto 565 dye conjugated to biotin | ATTO-TEC GmbH | AD 565-71 | |
| BD FACS LSRII flow cytometer | BD Biosciences | ||
| BD FACSDiva Software 6.1.2 | BD Biosciences | ||
| BSA | Sigma-Aldrich GmbH | A7906 | |
| CD133 antibody-linked superparamagnetic iron dextran particles; CD133 MicroBead Kit | Miltenyi Biotec GmbH | 130-097-049 | |
| collagenase B | Roche Diagnostics GmbH | 11088831001 | |
| counting chamber | Paul Marienfeld GmbH & Co. KG | ||
| Cyanine 3 dye labelled precursor miR; Cy3 Dye-Labeled Pre-miR Negative Control #1 | Ambion | AM17120 | |
| Cyanine 5 dye miR labelling kit; Cy5 dye Label IT miRNA Labeling Kit | Mirus Bio | MIR 9650 | |
| DNAse I | Roche Diagnostics GmbH | 10104159001 | (100 U/mL) |
| ELYRA PS.1 LSM 780 confocal microscope | Carl Zeiss Jena GmbH | ||
| FcR Blocking Reagent, human | Miltenyi Biotec GmbH | 130-059-901 | |
| bright green protein labeling kit; Oregon Green 488 Protein Labeling Kit | Thermo Fisher Scientific | O10241 | |
| aqueous mounting medium; Fluoroshield | Sigma-Aldrich GmbH | F6182 | |
| density gradient centrifugation tube; Leukosep Centrifuge Tube | Greiner Bio-One | 89048-932 | |
| MACS magnet holder; MACS MultiStand | Miltenyi Biotec GmbH | 130-042-303 | |
| MACS pre-separation filter | Miltenyi Biotec GmbH | 130-041-407 | 30 µm |
| MACS separation column (MS / LS) | Miltenyi Biotec GmbH | 130-042-201 / 130-042-401 | |
| MACS permanent magnet; MACS Separator | Miltenyi Biotec GmbH | 130-042-302 | |
| Millex-HV PVDF Filter | Merck | SLHV013SL | 0.45 μm |
| mouse IgG 2b-PE | Miltenyi Biotec GmbH | 130-092-215 | |
| amine reactive dye; Near-IR LIVE/DEAD Fixable Dead Cell Stain Kit | Thermo Fisher Scientific | L10119 | |
| human lymphocyte separating medium; Pancoll | Pan Biotech GmbH | P04-60500 | density: 1.077 g/mL |
| PBS | Pan Biotech GmbH | P04-53500 | without Ca and Mg |
| PEI | Sigma-Aldrich GmbH | 408727 | branched; 25 kDa |
| Penicillin/Streptomycin | Thermo Fisher Scientific | 15140122 | 100 U/mL, 100 μg/mL |
| PFA | Merck Schuchardt OHG | 1040051000 | |
| unlabelled precursor miR; Pre-miR miRNA Precursor Negative Control #1 | Ambion | AM17110 | |
| RBC lysis buffer | eBioscience | 00-4333-57 | |
| RNAse decontamination solution; RNaseZap | Thermo Fisher Scientific | AM9780 | |
| human lymphocyte medium; Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 medium | Pan Biotech GmbH | P04-16500 | |
| recombinant human cytokine supplement; StemSpan CC100 | Stemcell Technologies | 2690 | |
| serum-free haematopoietic cell expansion medium; StemSpan H3000 | Stemcell Technologies | 9800 | |
| Streptavidin MagneSphere Paramagnetic Particles | Promega Corporation | Z5481 | |
| Trypan Blue solution | Sigma-Aldrich GmbH | T8154 | 0.4 % |
| UltraPure EDTA | Thermo Fisher Scientific | 15575020 | 0.5 M; pH 8.0 |
| ZEN2011 software | Carl Zeiss Jena GmbH | ||
| NanoDrop 1000 Spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | ||
| Sonorex RK 100 SH sonicating water bath | Bandelin electronic | Ultrasonic nominal output: 80 W; Ultrasonic frequency: 35 kHz | |
Riferimenti
- Meregalli, M., Farini, A., Belicchi, M., Torrente, Y. CD133(+) cells isolated from various sources and their role in future clinical perspectives. Expert opinion on biological therapy. 10 (11), 1521-1528 (2010).
- Lee, S., Yoon, Y. -. S. Revisiting cardiovascular regeneration with bone marrow-derived angiogenic and vasculogenic cells. British journal of pharmacology. 169 (2), 290-303 (2013).
- Beksac, M., Preffer, F. Is it time to revisit our current hematopoietic progenitor cell quantification methods in the clinic?. Bone marrow transplantation. 47 (11), 1391-1396 (2012).
- Bongiovanni, D., et al. The CD133+ cell as advanced medicinal product for myocardial and limb ischemia. Stem cells and development. 23 (20), 2403-2421 (2014).
- Wang, X., et al. The Clinical Status of Stem Cell Therapy for Ischemic Cardiomyopathy. Stem cells international. 2015, 135023 (2015).
- Ma, N., et al. Intramyocardial delivery of human CD133+ cells in a SCID mouse cryoinjury model: Bone marrow vs. cord blood-derived cells. Cardiovascular research. 71 (1), 158-169 (2006).
- Rafii, S., Lyden, D. Therapeutic stem and progenitor cell transplantation for organ vascularization and regeneration. Nature medicine. 9 (6), 702-712 (2003).
- Wang, D., Gao, G. State-of-the-art human gene therapy: part I. Gene delivery technologies. Discovery medicine. 18 (97), 67-77 (2014).
- Sart, S., Ma, T., Li, Y. Preconditioning stem cells for in vivo delivery. BioResearch open access. 3 (4), 137-149 (2014).
- Liu, J., et al. Early stem cell engraftment predicts late cardiac functional recovery: preclinical insights from molecular imaging. Circulation. Cardiovascular imaging. 5 (4), 481-490 (2012).
- Lang, C., et al. In vivo comparison of the acute retention of stem cell derivatives and fibroblasts after intramyocardial transplantation in the mouse model. European journal of nuclear medicine and molecular imaging. 41 (12), 2325-2336 (2014).
- Goussetis, E., et al. Intracoronary infusion of CD133+ and CD133-CD34+ selected autologous bone marrow progenitor cells in patients with chronic ischemic cardiomyopathy: cell isolation, adherence to the infarcted area, and body distribution. Stem cells. 24 (10), 2279-2283 (2006).
- Caveliers, V., et al. In vivo visualization of 111In labeled CD133+ peripheral blood stem cells after intracoronary administration in patients with chronic ischemic heart disease. Q J Nucl Med Mol Imaging. 51 (1), 61-66 (2007).
- Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marbán, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circulation research. 106 (3), 479-494 (2010).
- Rosado-de-Castro, P. H., et al. Biodistribution of bone marrow mononuclear cells after intra-arterial or intravenous transplantation in subacute stroke patients. Regenerative medicine. 8 (2), 145-155 (2013).
- Kang, W. J., Kang, H. -. J., Kim, H. -. S., Chung, J. -. K., Lee, M. C., Lee, D. S. Tissue distribution of 18F-FDG-labeled peripheral hematopoietic stem cells after intracoronary administration in patients with myocardial infarction. Journal of nuclear medicine official publication, Society of Nuclear Medicine. 47 (8), 1295-1301 (2006).
- Blocklet, D., et al. Myocardial homing of nonmobilized peripheral-blood CD34+ cells after intracoronary injection. Stem cells. 24 (2), 333-336 (2006).
- Penicka, M., et al. One-day kinetics of myocardial engraftment after intracoronary injection of bone marrow mononuclear cells in patients with acute and chronic myocardial infarction. Heart (British Cardiac Society). 93 (7), 837-841 (2007).
- Schächinger, V., et al. Pilot trial on determinants of progenitor cell recruitment to the infarcted human myocardium. Circulation. 118 (14), 1425-1432 (2008).
- Dedobbeleer, C., et al. Myocardial homing and coronary endothelial function after autologous blood CD34+ progenitor cells intracoronary injection in the chronic phase of myocardial infarction. Journal of cardiovascular pharmacology. 53 (6), 480-485 (2009).
- Musialek, P., et al. Randomized transcoronary delivery of CD34(+) cells with perfusion versus stop-flow method in patients with recent myocardial infarction: Early cardiac retention of (m)Tc-labeled cells activity. Journal of nuclear cardiology official publication of the American Society of Nuclear Cardiology. 18 (1), 104-116 (2011).
- Kyrtatos, P. G., et al. Magnetic tagging increases delivery of circulating progenitors in vascular injury. JACC. Cardiovascular interventions. 2 (8), 794-802 (2009).
- Vandergriff, A. C., et al. Magnetic targeting of cardiosphere-derived stem cells with ferumoxytol nanoparticles for treating rats with myocardial infarction. Biomaterials. 35 (30), 8528-8539 (2014).
- Huang, Z., et al. Magnetic targeting enhances retrograde cell retention in a rat model of myocardial infarction. Stem cell research & therapy. 4 (6), 149 (2013).
- Yanai, A., et al. Focused magnetic stem cell targeting to the retina using superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Cell transplantation. 21 (6), 1137-1148 (2012).
- Arbab, A. S., Jordan, E. K., Wilson, L. B., Yocum, G. T., Lewis, B. K., Frank, J. A. In vivo trafficking and targeted delivery of magnetically labeled stem cells. Human gene therapy. 15 (4), 351-360 (2004).
- Cores, J., Caranasos, T. G., Cheng, K. Magnetically Targeted Stem Cell Delivery for Regenerative Medicine. Journal of functional biomaterials. 6 (3), 526-546 (2015).
- Cheng, K., et al. Magnetic enhancement of cell retention, engraftment, and functional benefit after intracoronary delivery of cardiac-derived stem cells in a rat model of ischemia/reperfusion. Cell transplant. 21 (6), 1121-1135 (2012).
- Li, W., et al. Enhanced thoracic gene delivery by magnetic nanobead-mediated vector. The journal of gene medicine. 10 (8), 897-909 (2008).
- Müller, P., et al. Magnet-Bead Based MicroRNA Delivery System to Modify CD133+ Stem Cells. Stem cells international. 2016, 7152761 (2016).
- Voronina, N., et al. Non-viral magnetic engineering of endothelial cells with microRNA and plasmid-DNA-An optimized targeting approach. Nanomedicine nanotechnology, biology, and medicine. , (2016).
- Noort, W. A., et al. Mesenchymal stromal cells to treat cardiovascular disease: strategies to improve survival and therapeutic results. Panminerva Med. 52 (1), 27-40 (2010).
- Jakob, P., Landmesser, U. Role of microRNAs in stem/progenitor cells and cardiovascular repair. Cardiovascular Research. 93 (4), 614-622 (2012).
- Sen, C. K. MicroRNAs as new maestro conducting the expanding symphony orchestra of regenerative and reparative medicine. Physiological genomics. 43 (10), 517-520 (2011).
- Papapetrou, E. P., Zoumbos, N. C., Athanassiadou, A. Genetic modification of hematopoietic stem cells with nonviral systems: past progress and future prospects. Gene therapy. 12, S118-S130 (2005).
- Chira, S., et al. Progresses towards safe and efficient gene therapy vectors. Oncotarget. 6 (31), 30675-30703 (2015).
- Hobel, S., Aigner, A. Polyethylenimines for siRNA and miRNA delivery in vivo. Wiley interdisciplinary reviews. Nanomedicine and nanobiotechnology. 5 (5), 484-501 (2013).
- Villate-Beitia, I., Puras, G., Zarate, J., Agirre, M., Ojeda, E., Pedraz, J. L., Hashad, D. First Insights into Non-invasive Administration Routes for Non-viral Gene Therapy. Gene Therapy – Principles and Challenges. , (2015).
- Cubillos-Ruiz, J. R., Sempere, L. F., Conejo-Garcia, J. R. Good things come in small packages: Therapeutic anti-tumor immunity induced by microRNA nanoparticles. Oncoimmunology. 1 (6), 968-970 (2012).
- Schade, A., et al. Magnetic nanoparticle based nonviral microRNA delivery into freshly isolated CD105(+) hMSCs. Stem Cells Int. 2014, 197154 (2014).
- Sutherland, D. R., Anderson, L., Keeney, M., Nayar, R., Chin-Yee, I. The ISHAGE guidelines for CD34+ cell determination by flow cytometry. International society of hematotherapy and graft engineering. Journal of hematotherapy. 5 (3), 213-226 (1996).
- Voronina, N., et al. Preparation and in vitro characterization of magnetized mir-modified endothelial cells. Journal of visualized experiments. (123), (2017).
- Stamm, C., et al. Intramyocardial delivery of CD133+ bone marrow cells and coronary artery bypass grafting for chronic ischemic heart disease:Safety and efficacy studies. The journal of thoracic and cardiovascular surgery. 133 (3), 717-725 (2007).
- King, A., et al. REpeated AutoLogous Infusions of STem cells In Cirrhosis (REALISTIC): A multicentre, phase II, open-label, randomised controlled trial of repeated autologous infusions of granulocyte colony-stimulating factor (GCSF) mobilised CD133+ bone marrow stem cells in patients with cirrhosis. A study protocol for a randomised controlled trial. BMJ open. 5 (3), e007700 (2015).
- Martinez, H. R., et al. Stem cell transplantation in amyotrophic lateral sclerosis patients: methodological approach, safety, and feasibility. Cell transplantation. 21 (9), 1899-1907 (2012).
- Jimenez-Quevedo, P., et al. Selected CD133(+) progenitor cells to promote angiogenesis in patients with refractory angina: final results of the PROGENITOR randomized trial. Circulation research. 115 (11), 950-960 (2014).
- Raval, A. N., et al. Bilateral administration of autologous CD133+ cells in ambulatory patients with refractory critical limb ischemia: lessons learned from a pilot randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Cytotherapy. 16 (12), 1720-1732 (2014).
- Andreone, P., et al. Reinfusion of highly purified CD133+ bone marrow-derived stem/progenitor cells in patients with end-stage liver disease: A phase I clinical trial. Digestive and liver disease. 47 (12), 1059-1066 (2015).
- Arici, V., et al. Autologous immuno magnetically selected CD133+ stem cells in the treatment of no-option critical limb ischemia: clinical and contrast enhanced ultrasound assessed results in eight patients. Journal of translational medicine. 13, 342 (2015).
- Zali, A., et al. Intrathecal injection of CD133-positive enriched bone marrow progenitor cells in children with cerebral palsy: feasibility and safety. Cytotherapy. 17 (2), 232-241 (2015).
- Al-Zoubi, A., et al. Transplantation of purified autologous leukapheresis-derived CD34+ and CD133+ stem cells for patients with chronic spinal cord injuries: long-term evaluation of safety and efficacy. Cell transplantation. 23, S25-S34 (2014).
- Isidori, A., et al. Positive selection and transplantation of autologous highly purified CD133(+) stem cells in resistant/relapsed chronic lymphocytic leukemia patients results in rapid hematopoietic reconstitution without an adequate leukemic cell purging. Biology of blood and marrow transplantation. 13 (10), 1224-1232 (2007).
- Nasseri, B. A., et al. Autologous CD133+ bone marrow cells and bypass grafting for regeneration of ischaemic myocardium: the Cardio133 trial. European heart journal. 35 (19), 1263-1274 (2014).
- Steinhoff, G., et al. Cardiac Function Improvement and Bone Marrow Response -: Outcome Analysis of the Randomized PERFECT Phase III Clinical Trial of Intramyocardial CD133(+) Application After Myocardial Infarction. EBioMedicine. 22, 208-224 (2017).
- Muller, P., et al. Intramyocardial fate and effect of iron nanoparticles co-injected with MACS(R) purified stem cell products. Biomaterials. 135, 74-84 (2017).
- Müller, P., Gaebel, R., Lemcke, H., Steinhoff, G., David, R. Data on the fate of MACS® MicroBeads intramyocardially co-injected with stem cell products. Data in brief. 13, 569-574 (2017).
- Skorska, A., et al. GMP-conformant on-site manufacturing of a CD133+ stem cell product for cardiovascular regeneration. Stem cell research & therapy. 8 (1), 33 (2017).
- Delyagina, E., Li, W., Ma, N., Steinhoff, G. Magnetic targeting strategies in gene delivery. Nanomedicine (Lond). 6 (9), 1593-1604 (2011).
- Schade, A., et al. Innovative strategy for microRNA delivery in human mesenchymal stem cells via magnetic nanoparticles. International journal of molecular sciences. 14 (6), 10710-10726 (2013).
- Delyagina, E., et al. Improved transfection in human mesenchymal stem cells: Effective intracellular release of pDNA by magnetic polyplexes. Nanomedicine. 9 (7), 999-1017 (2014).
- Yin, H., Kanasty, R. L., Eltoukhy, A. A., Vegas, A. J., Dorkin, J. R., Anderson, D. G. Non-viral vectors for gene-based therapy. Nature reviews. Genetics. 15 (8), 541-555 (2014).
- Chen, J., Guo, Z., Tian, H., Chen, X. Production and clinical development of nanoparticles for gene delivery. Molecular therapy. Methods & clinical development. 3, 16023 (2016).
- Juliano, R. L. The delivery of therapeutic oligonucleotides. Nucleic Acids Research. 44 (14), 6518-6548 (2016).
- Soenen, S. J., Rivera-Gil, P., Montenegro, J. -. M., Parak, W. J., de Smedt, S. C., Braeckmans, K. Cellular toxicity of inorganic nanoparticles: Common aspects and guidelines for improved nanotoxicity evaluation. Nano today. 6 (5), 446-465 (2011).
- Estelrich, J., Sánchez-Martín, M. J., Busquets, M. A. Nanoparticles in magnetic resonance imaging: From simple to dual contrast agents. International journal of nanomedicine. 10, 1727-1741 (2015).
