Lymfkliertest orofaryngeale aspiratie Model Ventilator-geassocieerde en ziekenhuizen opgelopen bacteriële longontsteking
Summary
Besmettelijke longontsteking is een van de meest voorkomende infecties bij de mens. Een passende in-vivo -model is van cruciaal belang voor het begrijpen van de pathogenese van de ziekte en het testen van de werkzaamheid van roman therapeutics. Met dit model lymfkliertest orofaryngeale aspiratie longontsteking, kan men de pathogenese en nieuwe behandelingen tegen deze dodelijke infecties onderzoeken.
Abstract
Lymfkliertest infectie modellen zijn van cruciaal belang voor het begrijpen van de pathogenese van de ziekte en het testen van de werkzaamheid van roman therapeutics ter bestrijding van de causatieve pathogenen. Besmettelijke longontsteking is een van de meest voorkomende infecties die door patiënten in de kliniek en garandeert dus een passende in-vivo -model. Typische longontsteking modellen gebruiken intranasale inoculatie, die deposito’s buitensporige organismen buiten de longen, waardoor af-target complicaties en symptomen, zoals sinusitis, gastritis, enteritis, fysieke trauma’s of microparticle condens om na te bootsen aërosol verspreiding meer typisch van virale, tuberculose of schimmel longontsteking. Deze modellen komen niet nauwkeurig overeen met de pathogenese van typische Gemeenschap – of gezondheidszorg-verworven bacteriële longontsteking. Daarentegen bootst dit lymfkliertest model van orofaryngeale aspiratie longontsteking het parcours van de druppel in gezondheidszorg opgelopen longontsteking. Enten van 50 µL van de bacteriën veroorzaakt schorsing in de orofarynx van narcose muizen reflexieve aspiratie, wat in longontsteking resulteert. Met dit model kan men onderzoeken de pathogenese van longontsteking-veroorzakende pathogenen en nieuwe behandelingen om deze ziekten te bestrijden.
Introduction
Infectie van de lagere luchtwegen is’s werelds dodelijkste overdraagbare ziekten en de meest voorkomende doodsoorzaak in ontwikkelingslanden1. Wereldwijd, deze infecties zijn goed voor meer dan 3.2 miljoen sterfgevallen1. Daarnaast nosocomiale pneumonie behoort tot de gemeenschappelijkste en dodelijke vormen van gezondheidszorg verworven infecties, en wordt veroorzaakt door de meeste antibiotica-resistente pathogenen2,3. De typische route van verwerving van bacteriële longontsteking voor beide Gemeenschap overgenomen en nosocomiale pneumonie is de ambitie van orofaryngeale inhoud in de longblaasjes. Lymfkliertest modellen gebruikt bij het bestuderen van deze ziekten vaak gebruiken intranasale inoculatie4, neerlegging van veel van de bacteriën buiten de longen, waardoor af-target complicaties en symptomen zoals sinusitis en fysieke trauma’s, die elkaar met de ziekte progressie in de mens die de modellen zijn ontworpen om te emuleren. Andere modellen kunnen gebruiken inademing chambers en micromisting apparaten, die nauwkeuriger nabootsen schimmel, virale en tuberculose pneumonieën, maar doen niet nauwkeurig de normale route van acquisitie voor typische bacteriële pneumonieën recapituleren.
De lymfkliertest orofaryngeale aspiratie pneumonie model kan worden gebruikt om na te bootsen de natuurlijke route en pathogenese van bacteriële longontsteking. Door inoculating 50 µL van de bacteriële suspensie in de orofarynx van narcose muizen met behulp van een precisiepipet, ontstaat reflexieve aspiratie, wat resulteert in infectieuze longontsteking. Met behulp van dit model, kan men de pathogenese van longontsteking-veroorzakende pathogenen en nieuwe behandelingen ter bestrijding van deze ziekten met een hogere betrouwbaarheid model, meer analoog aan aspiratie pneumonie infecties waargenomen in mens onderzoeken. Bovendien, in tegenstelling tot soortgelijke modellen die door de mondholte5,6 infecteren, dit model zorgt u ervoor dat de volledige entmateriaal de longen in plaats van de darm bereikt, waar het off-site ontstekingen en infecties, zoals gastritis kan veroorzaken en enteritis. Ten slotte, in tegenstelling tot een andere gepubliceerde model dat vereist een Laryngoscoop en inoculates via de luchtpijp7, dit model niet verhindert de luchtwegen met een maagsonde naald en vereist geen injectie voor entmateriaal levering. Inoculatie is daarentegen afhankelijk van de natuurlijke aspiratie reflex van de muis.
Protocol
Representative Results
Discussion
Om zeker te zijn, zijn muizen niet miniatuur mens. Muismodellen verkregen resultaten moeten worden beschouwd in de context en vervolgens geïnterpreteerd voor toepasbaarheid voor de mens, op basis van verschillen en overeenkomsten tussen de twee soorten6. Het is ook belangrijk om te kiezen van de juiste muis stam als bepaalde zijn meer vatbaar voor sommige infecties dan andere; hetzelfde geldt voor de pathogene stam van keuze16.
Het is essentieel…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd gesteund door de National Institute of Allergy and Infectious Diseases op de National Institutes of Health [Grant nummers R01 AI117211, R01 AI130060 R21 AI127954 en R42 AI106375 aan BS] en de Amerikaanse Food and Drug Administration [Contract HHSF223201710199C naar BML].
Materials
| Agar | BD | 214530 | Combine with TSB to make TSA |
| Beads, Borosilicate Glass | Kimble | 135003 | Sterilize by baking or autoclaving before each use |
| Beaker, 250 mL | Pyrex | 1003 | Used during precise aliquoting of concentrated bacterial inocula |
| Centrifuge | Sorvall | ST 40R | Capable of 4,000×g at 4°C |
| Chamber for Anesthesia | Kent Scientific Corporation | VetFlo-0720 | Accommodates up to 5 mice |
| Cryomold, Intermediate Size | Sakura Tissue-Tek | 4566 | Disposable vinyl specimen molds, 15×15×5 mm |
| Dental Floss | Oral-B | 37000469537 | Tie to stable post approx. 6" above table height |
| Forceps | VWR | 82027-440 | Used to gently pull tongue out of mouse's mouth |
| Homogenizer for Lung Tissue | Omni International | TM125-115 | Autoclave before first use; rinse between samples |
| Isoflurane for Anesthesia | Abbott | 10015516 | Alternative drug can be used; modify procedure accordingly |
| iSTAT Cartridge | Abbott | 03P79-25 | Various cartridges are available to suit your needs |
| Ketamine, 100 mg/mL | Western Medical Supply | 4165 | Dilute 1:10 in PBS to 1 mg/mL and combine with Xylazine at 1 mg/mL |
| Ointment for Eyes | Akorn | Tears Renewed | Avoid touching eye with tip of dispenser |
| Optimal Cutting Temperature (O.C.T.) Compound | Fisher Scientific | 23-730-571 | Used to freeze lung samples at -80 °C to prepare for pathology sectioning |
| Petri Dish | VWR | 25384-302 | Polystyrene, disposable, sterilized, 100×15 mm |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS) | Corning | 21-031-CM | Dulbecco's PBS without calcium and magnesium |
| Pipette Tips, 200-μL | VWR | 10017-044 | Autoclave before use |
| Pipetter, 200-μL | Gilson | Pipetman P200 | Autoclave and calibrate before use |
| Spreader, Bacterial Cell | Bel-Art | F377360006 | Sterilize by baking or autoclaving before each use |
| Stir Bar, Magnetic, 7.9 mm Diameter × 38.1 mm Length | VWR | 58948-150 | Used for stiring concentrated bacterial inocula during aliquoting |
| Stir Plate, Magnetic | Corning | PC-620D | Used for stiring concentrated bacterial inocula during aliquoting |
| Tryptic Soy Broth (TSB) | BD | 211822 | Combine with Agar to make TSA |
| Vial, Conical, Sterile, 50 mL | Corning | 431720 | Used for preparing bacterial inocula |
| Vial, Conical, Sterile, 500 mL | Corning | 431123 | Used to concentrate inocula for preparing frozen inocula |
| Vial, Cryogenic, 2.0 mL | Corning | 430659 | Used for cryogenic storage of concentrated bacterial inocula |
| Xylazine, 20 mg/mL | Akorn | AnaSed Injection | Dilute 1:20 in PBS to 1 mg/mL and combine with Ketamine at 1 mg/mL |
Riferimenti
- Spellberg, B., Talbot, G. H. Recommended Design Features of Future Clinical Trials of Antibacterial Agents for Hospital-Acquired Bacterial Pneumonia and Ventilator-Associated Bacterial Pneumonia. Clinical Infectious Diseases. 51 (S1), S150-S170 (2010).
- Kalil, A. C., et al. Management of Adults With Hospital-acquired and Ventilator-associated Pneumonia: 2016 Clinical Practice Guidelines by the Infectious Diseases Society of America and the American Thoracic Society. Clinical Infectious Diseases. 63 (5), e61-e111 (2016).
- Medina, E. Murine model of pneumococcal pneumonia. Methods in Molecular Biology. , 405-410 (2010).
- Azoulay-Dupuis, E., et al. In vivo efficacy of a new fluoroquinolone, sparfloxacin, against penicillin-susceptible and -resistant and multiresistant strains of Streptococcus pneumoniae in a mouse model of pneumonia. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 36 (12), 2698-2703 (1992).
- Mizgerd, J. P., Skerrett, S. J. Animal models of human pneumonia. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (3), L387-L398 (2008).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), (2011).
- Nielsen, T. B., Bruhn, K. W., Pantapalangkoor, P., Junus, J. L., Spellberg, B. Cryopreservation of virulent Acinetobacter baumannii to reduce variability of in vivo studies. BMC Microbiology. 15, 252 (2015).
- Trammell, R. A., Toth, L. A. Markers for predicting death as an outcome for mice used in infectious disease research. Comparative Medicine. 61 (6), 492-498 (2011).
- Bast, D. J., et al. Novel murine model of pneumococcal pneumonia: use of temperature as a measure of disease severity to compare the efficacies of moxifloxacin and levofloxacin. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (9), 3343-3348 (2004).
- Hankenson, F. C., et al. Weight loss and reduced body temperature determine humane endpoints in a mouse model of ocular herpesvirus infection. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 52 (3), 277-285 (2013).
- Adamson, T. W., Diaz-Arevalo, D., Gonzalez, T. M., Liu, X., Kalkum, M. Hypothermic endpoint for an intranasal invasive pulmonary aspergillosis mouse model. Comparative Medicine. 63 (6), 477-481 (2013).
- Nielsen, T. B., et al. Diabetes Exacerbates Infection via Hyperinflammation by Signaling through TLR4 and RAGE. mBio. 8 (4), (2017).
- Nielsen, T. B., et al. Monoclonal Antibody Protects Against Acinetobacter baumannii Infection by Enhancing Bacterial Clearance and Evading Sepsis. Journal of Infectious Diseases. 216 (4), 489-501 (2017).
- Cheng, B. L., et al. Evaluation of serotypes 5 and 8 capsular polysaccharides in protection against Staphylococcus aureus in murine models of infection. Human Vaccine Immunotherapy. 13 (7), 1609-1614 (2017).
- Wong, D., et al. Clinical and Pathophysiological Overview of Acinetobacter Infections: a Century of Challenges. Clinical Microbiology Reviews. 30 (1), 409-447 (2017).
