Summary

Murine orofaryngeal aspirasjon modell av vifte-assosiert og sykehus-ervervet bakteriell lungebetennelse

Published: June 28, 2018
doi:

Summary

Smittsomme lungebetennelse er blant de vanligste infeksjonene i menneskelig. En passende i vivo modell er avgjørende for forstå sykdom patogenesen og teste effekten av romanen therapeutics. Med denne murine orofaryngeal aspirasjon lungebetennelse modellen, kan en undersøke patogenesen og nye behandlinger mot disse dødelige infeksjoner.

Abstract

Murine infeksjon modeller er avgjørende for å forstå sykdom patogenesen og teste effekten av romanen therapeutics designet for å bekjempe forårsaker patogener. Smittsomme lungebetennelse er blant de vanligste infeksjonene presenteres av pasienter i klinikken og garanterer dermed en passende i vivo -modell. Typisk lungebetennelse modeller bruker intranasal vaksinasjon, som innskudd overdreven organismer utenfor lungene, forårsaker off-målet komplikasjoner og symptomer som sinusitis, gastritt, enteritt, fysiske traumer eller microparticle misting for å etterligne aerosol spre mer typisk for viral, tuberculous eller fungal lungebetennelse. Disse modellene gjenspeiler ikke nøyaktig patogenesen av typiske samfunnet eller helse-ervervet bakteriell lungebetennelse. I kontrast etterligner denne murine modellen av orofaryngeal aspirasjon lungebetennelse slippverktøy ruten i healthcare ervervet lungebetennelse. Suspensjon i oropharynx bedøvet mus vaksinere 50 µL av bakterier som forårsaker refleksiv aspirasjon, som resulterer i lungebetennelse. Med denne modellen, kan en undersøke patogenesen av lungebetennelse-forårsaker patogener og nye behandlinger for å bekjempe disse sykdommene.

Introduction

Lavere luftveisinfeksjon er verdens dødeligste smittsomme sykdommer og den vanligste årsaken til dødsfall i utviklingsland1. Globalt, utgjør disse infeksjonene mer enn 3,2 millioner dødsfall1. I tillegg nosocomial lungebetennelse er blant de vanligste og dødelige formene for helsetjenester ervervet infeksjoner, og er forårsaket av den mest antibiotika-resistente patogener2,3. Oppkjøpet av bakteriell lungebetennelse både markedsstøtte ervervet og nosocomial lungebetennelse typisk ruten blir orofaryngeal innhold i alveoler. Murine modeller brukes til å studere disse sykdommene ofte bruke intranasal inoculation4, innskudd mye av bakterier utenfor lungene, forårsaker off-målet komplikasjoner og symptomer som bihulebetennelse og fysiske traumer, som er incongruent med sykdommen fremdrift i mennesket som modellene var designet for å etterligne. Andre modeller kan bruke innånding kamre og micromisting enheter, som mer nøyaktig etterligne viral, tuberculous og fungal lungebetennelser, men ikke nøyaktig er recapitulate den vanlige ruten for kjøp for vanlig bakteriell lungebetennelser.

Murine orofaryngeal aspirasjon lungebetennelse modellen kan brukes til å simulere naturlig ruten og patogenesen ved bakteriell lungebetennelse. Av vaksinere 50 µL av bakteriell suspensjon i oropharynx bedøvet mus med en pipette, følger refleksiv aspirasjon, som resulterer i smittsomme lungebetennelse. Bruker denne modellen, kan en undersøke patogenesen av lungebetennelse-forårsaker patogener og nye behandlinger for å bekjempe disse sykdommene med en høyere fidelity modell, mer slik som aspirasjon lungebetennelse infeksjoner i mennesker. I tillegg, i motsetning til lignende modeller som infisere gjennom munnhulen5,6, sikrer denne modellen at hele inoculum når lungene i stedet for tarmen, kan forårsake off-site betennelser og infeksjoner, som gastritt og enteritt. Til slutt, i motsetning til en annen publiserte modell som krever en laryngoskop og inoculates gjennom spor7, denne modellen hindrer ikke luftveiene med en gavage nål og krever ikke injeksjon for inoculum levering. I stedet er inoculation avhengig av den naturlige aspirasjon refleks museklikk.

Protocol

Alle prosedyrer som involverer dyr må godkjennes av forskerens institusjonelle Animal Care og bruk Committee (IACUC). 1. utarbeidelse av bakteriell Inoculum Isolere bakteriell koloniene. Strek en bakteriell belastning (f.eks A. baumannii “HUMC1”) på aktuelle sterilt agar medium (f.eksTryptic soya agar), være forsiktig å generere isolert kolonier. Ruge på riktig forhold (f.eksovernatting på 37 ° C). V…

Representative Results

Ved å nøye følge protokollen, oppnås reproduserbare og robust enkelt. Det er kritisk til en tilpasset inoculum forberedelse protokoll for eksperimenter sammenlignes med en hverandre. Det er også viktig å håndtere mus under infeksjon prosedyren. Husk å plassere mus i en bedøvelse kammer uten isoflurane. Mus vil få panikk hvis de plasseres i et kammer som er pre fylt med isoflurane og erfarer overskytende stress, som kan muligens kompromittere eksperimentelle resultater. Etter å …

Discussion

Å være sikker, er mus ikke miniatyr mennesker. Resultatene fra musen modeller må vurderes i sammenheng og deretter tolkes for anvendelighet til mennesker, basert på forskjeller og likheter mellom de to arter6. Det er også viktig å velge riktig musen belastningen som enkelte er mer utsatt for noen infeksjoner enn andre. det samme gjelder patogen belastningen valg16.

Det er viktig å utføre infeksjoner i en krevende og svært reproduserbar m…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av National Institute of Allergy og smittsomme sykdommer på National Institutes of Health [Grant tall R01 AI117211, R01 AI130060, R21 AI127954 og R42 AI106375 til BS] og US Food and Drug Administration [kontrakt HHSF223201710199C til BML].

Materials

Agar BD 214530 Combine with TSB to make TSA
Beads, Borosilicate Glass Kimble 135003 Sterilize by baking or autoclaving before each use
Beaker, 250 mL Pyrex 1003 Used during precise aliquoting of concentrated bacterial inocula
Centrifuge Sorvall ST 40R Capable of 4,000×g at 4°C
Chamber for Anesthesia Kent Scientific Corporation VetFlo-0720 Accommodates up to 5 mice
Cryomold, Intermediate Size Sakura Tissue-Tek 4566 Disposable vinyl specimen molds, 15×15×5 mm
Dental Floss Oral-B 37000469537 Tie to stable post approx. 6" above table height
Forceps VWR 82027-440 Used to gently pull tongue out of mouse's mouth
Homogenizer for Lung Tissue Omni International TM125-115 Autoclave before first use; rinse between samples
Isoflurane for Anesthesia Abbott 10015516 Alternative drug can be used; modify procedure accordingly
iSTAT Cartridge Abbott 03P79-25 Various cartridges are available to suit your needs
Ketamine, 100 mg/mL Western Medical Supply 4165 Dilute 1:10 in PBS to 1 mg/mL and combine with Xylazine at 1 mg/mL
Ointment for Eyes Akorn Tears Renewed Avoid touching eye with tip of dispenser
Optimal Cutting Temperature (O.C.T.) Compound Fisher Scientific 23-730-571 Used to freeze lung samples at -80 °C to prepare for pathology sectioning
Petri Dish VWR 25384-302 Polystyrene, disposable, sterilized, 100×15 mm
Phosphate-Buffered Saline (PBS) Corning 21-031-CM Dulbecco's PBS without calcium and magnesium
Pipette Tips, 200-μL VWR 10017-044 Autoclave before use
Pipetter, 200-μL Gilson Pipetman P200 Autoclave and calibrate before use
Spreader, Bacterial Cell Bel-Art F377360006 Sterilize by baking or autoclaving before each use
Stir Bar, Magnetic, 7.9 mm Diameter × 38.1 mm Length VWR 58948-150 Used for stiring concentrated bacterial inocula during aliquoting
Stir Plate, Magnetic Corning PC-620D Used for stiring concentrated bacterial inocula during aliquoting
Tryptic Soy Broth (TSB) BD 211822 Combine with Agar to make TSA
Vial, Conical, Sterile, 50 mL Corning 431720 Used for preparing bacterial inocula
Vial, Conical, Sterile, 500 mL Corning 431123 Used to concentrate inocula for preparing frozen inocula
Vial, Cryogenic, 2.0 mL Corning 430659 Used for cryogenic storage of concentrated bacterial inocula
Xylazine, 20 mg/mL Akorn AnaSed Injection Dilute 1:20 in PBS to 1 mg/mL and combine with Ketamine at 1 mg/mL

Riferimenti

  1. Spellberg, B., Talbot, G. H. Recommended Design Features of Future Clinical Trials of Antibacterial Agents for Hospital-Acquired Bacterial Pneumonia and Ventilator-Associated Bacterial Pneumonia. Clinical Infectious Diseases. 51 (S1), S150-S170 (2010).
  2. Kalil, A. C., et al. Management of Adults With Hospital-acquired and Ventilator-associated Pneumonia: 2016 Clinical Practice Guidelines by the Infectious Diseases Society of America and the American Thoracic Society. Clinical Infectious Diseases. 63 (5), e61-e111 (2016).
  3. Medina, E. Murine model of pneumococcal pneumonia. Methods in Molecular Biology. , 405-410 (2010).
  4. Azoulay-Dupuis, E., et al. In vivo efficacy of a new fluoroquinolone, sparfloxacin, against penicillin-susceptible and -resistant and multiresistant strains of Streptococcus pneumoniae in a mouse model of pneumonia. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 36 (12), 2698-2703 (1992).
  5. Mizgerd, J. P., Skerrett, S. J. Animal models of human pneumonia. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (3), L387-L398 (2008).
  6. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), (2011).
  7. Nielsen, T. B., Bruhn, K. W., Pantapalangkoor, P., Junus, J. L., Spellberg, B. Cryopreservation of virulent Acinetobacter baumannii to reduce variability of in vivo studies. BMC Microbiology. 15, 252 (2015).
  8. Trammell, R. A., Toth, L. A. Markers for predicting death as an outcome for mice used in infectious disease research. Comparative Medicine. 61 (6), 492-498 (2011).
  9. Bast, D. J., et al. Novel murine model of pneumococcal pneumonia: use of temperature as a measure of disease severity to compare the efficacies of moxifloxacin and levofloxacin. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (9), 3343-3348 (2004).
  10. Hankenson, F. C., et al. Weight loss and reduced body temperature determine humane endpoints in a mouse model of ocular herpesvirus infection. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 52 (3), 277-285 (2013).
  11. Adamson, T. W., Diaz-Arevalo, D., Gonzalez, T. M., Liu, X., Kalkum, M. Hypothermic endpoint for an intranasal invasive pulmonary aspergillosis mouse model. Comparative Medicine. 63 (6), 477-481 (2013).
  12. Nielsen, T. B., et al. Diabetes Exacerbates Infection via Hyperinflammation by Signaling through TLR4 and RAGE. mBio. 8 (4), (2017).
  13. Nielsen, T. B., et al. Monoclonal Antibody Protects Against Acinetobacter baumannii Infection by Enhancing Bacterial Clearance and Evading Sepsis. Journal of Infectious Diseases. 216 (4), 489-501 (2017).
  14. Cheng, B. L., et al. Evaluation of serotypes 5 and 8 capsular polysaccharides in protection against Staphylococcus aureus in murine models of infection. Human Vaccine Immunotherapy. 13 (7), 1609-1614 (2017).
  15. Wong, D., et al. Clinical and Pathophysiological Overview of Acinetobacter Infections: a Century of Challenges. Clinical Microbiology Reviews. 30 (1), 409-447 (2017).
check_url/it/57672?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Nielsen, T. B., Yan, J., Luna, B., Spellberg, B. Murine Oropharyngeal Aspiration Model of Ventilator-associated and Hospital-acquired Bacterial Pneumonia. J. Vis. Exp. (136), e57672, doi:10.3791/57672 (2018).

View Video