Summary

Vivo에서 심장 관련 예측에 관한-스폰지의 Nanovector 납품

Published: June 15, 2018
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Summary

조직 관련 예측에 관한 저해는 예측에 관한 분야에서 저 개발 하는 기술 이다. 여기, 우리가 성공적으로 마음에서 myoblast 셀에서 미르-181 예측에 관한 가족을 억제 하기 위해 프로토콜을 설명 합니다. Nanovector 기술 한 예측에 관한 중요 한 비보에 심장 관련 미르-181 가족 억제를 보여 주는 스폰지 제공 하는 데 사용 됩니다.

Abstract

예측에 관한 (미르)은 작은 비 코딩 RNA는 post-transcriptional 메신저 RNA (mRNA) 식 억제. 인간의 질병, 암 및 심장 혈관 질병, 같은 조직 및/또는 질병 진행과 관련 된 셀 전용 미르 식 활성화를 표시 되었습니다. MiRNA 식의 억제 치료 적 개입에 대 한 가능성을 제공합니다. 그러나, miRNAs, antagomir oligonucleotides 채용을 억제 하는 기존의 방법과 글로벌 배달 시 특정 miRNA의 기능에 영향을. 여기, 우리가 쥐 모델에서 미르-181 가족의 비보에 심장 관련 금지에 대 한 프로토콜을 제시. 미르-스폰지 구조는 10 반복된 안티 miR-181 바인딩 시퀀스를 포함 하도록 설계 되었습니다. 심장 관련 α-MHC 발기인은 심장 관련 미르-181 미르-스펀지 식 드라이브를 pEGFP 등뼈에 복제 됩니다. 안정적인 셀을 만들려면 미르-181-스폰지, myoblast H9c2 셀을 표현 하는 라인 α-MHC-EGFP-miR-181-sponge 구조와 페 되 고 형광 활성화 된 세포 (FACs) 네오 마이 신으로 교양 GFP 긍정적인 H9c2 세포로 정렬 하 여 정렬 (G418)입니다. 네오 마이 신에 안정적인 성장, 단일 클로 널 세포 인구 추가 FACs 및 단일 세포 복제에 의해 설립 됩니다. 결과 myoblast H9c2-미르-181-스폰지-GFP 셀 미르-181 대상 단백질의 증가 된 표현을 통해 평가 미르-181 가족 구성원의 기능의 손실을 전시 하 고 출 격 비 기능 스폰지를 표현 하는 H9c2 세포에 비해. 또한, 우리는 complexing 긍정적으로 자주 나노 입자를 충전 하 고 부정적으로 위탁 미르-181-스폰지 플라스 미드에 의해 미르-181-스폰지 구문의 체계적 전달에 대 한 nanovector를 개발 한다. GFP의 이미징 vivo에서 3 주 기간 동안에 nanovector의 여러 꼬리 정 맥 주사는 심장 특정 방식으로 미르-181-스폰지의 중요 한 식 홍보 수 있습니다 밝혀. 중요 한 것은, 미르-181 기능의 상실 심 혼 직물에는 신장 이나 간만 관측 된다. 미르-스폰지 조직 관련 미르 식 억제 하는 강력한 방법입니다. 미르-스폰지 식 조직 특정 발기인에서 운전 대상된 기관 또는 조직에 국한 될 수 미르 저해에 대 한 특이성을 제공 합니다. 또한, nanovector 및 미르-스폰지 기술을 결합 한 효과적인 배달 및 조직 관련 미르 저해에서 vivo에서허용 합니다.

Introduction

지난 2 년간 인간의 질병에 miRNAs의 중요 한 역할을 지적 하는 수많은 연구 되었습니다. 문학의 큰 몸 결과 miRNAs 질병, 암1 등 심혈 관 질환2,3,,45의 이상에의 명백한 중요성을 보여 줍니다. 예를 들어, 미르-21는 증가 세포 주기, 세포 확산6결과 많은 암에 upregulated입니다. C 형 간염 감염에서 미르-1227바이러스 복제에 중요 한 역할 하 고 미르-122의 저해 바이러스 부하8감소 표시 되었습니다. 심장 비 대에서 미르-212/132에에서 upregulated 이며 병 적인 표현 형9에 관여. downregulation의 명백한 중요성 또는 upregulated miRNA의 기능 억제 치료로 거의 모든 질병에 미르 생물학을 악용에 대 한 기회를 제안 합니다.

4 미르-181 가족 구성원, 미르-181a/b/c/d, 인간 게놈에 있는 3 개의 genomic 위치에서 찾을 수 있습니다. 비 코딩 RNA 호스트 유전자 (MIR181A1-HG)의 intronic 지역 미르-181-a/b-1의 클러스터를 인코딩합니다. NR6A1 유전자의 intronic 지역 미르-181-a/b-2를 인코딩합니다. 미르-181-c/d 클러스터는 염색체 19에 새롭거나 사본에 있습니다. 모든 미르-181 가족 같은 “씨앗” 시퀀스를 공유 하 고 모든 4 명의 미르-181 가족 구성원 잠재적으로 동일한 mRNA 표적을 통제할 수 있다.

우리3,410 말기 심장 마비 동안 미르-181 가족의 중요성을 강조 했다. 우리는 또한 미르-181 c upregulation는 타입 II 당뇨병 등 심장 질환의 위험 증가, 비만, 노화3,,45와 관련 된 병 적인 조건 하에서 발생 하는 것을 인식 했다. 그것은 overexpression 미르-181 c의 산화 스트레스는 심장 부전4에 이르게 하면 가정 되었습니다.

미토 콘 드리 아11,12,,1314에 존재 하는 miRNA 하지만 우리 미르-181 c 처리, 핵 게놈에서 파생 된 증명을 최초로 여러 그룹 제안 및 그 후 translocated RISC3에서 미토 콘 드리 아에. 또한, 우리 심장5의 미토 콘 드리 아 구획에 181a 미르와 미르-181b 낮은 식을 감지 했습니다. 중요 한 것은, 우리는 발견 그 미르-181 c 누르는 mt COX1 mRNA 식 miRNAs 미토 콘 드리 아 유전자 규칙에 참여 하 고 미토 콘 드리 아 기능3,4를 변경 함으로써 시연.

이 문서는 cardiomyocytes에 미르-181 가족 전체를 허물고 미르-스폰지를 디자인 하는 데 필요한 방법론을 설명 합니다. 또한, 우리 미르-181-스폰지의 비보에 응용 프로그램에 대 한 프로토콜을 설명합니다.

Protocol

모든 실험 절차는 기관 동물 관리 및 사용 위원회의 존스 홉킨스 대학에 의해 승인 되었다. 1. 스폰지 디자인 바인딩 3′ UTR 예측에 관한참고: 특정 기본 쌍 상호 작용을 통해 3′ 되지 않은 지역 (UTR)에 부분적으로 무료 사이트와 그것의 표적 mRNAs의 A 미르 기능 (종합적인 검토에 대 한 참조 Bartel)15. MiRNA 식 oligonucleotides 상당한 complemen…

Representative Results

안정적으로 transfected pEGFP-미르-181-스폰지-표현 H9c2 세포에서 (4.2 단계)에서 미르-181 가족 전체 (미르 181a, 미르 181b, 미르-181 c, 그리고 미르-181 d)의 표현 알맞게 H9c2 셀 pEGFP 발진 표현에 상대적으로 감소 했다. 그래서 우리가 예상 전체 미르-181 가족의 경쟁적 억제제로 미르-181-스폰지 역할 mt COX1 증가 식은 미르-181 c의 미토 콘 드리 아 유전자를 대상. 서쪽 오 점 데이터 제안 mt…

Discussion

이 문서 설계 및 합성 미르-스폰지의 설명 하 고 어떻게 조직 전용 스폰지의 식이 조직 관련 미르 가족 식 억제 하는 강력한 도구 설명.

우리 심장 전용 모터와 스폰지를 대상으로 하는 미르-181 가족 식 플라스 미드로 복제 될 수 있습니다 설명 했다. 플라스 미드를 효율적으로 전달에 대 한 nanovector 입자에 포장 될 수 있다 생체 외에서 그리고 vivo에서 각각 electropor…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리 학과의 생화학 및 분자 생물학의 안토니 K. L. 렁 감사, 블룸버그 공중 보건의, 존스 홉킨스 대학 그의 기술에 대 한 미르-181-스폰지 구조 설계 도움. 우리는 또한 한국 Sysa-샤와 부의 분자와 비교 Pathobiology, 미르-스폰지 배달의 vivo에서 화상 진 찰에 의해 그들의 기술 지원에 대 한 존스 홉킨스 의료 기관의 캐슬 린 Gabrielson 감사합니다.

이 작품은 NIH, (찰스 스 틴 버 켄)를 HL39752에서에서 교부 금에 의해 그리고 과학자 개발에서에서 교부 금 미국 심장 협회 14SDG18890049 (Samarjit Das)에 의해 지원 되었다. 쥐 심장 관련 발기인 아낌없이 제프리 D. Molkentin 신시내티 아동 병원에 의해 제공 되었다.

Materials

pEGFP-C1 vector Addgene 6084-1
In-fusion Clontech 121416
QIAprep Miniprep Qiagen 27104
QIAquick Gel Extraction Kit Qiagen 28704
miR-181-sponge synthesis Introgen GeneArt custome made
PCR primers Integrated DNA Technologies custome
EcoRI enzymes New Endland Biolabs R0101S
KpnI enzymes New Endland Biolabs R0142S
Rapid DNA Ligation Kit Sigma-Aldrich 11635379001
H9c2 cells ATCC CRL-1446
DMEM Media Thermo Fisher Scientific 11965092
Fetal Bovine Serum Thermo Fisher Scientific 10082139
Nucleofector 2b Device Lonza AAB-1001
Nucleofector Kits for H9c2 (2-1) Lonza VCA-1005
G418, Geneticin Thermo Fisher Scientific 11811023
FACSAria II Flow cytometer BD Bioscience 644832
Branson 450 sonifier Marshall Scientific EDP 100-214-239
The Xenogen IVIS Spectrum optical imaging device Caliper Life Sciences
Anti-MTCO1 antibody Abcam ab14705
α-tubulin antibody Abcam ab7291
Sequoia C256 ultrasound system Siemens

Riferimenti

  1. Hammond, S. M. microRNA detection comes of age. Nat Methods. 3 (1), 12-13 (2006).
  2. van Rooij, E., Olson, E. N. MicroRNAs: powerful new regulators of heart disease and provocative therapeutic targets. The Journal of Clinical Investigation. 117 (9), 2369-2376 (2007).
  3. Das, S., et al. Nuclear miRNA regulates the mitochondrial genome in the heart. Circulation Research. 110 (12), 1596-1603 (2012).
  4. Das, S., et al. miR-181c regulates the mitochondrial genome, bioenergetics, and propensity for heart failure in vivo. PLoS One. 9 (5), e96820 (2014).
  5. Das, S., et al. Divergent effects of miR-181 family members on myocardial function through protective cytosolic and detrimental mitochondrial microRNA targets. Journal of the American Heart Association. 6 (3), e004694 (2017).
  6. Sicard, F., Gayral, M., Lulka, H., Buscail, L., Cordelier, P. Targeting miR-21 for the therapy of pancreatic cancer. Molecular Therapy. 21 (5), 986-994 (2013).
  7. Jopling, C. L., Yi, M., Lancaster, A. M., Lemon, S. M., Sarnow, P. Modulation of hepatitis C virus RNA abundance by a liver-specific microRNA. Science. 309 (5740), 1577-1581 (2005).
  8. Lanford, R. E., et al. Therapeutic silencing of microRNA-122 in primates with chronic hepatitis C virus infection. Science. 327 (5962), 198-201 (2010).
  9. Ucar, A., et al. The miRNA-212/132 family regulates both cardiac hypertrophy and cardiomyocyte autophagy. Nature Communications. 3, 1078 (2012).
  10. Zhu, X., et al. Identification of micro-RNA networks in end-stage heart failure because of dilated cardiomyopathy. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 17 (9), 1173-1187 (2013).
  11. Bandiera, S., et al. Nuclear outsourcing of RNA interference components to human mitochondria. PLoS One. 6 (6), e20746 (2011).
  12. Barrey, E., et al. Pre-microRNA and mature microRNA in human mitochondria. PLoS One. 6 (5), e20220 (2011).
  13. Bian, Z., et al. Identification of mouse liver mitochondria-associated miRNAs and their potential biological functions. Cell Research. 20 (9), 1076-1078 (2010).
  14. Kren, B. T., et al. MicroRNAs identified in highly purified liver-derived mitochondria may play a role in apoptosis. RNA Biology. 6 (1), 65-72 (2009).
  15. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  16. Molkentin, J. D., Jobe, S. M., Markham, B. E. Alpha-myosin heavy chain gene regulation: delineation and characterization of the cardiac muscle-specific enhancer and muscle-specific promoter. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 28 (6), 1211-1225 (1996).
  17. Poliseno, L., et al. A coding-independent function of gene and pseudogene mRNAs regulates tumour biology. Nature. 465 (7301), 1033-1038 (2010).
  18. Henao-Mejia, J., et al. The microRNA miR-181 is a critical cellular metabolic rheostat essential for NKT cell ontogenesis and lymphocyte development and homeostasis. Immunity. 38 (5), 984-997 (2013).
  19. Williams, A., Henao-Mejia, J., Harman, C. C., Flavell, R. A. miR-181 and metabolic regulation in the immune system. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. 78, 223-230 (2013).
  20. Hori, D., et al. miR-181b regulates vascular stiffness age dependently in part by regulating TGF-beta signaling. PLoS One. 12 (3), e0174108 (2017).
  21. Ebert, M. S., Sharp, P. A. MicroRNA sponges: progress and possibilities. RNA. 16 (11), 2043-2050 (2010).
  22. Ma, L., et al. Therapeutic silencing of miR-10b inhibits metastasis in a mouse mammary tumor model. Nature Biotechnology. 28 (4), 341-347 (2010).
  23. Davis, S., Lollo, B., Freier, S., Esau, C. Improved targeting of miRNA with antisense oligonucleotides. Nucleic Acids Research. 34 (8), 2294-2304 (2006).
  24. Davis, S., et al. Potent inhibition of microRNA in vivo without degradation. Nucleic Acids Research. 37 (1), 70-77 (2009).
  25. Elmen, J., et al. LNA-mediated microRNA silencing in non-human primates. Nature. 452 (7189), 896-899 (2008).
  26. Esau, C. C. Inhibition of microRNA with antisense oligonucleotides. Methods. 44 (1), 55-60 (2008).
  27. Stenvang, J., Kauppinen, S. MicroRNAs as targets for antisense-based therapeutics. Expert Opinion on Biological Therapy. 8 (1), 59-81 (2008).
  28. Lennox, K. A., Behlke, M. A. A direct comparison of anti-microRNA oligonucleotide potency. Pharmaceutical Research. 27 (9), 1788-1799 (2010).
  29. Lennox, K. A., Behlke, M. A. Chemical modification and design of anti-miRNA oligonucleotides. Gene Therapy. 18 (12), 1111-1120 (2011).
  30. van Rooij, E., Olson, E. N. MicroRNA therapeutics for cardiovascular disease: opportunities and obstacles. Nature Reviews. Drug Discovery. 11 (11), 860-872 (2012).
  31. Stenvang, J., Petri, A., Lindow, M., Obad, S., Kauppinen, S. Inhibition of microRNA function by antimiR oligonucleotides. Silence. 3 (1), 1 (2012).
  32. Levin, A. A. A review of the issues in the pharmacokinetics and toxicology of phosphorothioate antisense oligonucleotides. Biochimica et Biophysica Acta. 1489 (1), 69-84 (1999).
  33. Flynt, A. S., Li, N., Thatcher, E. J., Solnica-Krezel, L., Patton, J. G. Zebrafish miR-214 modulates Hedgehog signaling to specify muscle cell fate. Nature Genetics. 39 (2), 259-263 (2007).
  34. Kloosterman, W. P., Lagendijk, A. K., Ketting, R. F., Moulton, J. D., Plasterk, R. H. Targeted inhibition of miRNA maturation with morpholinos reveals a role for miR-375 in pancreatic islet development. PLoS Biology. 5 (8), e203 (2007).
  35. Martello, G., et al. MicroRNA control of Nodal signalling. Nature. 449 (7159), 183-188 (2007).
  36. Fabani, M. M., Gait, M. J. miR-122 targeting with LNA/2′-O-methyl oligonucleotide mixmers, peptide nucleic acids (PNA), and PNA-peptide conjugates. RNA. 14 (2), 336-346 (2008).
  37. Fabani, M. M., et al. Efficient inhibition of miR-155 function in vivo by peptide nucleic acids. Nucleic Acids Research. 38 (13), 4466-4475 (2010).
  38. Babar, I. A., et al. Nanoparticle-based therapy in an in vivo microRNA-155 (miR-155)-dependent mouse model of lymphoma. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (26), E1695-E1704 (2012).
  39. Torres, A. G., et al. Chemical structure requirements and cellular targeting of microRNA-122 by peptide nucleic acids anti-miRs. Nucleic Acids Research. 40 (5), 2152-2167 (2012).
  40. Kent, O. A., McCall, M. N., Cornish, T. C., Halushka, M. K. Lessons from miR-143/145: the importance of cell-type localization of miRNAs. Nucleic Acids Research. 42 (12), 7528-7538 (2014).
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Citazione di questo articolo
Kent, O. A., Steenbergen, C., Das, S. In Vivo Nanovector Delivery of a Heart-specific MicroRNA-sponge. J. Vis. Exp. (136), e57845, doi:10.3791/57845 (2018).

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