Eğitim Ribonucleotide ortaklık: Strand-özel hafiye-in Ribonucleotides Maya genom ve Ribonucleotide kaynaklı Mutagenesis ölçme
Summary
Ribonucleotides genom ökaryotik nükleer DNA ikileşmesi sırasında dahil en bol kanonik olmayan nükleotit arasındadır. Düzgün kaldırdıysanız, ribonucleotides DNA hasarı ve mutagenesis neden olabilir. Burada, ribonucleotide birleşme DNA ve mutajenik etkileri içine bolluk değerlendirmek için kullanılan iki deneysel yaklaşımlar mevcut.
Abstract
Genomik istikrarsızlık kaynağı olmaya ribonucleotides nükleer DNA’varlığı gösterilmiştir. Ribonucleotide birleşme ölçüde alkali hidroliz tarafından tespit edilebilir ve RNA hidroliz alkali koşullarda son derece duyarlı olduğu gibi Elektroforez jel. Bu, Southern blot analizi ile birlikte yerini belirlemek ve ribonucleotides dahil var haline hangi strand için kullanılabilir. Ancak, bu yordam yalnızca yarı nicel ve strand özgü Southern blot sondalama hassasiyeti artırır, ancak ribonucleotide içeriğinde, küçük değişiklikleri algılamak için duyarlı olmayabilir. En çarpıcı biyolojik sonuçlarından biri DNA’ribonucleotides ölçüsü olarak, kendiliğinden mutagenesis bir ileri mutasyon tahlil kullanılarak analiz edilebilir. Uygun reporter genler kullanarak, işlev kaybına neden olur nadir mutasyonlar seçili ve genel olabilir ve muhabir gen DNA sıralama ile dalgalanma deney verileri birleştirerek belirli mutasyon oranları ölçülebilir. Dalgalanma tahlil çok çeşitli mutajenik işlemlerinde belirli genetik arka plan veya büyüme koşulları incelemek için geçerlidir.
Introduction
Ökaryotik nükleer DNA ikileşmesi sırasında ribonucleotides tüm üç büyük DNA replicases, DNA polimerazlar (siyaset bilimi) α, ε ve δ1,2tarafından genom dahil edilmiştir. RNase H2-bağımlı ribonucleotide eksizyon tamir (RER3) Bu katıştırılmış ribonucleotides çoğunluğu kaldırır.
2′ hidroksil grubu şeker yan 2′ – 3′ döngüsel fosfat ve diğer 5′-OH4ile bir ucu serbest bitişik fosfodiester bağı saldırabilir gibi DNA’ribonucleotide hidroliz için açıktır. Alkali koşullar büyük ölçüde bu reaksiyon hızlandırabilir. Böylece, temel bir çözümde kuluçka sırasında katıştırılmış ribonucleotides hidroliz özel alkalin Elektroforez5tarafından görüntülenmiştir genomik DNA’ın parçalanma neden olur. Bu DNA’yı bir membran transfer ve doğmakta olan lider – veya ahşap kaplama-strand içine DNA dahil ribonucleotides neden alkali duyarlı sitelerin kimlik izin strand özgü probları Southern blot Analizi tarafından probed, anılan sıraya göre.
Ne zaman topoizomeraz ı (Top1) katıştırılmış ribonucleotide6,7‘ de DNA nicks RNase H2 etkinlik eksik Maya hücrelerinde ribonucleotides kaldırılması başlatılabilir. Top1 3′ tarafında ribonucleotide cleaves, ancak, bu 5′-OH ve religation için ateşe dayanıklı 2′ – 3’ döngüsel fosfat DNA uçları oluşturur. Hata onarım veya bu ‘kirli biter’ anormal işlenmesi için genomik istikrarsızlık neden olabilir. Ayrıca, tekrar bir DNA dizisi içinde belgili tanımlık kesme ortaya çıkarsa, onarma işleminin silme mutasyonlar için yol açabilir. Bu özellikle sorunlu tandem tekrarlar için olduğunu, nerede silme işlemlerini kısa (, beş ve iki baz çifti arasındaki) RNase H2-eksik hücrelerinde yaygın olarak gözlenmektedir. Top1 bağımlı zararlı etkileri Maya RNase etkinlik şiddetlenir DNA polimeraz ε mutant (pol2-M644G) ribonucleotide birleşme sırasında doğmakta olan önde gelen strand sentezi için karışık içinde H2 yokluğunda.
DNA’ribonucleotides işlenmesi için spontan mutasyonlar neden olur ve bu mutagenesis uygun reporter genler kullanarak ve beraberindeki fenotipik değişiklik için seçildiğinde tespit edilebilir. Bir dalgalanma test veya Luria ve Delbrück deney seçilebilir reporter genler8,9kullanarak spontan mutasyon oranları ölçmek için en sık kullanılan yöntemlerden biridir. Maya, URA3 ve CAN1 genler gen fonksiyon kaybına neden tüm mutasyon tipleri tespiti için sağlar bir ileri mutasyon tahlil gazetecilere olarak kullanılabilir. Spontan mutasyon oranı hedef muhabir gen mutasyonlar olmadan tek kolonilerden başladı birden çok paralel kültürü için gözlenen ortancası olarak tahmin edilmektedir. Bir Maya RNase H2-eksik soy rnh201Δ büyük ölçüde 2-5 bp silme tandem yükseltilmiş bir insidansı neden olur orta derecede yüksek bir genel olarak spontan mutasyon oranı gibi dizileri yineleyin. Böylece, tamamen ribonucleotides genom içinde mutajenik etkileri karakterize için belirli mutasyon oranları tespit gerekir. Bu durumda, URA3 veya CAN1 muhabir genleri güçlendirilmiş ve türleri ve mutasyonlar yerlerini belirlemek için sıralı ve belirli mutasyon oranları hesaplanabilir. Birden çok bağımsız URA3 veya CAN1 mutantlar tanımlanan mutasyonlar derleme daha sonra bir mutasyon spektrum oluşturmak için kullanılabilir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Burada, DNA ikileşmesi ve düzeltilmemiş ribonucleotides mutajenik etkileri sırasında dahil ribonucleotides yarı kantitatif analiz için sık sık kullanılır deneyler iki kümesi protokollerde açıklayın. Bu yaklaşımlar modeli ökaryot S. cerevisiaeiçeren rağmen bu teknikleri diğer mikroplar ve daha yüksek Ökaryotlar kolayca adapte edilebilir.
DNA’daki özel alkalin Elektroforez Southern Blot ile birleştiğinde kullanarak düzeltilmemiş ribonucleotides için yoklama …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Tüm mevcut ve eski Kunkel laboratuvar Üyeler kendi çalışmaları için teşekkür ediyoruz ve tartışmaları ile ilgili protokolü için ve burada sunulan verileri yeniden. Bu eser proje Z01 ES065070 tarafından bölümü, Intramural araştırma–dan Ulusal Sağlık (NIH), Ulusal Çevre Sağlık Bilimler Enstitüsü (NIEHS) Enstitüleri T.A.K. için destek verdi.
Materials
| YPD media | 20 g dextrose, 20 g peptone, 10g yeast extract, in deionized H2O up to 1 L, add 20 g Bacto agar for solid media, autoclave. | ||
| COM plates | 1.3 g SC dropout mix, 1.7 g yeast nitrogen base without amino acids or (NH4)2SO4, 5 g (NH4)2SO4, 20 g dextrose, 20 g Bacto agar deionized H2O up to 1 L. Adjust pH to 5.8. Autoclave and 30 – 35 ml per plate. | ||
| CAN plates | 1.3 g SC-Ura dropout powder, 1.7 g yeast nitrogen base without amino acids or (NH4)2SO4, 5 g (NH4)2SO4, 20 g dextrose, 20 g Bacto agar, 25 mg uracil and H2O up to 1 L. Autoclave for 15 mins at 121 °C and cool down to 56 °C. Add 6 mL of filter-sterilized 1% canavanine sulfate solution. | ||
| 5-FOA plates | 1.3 g SC-Ura dropout powder, 1.7 g yeast nitrogen base without amino acids or (NH4)2SO4, 5 g (NH4)2SO4, 20 g dextrose, 20 g Bacto agar, 25 mg uracil and H2O up to 800 mL. Autoclave for 15 mins at 121 °C and cool down to 60 °C. Add 200 mL of filter-sterilized 0.5% 5-FOA solution. | ||
| L-Canavanine sulfate | US Biological | C1050 | |
| 5-FOA | US Biological | F5050 | |
| 20 mL glass culture tube | Any brand | ||
| Culture rotator in 30 °C incubator | Shaker incubator can be used instead | ||
| 96 well round bottom plates | Sterile, any brand | ||
| 3 mm glass beads | Fisher Scientific | 11-312A | Autoclave before use |
| 12-channel pipettes | Any brand | ||
| Ex Taq DNA Polymerase | TaKaRa | RR001 | |
| Epicentre MasterPure Yeast DNA Purification Kit | Epicenter | MPY80200 | |
| 3 M sodium acetate | Sigma-Aldrich | S7899 | |
| 100% ethanol | |||
| Qubit 2.0 Fluorometer | Invitrogen | Q32866 | Newer model available |
| dsDNA BR Assay kit | Invitrogen | Q32850 | |
| KOH | Sigma-Aldrich | 221473 | |
| EDTA | Sigma-Aldrich | E7889 | |
| Ficoll 400 | Dot Scientific Inc. | DSF10400 | |
| Bromocresol green | Eastman | 6356 | |
| Xylene cyanol FF | International Technologies Inc. | 72120 | |
| NaOH | Sigma-Aldrich | S8045 | |
| 1 M Tris-HCl (pH 8.0) | Teknova | T5080 | |
| SYBR Gold Nucleic Acid Gel Stain | Invitrogen | S11494 | |
| UV transilluminator | |||
| Amersham Nylon membrane Hybond-N+ | GE Healthcare | RPN303B | |
| 3 MM CHR Chromotography paper | Whatman | 3030-392 | |
| NaCl | Caledon | 7560-1 | |
| Stratalinker 1800 | Stratagene | ||
| QIAquick PCR Purification Kit | Qiagen | 28106 | |
| G-25 spin column | GE Healthcare | 27-5325-01 | |
| 1 M Sodium phosphate buffer (pH 7.2) | Sigma-Aldrich | NaH2PO4 (S9638); Na2HPO4 (S9390) |
|
| SDS | Sigma-Aldrich | L4522 | |
| BSA | Sigma-Aldrich | A3059 | |
| Formamide | Sigma-Aldrich | 47671 | |
| Geiger counter |
Riferimenti
- Joyce, C. M. Choosing the right sugar: how polymerases select a nucleotide substrate. Proceedings of the National Acaddemy of Sciences U S A. 94 (5), 1619-1622 (1997).
- Nick McElhinny, S. A., et al. Abundant ribonucleotide incorporation into DNA by yeast replicative polymerases. Proceedings of the National Acaddemy of Sciences U S A. 107 (11), 4949-4954 (2010).
- Sparks, J. L., et al. RNase H2-initiated ribonucleotide excision repair. Molecular Cell. 47 (6), 980-986 (2012).
- Li, Y., Breaker, R. R. Kinetics of RNA Degradation by Specific Base Catalysis of Transesterification Involving the 2′-Hydroxyl Group. Journal of the American Chemical Society. 121 (23), 5364-5372 (1999).
- Nick McElhinny, S. A., et al. Genome instability due to ribonucleotide incorporation into DNA. Nature Chemical Biology. 6 (10), 774-781 (2010).
- Williams, J. S., Kunkel, T. A. Ribonucleotides in DNA: origins, repair and consequences. DNA Repair (Amst). 19, 27-37 (2014).
- Williams, J. S., Lujan, S. A., Kunkel, T. A. Processing ribonucleotides incorporated during eukaryotic DNA replication. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 17 (6), 350-363 (2016).
- Jones, M. E., Thomas, S. M., Rogers, A. Luria-Delbruck fluctuation experiments: design and analysis. Genetica. 136 (3), 1209-1216 (1994).
- Zheng, Q. A new practical guide to the Luria-Delbruck protocol. Mutat Research. 781, 7-13 (2015).
- Sambrook, J. . Molecular Cloning: a Laboratory Manual. , (2001).
- Miyabe, I., Kunkel, T. A., Carr, A. M. The major roles of DNA polymerases epsilon and delta at the eukaryotic replication fork are evolutionarily conserved. PLoS Genetics. 7 (12), e1002407 (2011).
- Lujan, S. A., Williams, J. S., Clausen, A. R., Clark, A. B., Kunkel, T. A. Ribonucleotides are signals for mismatch repair of leading-strand replication errors. Molecular Cell. 50 (3), 437-443 (2013).
- Williams, J. S., et al. Topoisomerase 1-mediated removal of ribonucleotides from nascent leading-strand DNA. Molecular Cell. 49 (5), 1010-1015 (2013).
- Clausen, A. R., et al. Tracking replication enzymology in vivo by genome-wide mapping of ribonucleotide incorporation. Nature Structural & Molecular Biology. 22 (3), 185-191 (2015).
- Foster, P. L. Methods for determining spontaneous mutation rates. Methods Enzymology. 409, 195-213 (2006).
- Williams, J. S., et al. Evidence that processing of ribonucleotides in DNA by topoisomerase 1 is leading-strand specific. Nature Structural & Molecular Biology. 22 (4), 291-297 (2015).
- Pavlov, Y. I., Shcherbakova, P. V., Kunkel, T. A. In vivo consequences of putative active site mutations in yeast DNA polymerases alpha, epsilon, delta, and zeta. Genetica. 159 (1), 47-64 (2001).
- Nick McElhinny, S. A., Kissling, G. E., Kunkel, T. A. Differential correction of lagging-strand replication errors made by DNA polymerases {alpha} and {delta}. Proceedings of the National Acaddemy of Sciences U S A. 107 (49), 21070-21075 (2010).
- Clark, A. B., Lujan, S. A., Kissling, G. E., Kunkel, T. A. Mismatch repair-independent tandem repeat sequence instability resulting from ribonucleotide incorporation by DNA polymerase epsilon. DNA Repair (Amst). 10 (5), 476-482 (2011).
- Lujan, S. A., et al. Mismatch repair balances leading and lagging strand DNA replication fidelity. PLoS Genetics. 8 (10), e1003016 (2012).
- Reijns, M. A., et al. Enzymatic removal of ribonucleotides from DNA is essential for mammalian genome integrity and development. Cell. 149 (5), 1008-1022 (2012).
- Lujan, S. A., et al. Heterogeneous polymerase fidelity and mismatch repair bias genome variation and composition. Genome Research. 24 (11), 1751-1764 (2014).
