Summary

Isolamento das vesículas extracelulares de fluido broncoalveolar murino, usando uma técnica de centrifugação de ultrafiltração

Published: November 09, 2018
doi:

Summary

Aqui, descrevemos dois protocolos de isolamento de vesículas extracelulares, centrifugação de ultrafiltração e ultracentrifugação com centrifugação gradiente de densidade, para isolar vesículas extracelulares de amostras de fluido de lavagem broncoalveolar murino. As vesículas extracelulares derivadas do líquido de lavagem broncoalveolar murino por ambos os métodos são quantificadas e caracterizadas.

Abstract

Vesículas extracelulares (EVs) são componentes subcelulares recém-descobertas que desempenham importantes funções no biológico muitas funções de sinalização durante Estados fisiológicos e patológicos. O isolamento de EVs continua a ser um grande desafio neste campo, devido às limitações intrínsecas de cada técnica. A ultracentrifugação diferencial com método de centrifugação gradiente de densidade é uma abordagem comumente usada e é considerada o procedimento padrão ouro para isolamento de EV. No entanto, este procedimento é demorado, trabalhoso e geralmente resulta em baixa capacidade de expansão, que pode não ser adequada para amostras de pequeno volume, como o líquido de lavagem broncoalveolar. Demonstramos que um método de isolamento de centrifugação de ultrafiltração é simples e eficiente tempo – e do trabalho ainda fornece uma recuperação de alto rendimento e pureza. Propomos que este método de isolamento pode ser uma abordagem alternativa que é adequada para o isolamento de EV, particularmente para pequenos volumes de espécimes biológicos.

Introduction

Exosomes são o menor subconjunto de EVs, 50 – 200 nm de diâmetro e tem várias funções biológicas através de um diversificado leque de sinalização processos1,2,3,4,5. Eles governam a homeostase celular e tecido principalmente, facilitando a comunicação intercelular através de moléculas de carga como lipídios, proteínas e ácidos nucleicos6,7,8,9 . Um passo fundamental na pesquisa de EV é o processo de isolamento. Ultracentrifugação diferencial (UC), com ou sem centrifugação gradiente de densidade (DGC), é considerada a padrão-ouro de abordagem, mas esse método carrega maiores limitações, incluindo taxas de recuperação de EV ineficientes e baixa escalabilidade10 , 11 , 12, que restringem a sua melhor utilização para amostras de volume maiores, tais como célula cultura exossomo sobrenadante ou alta produção. As vantagens e desvantagens dos outros métodos, como exclusão de tamanho por ultrafiltração ou cromatografia, immunoaffinity isolamento por grânulos ou colunas e microfluídica, são bem descritas e modernos procedimentos suplementares têm sido desenvolvidos para superar e minimizar as limitações técnicas em cada abordagem11,12,13,14,15. Outros têm mostrado que uma centrifugação de ultrafiltração (UFC), com uma membrana nanoporous na unidade de filtro é uma técnica alternativa que fornece pureza comparável a uma UC método16,17,18. Esta técnica pode ser considerada como um dos métodos alternativos de isolamento.

Líquido de lavagem broncoalveolar (LBA) contém EVs que possuem inúmeras funções biológicas em várias condições respiratórias de19,20,21,22. Estudando EVs BALF-derivado implica alguns desafios devido a invasão do procedimento de broncoscopia em seres humanos, bem como uma quantidade limitada de recuperação de líquido de lavagem. Em animais de laboratório pequenos tais como ratos, apenas alguns mililitros podem ser recuperados em condições normais de pulmão, muito menos em pulmões inflamados ou fibróticas23. Por conseguinte, coletar uma quantidade suficiente de LBA para isolamento de EV por uma ultracentrifugação diferencial para aplicações a jusante pode não ser viável. No entanto, isolar populações de EV corretas é um fator crucial para o estudo de funções biológicas de EV. O delicado equilíbrio entre eficiência e eficácia continua a ser um desafio bem estabelecidos métodos de isolamento de EV.

Neste estudo atual, podemos demonstrar que uma abordagem de ultrafiltração centrífuga, utilizando uma 100 kDa peso molecular de corte (MWCO) nanomembrane unidade filtrante, é adequada para pequeno volume de amostra biológica como BALF. Esta técnica é simples, eficiente e fornece alta pureza e escalabilidade para apoiar o estudo de EVs BALF-derivado.

Protocol

A utilização de animais e todos os procedimentos de animais foram aprovados pelo cuidado institucional do Animal e uso de comitês (IACUC) no Cedars-Sinai Medical Center (CSMC). 1. preparação e coleta de fluido (LBA) murino lavagem broncoalveolar Coleção de LBA Eutanásia em ratos com um coquetel de cetamina (300 mg/kg) e xilazina (30 mg/kg) através da rota intraperitoneal, seguida por deslocamento cervical. Inserir uma angiocatheter 22 G na traqueia. Anexar…

Representative Results

Realizamos EV isolamento do mouse BALF usando métodos de isolamento de UFC e UC-DGC no mesmo dia. O método UFC necessário aproximadamente 2,5 – 3 h, Considerando que a técnica de UC-DGC necessários 8 h de tempo de processamento. Isto não incluíam buffers e tempo de preparação do reagente. Note-se que algumas outras tarefas podem ser realizadas durante os períodos de tempo de centrifugação. No entanto, todo o procedimento durou quase um dia inteiro para a técnica de isolamen…

Discussion

Nas últimas décadas, os cientistas têm desvendados os significados de EVs na homeostase celular. Mais importante, EVs jogar papéis importantes em muitos processos de doença, modulando as células vizinhas e distantes a sua carga bioativos moléculas1,21,22,26,27 , 28 , 29 , <…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O trabalho é suportado por subvenções NHLBI/NIH HL103868 (para PC) e HL137076 (para PC), o americano coração Associação Brasileira (para PC) e o prêmio de pesquisa de câncer de pulmão Samuel Oschin abrangente Cancer Institute (SOCCI) (para PC). Gostaríamos de expressar nosso grande apreço ao Instituto do coração Smidt no Cedars-Sinai Medical Center que fornece-em uma máquina de Nanosight para análise de rastreamento de nanopartículas de EV.

Materials

Material
Amicon Ultra-15 centrifugal filters Ultracel-100K Sigma-Millipore, St. Louis, MO UFC910024
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (DPBS) Corning Cellgro, Manassas, VA 21-031-CV
Sucrose Sigma-Millipore, St. Louis, MO EMD8550
HEPES Research Products International, Prospect, IL 75277-39-3
EDTA Corning Cellgro, Manassas, VA 46-034-CI
Sodium Chloride Sigma-Millipore, St. Louis, MO S3014-1KG
OptiPrep Sigma-Millipore, St. Louis, MO MKCD9753 Density Gradient Medium
Ketamine VetOne, Boise, ID 13985-702-10
Xylazine Akorn Animal Health, Lake Forest, IL 59399-110-20
Syringe 1 mL BD Syringe, Franklin Lakes, NJ 309656
Angiocatheter 20G BD Syringe, Franklin Lakes, NJ 381703
Centrifuge tubes 15 mL VWR, Radnor, PA 89039-666
Centrifuge tubes 50 mL Corning Cellgro, Manassas, VA 430828
Bicinchonic acid (BCA) protein assay Pierce, Thermo Fischer Scientific, Rockford, IL 23235
Rabbit anti-mouse TSG101 Antibody AbCam, Cambridge, MA AB125011
Rat anti-mouse PE-CD63 Antibody Biolegend, San Diego, CA 143904
CD81
CD9
Anti-rabbit IgG, HRP-linked antibody Cell Signaling Technology, Danvers, MA 7074S
4x LDS
10x Reducing agent (Bolt)
10x Lysis buffer (Bolt) Cell Signaling Technology, Danvers, MA
Bolt 4-12% Bis-Tris Plus acrylamide gel Invitrogen, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA NW04120
iBlot 2 Nitrocellulose mini stacks Invitrogen, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA IB23002
Chemiluminescent HRP antibody detection reagent HyGLO Denville Scientific, Holliston, MA E2400
Ultracentrifuge tubes 17 mL Beckman Coulter, Pasadena, CA 337986
Ultracentrifuge tubes 38.5 mL Beckman Coulter, Pasadena, CA 326823
Corning SFCA Syringe Filters 0.2 µm pore Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA 09-754-13
Equipment
Centrifuge Eppendorf, Hamburg, Germany
Ultracentrifuge Beckman Coulter, Pasadena, CA
Nanosight (NS300) Malvern, Worcestershire, UK To measure particle size distribution and particle concentration
MACSQuant Analyzer 10 flow cytometer Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Germany
iBlot Transfer Apparatus Thermo Fischer Scientific, Waltham, MA
Bio-Rad ChemiDoc MP Imaging System Bio-Rad, Hercules, CA
FlowJo v. 10 Analysis software

Riferimenti

  1. Thery, C., Zitvogel, L., Amigorena, S. Exosomes: composition, biogenesis and function. Nature Reviews Immunology. 2, 569-579 (2002).
  2. Kosaka, N., et al. Secretory Mechanisms and Intercellular Transfer of MicroRNAs in Living Cells. Journal of Biological Chemistry. 285 (23), 17442-17452 (2010).
  3. Raposo, G., Stoorvogel, W. Extracellular vesicles: Exosomes, microvesicles, and friends. The Journal of Cell Biology. 200 (4), 373-383 (2013).
  4. Fujita, Y., Kosaka, N., Araya, J., Kuwano, K., Ochiya, T. Extracellular vesicles in lung microenvironment and pathogenesis. Trends in Molecular Medicine. 21 (9), 533-542 (2015).
  5. Kalluri, R. The biology and function of exosomes in cancer. Journal of Clinical Investigation. 126 (4), 1208-1215 (2016).
  6. Janowska-Wieczorek, A., et al. Microvesicles derived from activated platelets induce metastasis and angiogenesis in lung cancer. International Journal of Cancer. 113 (5), 752-760 (2005).
  7. Valadi, H., et al. Exosome-mediated transfer of mRNAs and microRNAs is a novel mechanism of genetic exchange between cells. Nature Cell Biology. 9 (6), 654-659 (2007).
  8. Colombo, M., Raposo, G., Théry, C. Biogenesis, Secretion, and Intercellular Interactions of Exosomes and Other Extracellular Vesicles. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 30 (1), 255-289 (2014).
  9. Rocco, G. D., Baldari, S., Toietta, G. Exosomes and other extracellular vesicles-mediated microRNA delivery for cancer therapy. Translational Cancer Research. 6 (Supplement 8), S1321-S1330 (2017).
  10. Peterson, M. F., Otoc, N., Sethi, J. K., Gupta, A., Antes, T. J. Integrated systems for exosome investigation. Methods. 87 (1), 31-45 (2015).
  11. Xu, R., Greening, D. W., Zhu, H. J., Takahashi, N., Simpson, R. J. Extracellular vesicle isolation and characterization: toward clinical application. Journal of Clinical Investigation. 126, 1152-1162 (2016).
  12. Gardiner, C., et al. Techniques used for the isolation and characterization of extracellular vesicles: results of a worldwide survey. Journal of Extracellular Vesicles. 5 (1), 32945 (2016).
  13. Inglis, H. C., et al. Techniques to improve detection and analysis of extracellular vesicles using flow cytometry. Cytometry Part A. 87 (11), 1052-1063 (2015).
  14. Li, P., Kaslan, M., Lee, S. H., Yao, J., Gao, Z. Progress in Exosome Isolation Techniques. Theranostics. 7 (3), 789-804 (2017).
  15. Willis, G. R., Kourembanas, S., Mitsialis, S. A. Toward Exosome-Based Therapeutics: Isolation, Heterogeneity, and Fit-for-Purpose Potency. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 4, 20389 (2017).
  16. Lobb, R. J., et al. Optimized exosome isolation protocol for cell culture supernatant and human plasma. Journal of Extracellular Vesicles. 4 (1), 27031 (2015).
  17. Benedikter, B. J., et al. Ultrafiltration combined with size exclusion chromatography efficiently isolates extracellular vesicles from cell culture media for compositional and functional studies. Scientific Reports. 7 (1), 15297 (2017).
  18. Vergauwen, G., et al. Confounding factors of ultrafiltration and protein analysis in extracellular vesicle research. Scientific Reports. 7 (1), 2704 (2017).
  19. Kesimer, M., et al. Characterization of exosome-like vesicles released from human tracheobronchial ciliated epithelium: a possible role in innate defense. The FASEB Journal. 23 (6), 1858-1868 (2009).
  20. Torregrosa Paredes, P., et al. Bronchoalveolar lavage fluid exosomes contribute to cytokine and leukotriene production in allergic asthma. Allergy. 67 (7), 911-919 (2012).
  21. Alipoor, S. D., et al. Exosomes and Exosomal miRNA in Respiratory Diseases. Mediators of Inflammation. 2016, 5628404 (2016).
  22. Hough, K. P., Chanda, D., Duncan, S. R., Thannickal, V. J., Deshane, J. S. Exosomes in Immunoregulation of Chronic Lung Diseases. Allergy. 72 (4), 534-544 (2017).
  23. Van Hoecke, L., Job, E. R., Saelens, X., Roose, K. Bronchoalveolar Lavage of Murine Lungs to Analyze Inflammatory Cell Infiltration. Journal of Visualized Experiments. (123), e55398 (2017).
  24. Minciacchi, V. R., et al. MYC Mediates Large Oncosome-Induced Fibroblast Reprogramming in Prostate Cancer. Ricerca sul cancro. 77 (9), 2306-2317 (2017).
  25. Koliha, N., et al. Melanoma Affects the Composition of Blood Cell-Derived Extracellular Vesicles. Frontiers in Immunology. 7, 581 (2016).
  26. Thery, C., Ostrowski, M., Segura, E. Membrane vesicles as conveyors of immune responses. Nature Reviews Immunology. 9, 581-593 (2009).
  27. Camussi, G., Deregibus, M. C., Bruno, S., Cantaluppi, V., Biancone, L. Exosomes/microvesicles as a mechanism of cell-to-cell communication. Kidney International. 78 (9), 838-848 (2010).
  28. Lee, Y., El Andaloussi, S., Wood, M. J. Exosomes and microvesicles: extracellular vesicles for genetic information transfer and gene therapy. Human Molecular Genetics. 21, R125-R134 (2012).
  29. Villarroya-Beltri, C., Baixauli, F., Gutiérrez-Vázquez, C., Sánchez-Madrid, F., Mittelbrunn, M. Sorting it out: Regulation of exosome loading. Seminars in Cancer Biology. 28, 3-13 (2014).
  30. Hoshino, A. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527, 329-335 (2015).
  31. Liu, F., et al. The Exosome Total Isolation Chip. ACS Nano. 11 (11), 10712-10723 (2017).
  32. Cheruvanky, A., et al. Rapid isolation of urinary exosomal biomarkers using a nanomembrane ultrafiltration concentrator. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 292 (5), F1657-F1661 (2007).
  33. Zhao, Z., Yang, Y., Zeng, Y., He, M. A Microfluidic ExoSearch Chip for Multiplexed Exosome Detection Towards Blood-based Ovarian Cancer Diagnosis. Lab on a Chip. 16 (3), 489-496 (2016).
  34. Fang, S., et al. Clinical application of a microfluidic chip for immunocapture and quantification of circulating exosomes to assist breast cancer diagnosis and molecular classification. PloS ONE. 12 (4), e0175050 (2017).
  35. Cheruvanky, A., et al. Rapid isolation of urinary exosomal biomarkers using a nanomembrane ultrafiltration concentrator. American Journal Physiology-Renal Physiology. 292 (5), F1657-F1661 (2007).
  36. Kornilov, R., et al. Efficient ultrafiltration-based protocol to deplete extracellular vesicles from fetal bovine serum. Journal of Extracellular Vesicles. 7 (1), 1422674 (2018).
  37. Alvarez, M. L., Khosroheidari, M., Kanchi Ravi, R., DiStefano, J. K. Comparison of protein, microRNA, and mRNA yields using different methods of urinary exosome isolation for the discovery of kidney disease biomarkers. Kidney International. 82 (9), 1024-1032 (2012).
  38. Bosch, S., et al. Trehalose prevents aggregation of exosomes and cryodamage. Scientific Reports. 6 (1), 329 (2016).
  39. Xiao, J., et al. Cardiac progenitor cell-derived exosomes prevent cardiomyocytes apoptosis through exosomal miR-21 by targeting PDCD4. Cell Death & Disease. 7 (6), e2277 (2016).
  40. Agarwal, U., et al. Experimental, Systems and Computational Approaches to Understanding the MicroRNA-Mediated Reparative Potential of Cardiac Progenitor Cell-Derived Exosomes From Pediatric Patients. Circulation Research. 120 (4), 701-712 (2017).
  41. Merchant, M. L., et al. Microfiltration isolation of human urinary exosomes for characterization by MS. PROTEOMICS – Clinical Applications. 4 (1), 84-96 (2010).
  42. Gouin, K., et al. A comprehensive method for identification of suitable reference genes in extracellular vesicles. Journal of Extracellular Vesicles. 6 (1), 1347019 (2017).
  43. Betsuyaku, T., et al. Neutrophil Granule Proteins in Bronchoalveolar Lavage Fluid from Subjects with Subclinical Emphysema. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (6), 1985-1991 (1999).
check_url/it/58310?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Parimon, T., Garrett III, N. E., Chen, P., Antes, T. J. Isolation of Extracellular Vesicles from Murine Bronchoalveolar Lavage Fluid Using an Ultrafiltration Centrifugation Technique. J. Vis. Exp. (141), e58310, doi:10.3791/58310 (2018).

View Video