Summary

Fabrikere en nyre Cortex ekstracellulær Matrix-avledet Hydrogel

Published: October 13, 2018
doi:

Summary

Her presenterer vi en protokoll for å dikte en nyre cortex ekstracellulær matrix-avledet hydrogel for å beholde opprinnelige nyre ekstracellulær matrix (EFM) strukturelle og biokjemiske sammensetningen. Fabrikasjon prosessen og tilhørende programmer er beskrevet. Til slutt, et perspektiv på bruker denne hydrogel støtte nyre-spesifikke cellular og vev gjenfødelse og bioteknologi er diskutert.

Abstract

Ekstracellulær matrix (EFM) gir viktig Biofysiske og biokjemiske signaler for å opprettholde vev homeostase. Gjeldende syntetisk hydrogels tilbyr robust mekanisk støtte for i vitro celle kultur, men mangler nødvendig protein og ligand sammensetningen for å vekke fysiologiske oppførsel fra celler. Dette manuskriptet beskriver en fabrikasjon metode for en nyre cortex ECM-avledet hydrogel med riktig mekanisk robusthet og støttende biokjemisk komposisjon. Hydrogel er fabrikkert av mekanisk homogenisere og solubilizing decellularized menneskelige nyre cortex ECM. Matrix bevarer opprinnelig nyre cortex ECM protein prosenter mens også gelation til fysiologiske mekaniske stiffnesses. Hydrogel fungerer som et substrat på hvilke nyre cortex-avledet celler kan opprettholdes under fysiologiske forhold. Videre kan hydrogel sammensetningen manipuleres for å modellere et sykt miljø som gjør at fremtidige studiet av nyre sykdommer.

Introduction

Ekstracellulær matrix (EFM) gir viktig Biofysiske og biokjemiske signaler for å opprettholde vev homeostase. Komplekse molekylær sammensetningen regulerer både strukturelle og funksjonelle egenskaper av vev. Strukturelle proteiner gi celler med romlig bevissthet og muliggjøre vedheft og migrasjon1. Bundet ligander samhandle med celleoverflaten reseptorer å kontrollere celle oppførsel2. Nyre ECM inneholder en mengde molekyler som komposisjon og struktur varierer avhengig av anatomiske plasseringen, utviklingsstadiet og sykdom staten3,4. Recapitulating kompleksiteten av ECM er en sentral del i å studere nyre-avledet celler i vitro.

Tidligere forsøk på å replikere ECM microenvironments har fokusert på decellularizing hele vev lage stillaser i stand til å recellularization. Decellularization er utført med kjemiske rengjøringsmidler som natrium dodecyl sulfate (SDS) eller ikke-ioniske vaskemidler, og det utnytter enten hele organ perfusjon eller nedsenking og agitasjon metoder5,6,7 ,8,9,10,11,12,13. Stillasene presenteres her bevare strukturelle og biokjemiske signaler i eget vev ECM; Videre recellularization med donor-spesifikke celler har klinisk relevans i rekonstruktiv kirurgi14,15,16,17,18, 19. imidlertid disse stillaser mangler strukturelle fleksibilitet og er derfor ikke kompatible med mange gjeldende enheter for i vitro studier. For å overkomme denne begrensningen, har mange grupper ytterligere behandlet decellularized ECM i hydrogels,20,,21,,22,,23,,24. Disse hydrogels er kompatible med injeksjon molding og bioink og omgå mikrometer skala romlige begrensninger som decellularized stillaser sted på celler. Videre beholdes molekylær sammensetning og prosenter i native ECM3,25. Her viser vi en metode for å dikte et hydrogel avledet fra nyre cortex ECM (kECM).

Formålet med denne protokollen er å produsere en hydrogel som reproduserer microenvironment av nyre kortikale området. Nyre cortex vev er decellularized i en 1% SDS løsning under konstant agitasjon fjerne cellulære saken. SDS brukes vanligvis til decellularize vev på grunn av sin evne til å raskt fjerne immunologiske mobilnettet materiale6,7,9,26. KECM er da mekanisk homogenisering og lyophilization,5,,6,,9,,11,,26. Solubilization i en sterk syre med pepsin resulterer i en siste hydrogel lagerløsning20,27. Native kECM proteiner som er viktig for strukturell støtte og signalisere signaltransduksjon beholdes3,25. Hydrogel kan også være gelled til innenfor en størrelsesorden innfødt menneskelige nyre cortex28,29,30. Denne matrisen gir en fysiologisk miljø som er brukt til å opprettholde gågaten i nyre-spesifikke celler i forhold til hydrogels fra andre matrix proteiner. Videre matrix komposisjon kan manipuleres, for eksempel gjennom tillegg av kollagen-jeg, til modellen sykdom miljøer for studiet av nyre fibrose og andre nyre sykdommer31,32.

Protocol

Menneskets nyrer ble isolert av LifeCenter nordvest etter etiske retningslinjer satt av foreningen for orgel innkjøp organisasjoner. Denne protokollen følger dyr omsorg og celle kultur retningslinjene skissert av University of Washington. 1. forberedelse av menneskelig nyre vev Utarbeidelse av decellularization løsning Sterilisere en 5000 mL kanne og 70 x 10 mm rør bar. Bland 1:1000 (vekt: volum) natrium dodecyl sulfate (SDS) i autoklaveres deionisert vann bege…

Representative Results

KECM-hydrogel gir en matrise for nyre cellekultur liknende kjemisk sammensetning som den opprinnelige nyre microenvironment. For å utvikle hydrogel, er nyre cortex vev mekanisk isolert fra en hel nyre orgel og terninger (figur 1). Decellularization med kjemiske vaskemiddel (figur 2A.1-A.3) etterfulgt av skyller med vann for å fjerne vaskemiddel partikler (figur 2A.4-A.6</st…

Discussion

Matriser gir viktig mekaniske og kjemiske signaler som regulerer celle atferd. Syntetisk hydrogels er i stand til å støtte komplekse 3-dimensjonale mønster men ikke klarer å gi ulike ekstracellulære signaler i fysiologiske matrise microenvironments. Hydrogels fra innfødte ECM er ideelle materialer for både i vivo og vitro studier. Tidligere studier har brukt decellularized ECM hydrogels til coat syntetiske biologisk materiale for å hindre vert immunologiske svar33,</…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne ønsker å erkjenne Lynn og Mike Garvey Imaging Laboratory ved Institutt for Stem Cell og regenerativ medisin og LifeCenter nordvest. De ønsker også å erkjenne økonomisk støtte av National Institutes of Health tilskudd, UH2/UH3 TR000504 (å J.H.) og DP2DK102258 (til Y.Z.), NIH T32 trening grant DK0007467 (til R.J.N.) og en ubegrenset gave fra nordvest nyre sentrene til den Nyre Research Institute.

Materials

Preparation of Kidney Tissue
5000 mL Beaker Sigma-Aldrich Z740589
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS) Sigma-Aldrich 436143
Sterile H2O Autoclaved DI H2O
Stir Bar (70 x 10 mm) Fisher Science 14-512-128
500 mL Vacuum Filter VWR 97066-202
Stir Plate Sigma-Aldrich CLS6795420D
1000 mL Beaker Sigma-Aldrich CLS10031L
Forceps Sigma-Aldrich F4642 Any similar forceps may be used
Scissor-Handle Hemostat Clamp Sigma-Aldrich Z168866
Dissecting Scissors Sigma-Aldrich Z265977
Scalpel Handle, No. 4 VWR 25859-000 Any similar scalpel handle may be used
Scalpel Blade, No. 20 VWR 25860-020 Any similar scalpel blade may be used
Stir Bar (38.1 x 9.5 mm) Fisher Science 14-513-52
Absorbent Underpad VWR 82020-845
Petri Dish (150 x 25 mm) Corning 430597
Autoclavable Biohazard Bag VWR 14220-026
Sterile Cell Strainer (40 um) Fisher Science 22-363-547
Cell Culture Grade Water HyClone SH30529.03
30 mL Freestanding Tube VWR 89012-778
Fabrication of ECM Gel
Tissue Homogenizer Machine Polytron PCU-20110
Freeze Dryer Labconco 7670520
20 mL Glass Scintillation Vials and Cap Sigma-Aldrich V7130
Stir Bar (15.9 x 8 mm) Fisher Science 14-513-62
Pepsin from Porcine Gastric Mucosa Sigma-Aldrich P7012
0.01 N HCl Sigma-Aldrich 320331 Dilute to 0.01 N HCl with cell culuture water
Kidney ECM Gelation
1 N NaOH (Sterile) Sigma-Aldrich 415413 Dilute to 1 N in cell culture grade water
Medium 199 Sigma-Aldrich M4530
15 mL Conical Tube ThermoFisher 339651
Cell Culture Media ThermoFisher 11330.032 Dulbecco's Modified Eagle Medium: Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F12)
Fetal Bovine Serum (FBS) Gibco 10082147
Antibiotic-Antimycotic 100X Life Technologies 15240-062
Insulin, Transferrin, Selenium, Sodium Pyruvate Solution (ITS-A) 100X Life Technologies 51300-044
1 mL Syringe Sigma-Aldrich Z192325
Microspatula Sigma-Aldrich Z193208

Riferimenti

  1. Lelongt, B., Ronco, P. Role of extracellular matrix in kidney development and repair. Pediatric Nephrology. 18 (8), 731-742 (2003).
  2. Yue, B. Biology of the Extracellular Matrix: An Overview. Journal of Glaucoma. 23, S20-S23 (2014).
  3. Miner, J. H. Renal basement membrane components. Kidney International. 56 (6), 2016-2024 (1999).
  4. Petrosyan, A., et al. Decellularized Renal Matrix and Regenerative Medicine of the Kidney: A Different Point of View. Tissue Engineering Part B. 22 (3), 183-192 (2016).
  5. Caralt, M., et al. Optimization and Critical Evaluation of Decellularization Strategies to Develop Renal Extracellular Matrix Scaffolds as Biological Templates for Organ Engineering and Transplantation. American Journal of Transplantation. 15 (1), 64-75 (2015).
  6. Nakayama, K. H., Batchelder, C. A., Lee, C. I., Tarantal, A. F. Decellularized rhesus monkey kidney as a three-dimensional scaffold for renal tissue engineering. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2207-2216 (2010).
  7. Nakayama, K. H., Lee, C. C. I., Batchelder, C. A., Tarantal, A. F. Tissue Specificity of Decellularized Rhesus Monkey Kidney and Lung Scaffolds. Public Library of Science ONE. 8 (5), (2013).
  8. Orlando, G., et al. Production and implantation of renal extracellular matrix scaffolds from porcine kidneys as a platform for renal bioengineering investigations. Annals of Surgery. 256 (2), 363-370 (2012).
  9. Sullivan, D. C., et al. Decellularization methods of porcine kidneys for whole organ engineering using a high-throughput system. Biomaterials. 33 (31), 7756-7764 (2012).
  10. Choi, S. H., et al. Development of a porcine renal extracellular matrix scaffold as a platform for kidney regeneration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (4), 1391-1403 (2015).
  11. Ross, E. A., et al. Mouse stem cells seeded into decellularized rat kidney scaffolds endothelialize and remodel basement membranes. Organogenesis. 8 (2), 49-55 (2012).
  12. Nagao, R. J., et al. Decellularized Human Kidney Cortex Hydrogels Enhance Kidney Microvascular Endothelial Cell Maturation and Quiescence. Tissue Engineering Part A. 22 (19-20), 1140-1150 (2016).
  13. Gupta, S. K., Mishra, N. C., Dhasmana, A. Decellularization Methods for Scaffold Fabrication. Methods in Molecular Biology. , 1-10 (2017).
  14. Hudson, T., et al. Optimized Acellular Nerve Graft is Immunologically Tolerated and Supports Regeneration. Tissue Engineering. 10 (11), 1641-1651 (2004).
  15. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  16. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature’s platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  17. Uygun, B., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularied liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
  18. Nagao, R. J., et al. Preservation of Capillary-beds in Rat Lung Tissue Using Optimized Chemical Decellularization. Journal of Materials Chemistry B. 1 (37), 4801-4808 (2013).
  19. Song, J. J., et al. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).
  20. Freytes, D. O., Martin, J., Velankar, S. S., Lee, A. S., Badylak, S. F. Preparation and rheological characterization of a gel form of the porcine urinary bladder matrix. Biomaterials. 29 (11), 1630-1637 (2008).
  21. Wolf, M. T., et al. A hydrogel derived from decellularized dermal extracellular matrix. Biomaterials. 33 (29), 7028-7038 (2012).
  22. Fisher, M. B., et al. Potential of healing a transected anterior cruciate ligament with genetically modified extracellular matrix bioscaffolds in a goat model. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 20 (7), 1357-1365 (2012).
  23. Ghuman, H., et al. ECM hydrogel for the treatment of stroke: Characterization of the host cell infiltrate. Biomaterials. 91, 166-181 (2016).
  24. Rijal, G. The decellularized extracellular matrix in regenerative medicine. Regenerative Medicine. 12 (5), 475-477 (2017).
  25. Lennon, R., et al. Global Analysis Reveals the Complexity of the Human Glomerular Extracellular Matrix. Journal of the American Society of Nephrology. 25 (5), 939-951 (2014).
  26. Bonandrini, B., et al. Recellularization of Well-Preserved Acellular Kidney Scaffold Using Embryonic Stem Cells. Tissue Engineering Part A. 20 (9-10), 1486-1498 (2014).
  27. O’Neill, J. D., Freytes, D. O., Anandappa, A. J., Oliver, J. A., Vunjak-Novakovic, G. V. The regulation of growth and metabolism of kidney stem cells with regional specificity using extracellular matrix derived from kidney. Biomaterials. 34 (38), 9830-9841 (2013).
  28. Streitberger, K. -. J., et al. High-resolution mechanical imaging of the kidney. Journal of Biomechanics. 47 (3), 639-644 (2014).
  29. Bensamoun, S. F., et al. Stiffness imaging of the kidney and adjacent abdominal tissues measured simultaneously using magnetic resonance elastography. Clinical Imaging. 35 (4), 284-287 (2011).
  30. Moon, S. K., et al. Quantification of Kidney Fibrosis Using Ultrasonic Shear Wave Elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34, 869-877 (2015).
  31. Genovese, F., Manresa, A. A., Leeming, D. J., Karsdal, M. A., Boor, P. The extracellular matrix in the kidney: a source of novel non-invasive biomarkers of kidney fibrosis?. Fibrogenesis & Tissue Repair. 7 (1), (2014).
  32. Hewitson, T. D. Fibrosis in the kidney: is a problem shared a problem halved?. Fibrogenes & Tissue Repair. 5 (1), S14 (2012).
  33. Wolf, M. T., et al. Polypropylene surgical mesh coated with extracellular matrix mitigates the host foreign body response. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (1), 234-246 (2014).
  34. Faulk, D. M., et al. ECM hydrogel coating mitigates the chronic inflammatory response to polypropylene mesh. Biomaterials. 35 (30), 8585-8595 (2014).
  35. Jeffords, M. E., Wu, J., Shah, M., Hong, Y., Zhang, G. Tailoring Material Properties of Cardiac Matrix Hydrogels To Induce Endothelial Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (20), 11053-11061 (2015).
  36. Kim, M. -. S., et al. Differential Expression of Extracellular Matrix and Adhesion Molecules in Fetal-Origin Amniotic Epithelial Cells of Preeclamptic Pregnancy. Public Library of Science ONE. 11 (5), e0156038 (2016).
  37. Paduano, F., Marrelli, M., White, L. J., Shakesheff, K. M., Tatullo, M. Odontogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells on Hydrogel Scaffolds Derived from Decellularized Bone Extracellular Matrix and Collagen Type I. Public Library of Science ONE. 11 (2), e0148225 (2016).
  38. Viswanath, A., et al. Extracellular matrix-derived hydrogels for dental stem cell delivery. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 105 (1), 319-328 (2017).
  39. Uriel, S., et al. Extraction and Assembly of Tissue-Derived Gels for Cell Culture and Tissue Engineering. Tissue Engineering Part C Methods. 15 (3), 309-321 (2009).
  40. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  41. Faust, A., et al. Urinary bladder extracellular matrix hydrogels and matrix-bound vesicles differentially regulate central nervous system neuron viability and axon growth and branching. Journal of Biomaterials Applications. 31 (9), 1277-1295 (2017).
  42. Pouliot, R. A., et al. Development and characterization of a naturally derived lung extracellular matrix hydrogel. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (8), 1922-1935 (2016).
  43. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature Communications. 5, 3935 (2014).
  44. Pati, F., et al. Biomimetic 3D tissue printing for soft tissue regeneration. Biomaterials. 62, 164-175 (2015).
  45. Wang, R. M., Christman, K. L. Decellularized myocardial matrix hydrogels: In basic research and preclinical studies. Advanced Drug Delivery Reviews. 96, 77-82 (2016).
  46. Jang, J., et al. 3D printed complex tissue construct using stem cell-laden decellularized extracellular matrix bioinks for cardiac repair. Biomaterials. 112, 264-274 (2017).
  47. Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (Pt 24), 4195-4200 (2010).
  48. Mouw, J. K., Ou, G., Weaver, V. M. Extracellular matrix assembly: a multiscale deconstruction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 771-785 (2014).
  49. Bonnans, C., Chou, J., Werb, Z. Remodelling the extracellular matrix in development and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 786-801 (2014).
  50. Hinderer, S., Layland, S. L., Schenke-Layland, K. ECM and ECM-like materials – Biomaterials for applications in regenerative medicine and cancer therapy. Advanced Drug Delivery Reviews. 97, 260-269 (2016).
  51. Uriel, S., et al. The role of adipose protein derived hydrogels in adipogenesis. Biomaterials. 29 (27), 3712-3719 (2008).
  52. Singelyn, J. M., et al. Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering. Biomaterials. 30 (29), 5409-5416 (2009).
  53. Medberry, C. J., et al. Hydrogels derived from central nervous system extracellular matrix. Biomaterials. 34 (4), 1033-1040 (2013).
  54. Loneker, A. E., Faulk, D. M., Hussey, G. S., D’Amore, A., Badylak, S. F. Solubilized liver extracellular matrix maintains primary rat hepatocyte phenotype in-vitro. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (4), 957-965 (2016).
  55. Hill, R. C., Calle, E. A., Dzieciatkowska, M., Niklason, L. E., Hansen, K. C. Quantification of extracellular matrix proteins from a rat lung scaffold to provide a molecular readout for tissue engineering. Molecular & Cellular Proteomics. 14 (4), 961-973 (2015).
  56. Li, Q., et al. Proteomic analysis of naturally-sourced biological scaffolds. Biomaterials. 75, 37-46 (2016).
  57. Tanaka, T., Yada, R. Y. N-terminal portion acts as an initiator of the inactivation of pepsin at neutral pH. Protein Engineering. 14 (9), 669-674 (2001).
  58. Ligresti, G., et al. A Novel Three-Dimensional Human Peritubular Microvascular System. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (8), 2370-2381 (2016).
  59. Mozes, M. M., Böttinger, E. P., Jacot, T. A., Kopp, J. B. Renal expression of fibrotic matrix proteins and of transforming growth factor-beta (TGF-beta) isoforms in TGF-beta transgenic mice. Journal of the American Society of Nephrology. 10 (2), 271-280 (1999).
  60. Romanowicz, L., Galewska, Z. Extracellular matrix remodeling of the umbilical cord in pre-eclampsia as a risk factor for fetal hypertension. Journal of Pregnancy. 2011, 542695 (2011).
check_url/it/58314?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Hiraki, H. L., Nagao, R. J., Himmelfarb, J., Zheng, Y. Fabricating a Kidney Cortex Extracellular Matrix-Derived Hydrogel. J. Vis. Exp. (140), e58314, doi:10.3791/58314 (2018).

View Video