Summary

Drosophila 시각 시스템에서 낮은 풍부한 셀의 정화

Published: September 26, 2018
doi:

Summary

여기, 우리 세포 형광 활성화 셀 정렬 (FACS) 초파리 비주얼 시스템 내에서 낮은 풍부에 효율적으로 하기 위한 셀 분리 프로토콜을 제시.

Abstract

다음 세대 시퀀싱의 감도에 최근 개선 세포의 작은 숫자 transcriptomic 및 게놈 분석의 적용을 촉진 했습니다. 다양 한 셀 형식 관련 유전자 도구를 자랑 하는 초파리 시각 시스템 개발 연구를이 기술을 활용 하 여 정확한 세포 해상도와 개발의 분자 기초를 해결 하기 위한 강력한 접근 방식을 제공 합니다. 이러한 접근 가능 하, 그것은 안정적이 고 효율적으로 정화 세포는 두뇌 내의 낮은 풍부에서 존재 하는 능력을 중요 하다. 여기, 우리는 유전 모자이크 실험에서 단일 세포 클론의 효율적인 정화를 허용 하는 방법 제시. 이 프로토콜 우리가 지속적으로 달성 셀룰러 고수익 정화 형광을 사용 하 여 정렬 (FACS) (모든 레이블이 지정 된 셀의 25%), 세포를 활성화 하 고 성공적으로 단일 세포 클론 통해 생성에 transcriptomics 분석을 수행 후 repressible 셀 표시 (MARCM)와 함께 모자이크 분석. 이 프로토콜은 transcriptomic 및 게놈 분석에 적용 특정 세포 유형 시각 시스템에서 다른 유전자 조작의 맥락에서 개발의 다른 단계에 걸쳐 이상적 이다.

Introduction

Drosophila 시각 시스템 개발 및 행동의 유전 기초 공부에 대 한 뛰어난 모델입니다. 그것은 특정 세포 유형2,3를 조작 하기 위한 고급 유전자 툴킷 진부한 세포질 건축1 구성 되어 있습니다. 이 시스템의 주요 힘이 자율적으로 유전자 기능 유전 모자이크 방법4,5를 사용 하 여 단일 셀 해상도 셀 형식에는 기능입니다. 우리 셀 형식별 transcriptomic 수행을 다음 세대 시퀀싱에 최근의 진보와 함께 이러한 유전적 도구를 결합 하 고 유전 모자이크 실험에서 복제 하는 단일 셀에 게놈 분석.

이 위해 선택적으로 두뇌에 있는 낮은 풍부한 세포 인구를 분리 하는 강력 하 고 효율적인 방법을 개발 필수적 이다. 이전에 우리는 FACS, 번데기 개발 동안 시각적 시스템에서 특정 세포 유형을 분리 하 고 RNA-seq6을 사용 하 여 그들의 transcriptomes 결정에 대 한 프로토콜을 개발 했다. 이 실험에서 특정 유형 (예: R7 대뇌)의 세포의 대부분 붙일 표시 했다. 유전 모자이크 실험, 어떤 점에서 동일한 유형의 셀의 하위 집합만 표시 됩니다,이 메서드를 사용 하 여 우리 품질 시퀀싱 데이터를 얻기 위해 충분 한 세포를 분리 하지 못했습니다. 이 해결 하기 위해 우리 셀 분리 프로토콜을 개선 하 여 세포 수확량 증가 하고자 했다.

우리의 접근 방식은 천연된 셀의 건강 극대화, 해 부 및 분리 버퍼를 변경 하 여 세포 건강을 개선 하는 프로토콜의 총 길이 감소 하 고 해 부 조직에 기계적 장애의 양을 줄일 것 이었다. 우리는 repressible 셀 표식5 (MARCM), 단일 붙일 클론 야생 타입 또는 돌연변이의 유전자에 대 한 특정 세포 유형의 분류의 생성 수 있는 모자이크 분석을 사용 하 여 향상 된 프로토콜7 테스트는 그렇지 않으면 heterozygous 비행입니다. 어디, 동일한 조건 하에서 우리의 이전 프로토콜 시퀀스 (seq) RNA에 대 한 충분 한 자료를 생성 하지 못했습니다, 향상 된 프로토콜은 성공적 이었다. 우리 reproducibly 높은 세포 수확량 (레이블이 지정 된 셀의 25%)를 달성 하 고 약간 1000 셀7에서 고품질 RNA-seq 데이터를 가져오는.

여러 프로토콜 이전 초파리6,8,9,10,11,,1213 에 특정 세포 유형을 설명 되었습니다. , 14 , 15 , 16. 이러한 프로토콜은 대부분 뇌 내에서 풍부한 셀을 격리 하기 위한 것. 우리의 프로토콜 FACS를 사용 하 여 후속 transcriptomic 및 게놈 분석에 대 한 시각적 시스템에서 낮은 풍부한 세포 인구 (100 개 미만의 세포 뇌 당)를 분리 하는 데 최적화 되어 있습니다. 우리 reproducibly FACS 및 RNA이 고품질 transcriptome 데이터 취득에 의해 비행 시각 시스템에서 낮은 풍부한 세포를 분리 하는 방법을 제공을 목표로이 프로토콜

Protocol

1. 실험 전에 계획 시작 하기 전에 실험, 유전학 특별히 원하는 셀을 예상 대로 작동 하는 경우 확인 하는 소규모 파일럿 실험을 수행 합니다. 첫 번째 패스, 사용 immunohistochemistry와 가벼운 현미경을 원치 않는 셀으로 표시 됩니다. 이상적으로, 유전자 표시는 망막과 시 엽 (그림 3) 내에서 특정 있을 것입니다. 만 광 엽 세포 분리에 사용 되 고 중앙 ?…

Representative Results

일반적인 계획프로토콜의 일반적인 체계는 그림 1에 표시 됩니다. 프로토콜 세 가지 주요 부분으로 나누어져: 작업, 샘플 준비, 시퀀싱 및 데이터 분석. “실험 전에 계획” 세션 프로토콜의 편의상 일반적인 계획에 포함 되지 않습니다. 타임 라인(비행 작업 및 샘플 준비) 프?…

Discussion

이 프로토콜은 간단 하 고 실행 하기 기술적으로 곤란 하지 하지만 여러 주요 단계는 것을 간과 하는 경우는 세포의 수율에 상당한 감소를 일으킬. (2.3.2 단계입니다.) 그것은 중요 한 십자가 건강 한, 그리고 음식을 밖으로 건조 하지 않습니다. 십자가의 정규 급수는 바로 유전자 형의 올바른 개발 단계에서 해 부에 사용할 수 있는 파리의 수를 최대화 하려면 필수적입니다. 얼마나 자주 급수 할 필?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 NINDS의 보너스 번호 K01NS094545, 신경 퇴행 성 질환의 연구에 대 한 Lefler 센터에서 andgrants에서 건강의 국가 학회에 의해 투자 되었다. 우리 인정 Liming 탄 제이슨 McEwan 귀중 한 대화 합니다.

Materials

Liberase TM Roche 5401127001 Proteolytic enzyme blend
NaCl Sigma-Aldrich S3014
KCl Sigma-Aldrich P9541
NaH2PO4 Sigma-Aldrich S9638
NaHCO3 Sigma-Aldrich  S5761
Glucose Sigma-Aldrich G0350500
L-Glutathione Sigma-Aldrich G6013
Heat Inactivated Bovine Serum Sigma-Aldrich F4135
Insulin Solution Sigma-Aldrich I0516
L-Glutamine Sigma-Aldrich G7513
Penicillin-Streptomycin Solution Sigma-Aldrich P4458
Schneider's Culture Medium Gibco 21720024
Papain Worthington LK003178
2-Mercaptoethanol  Sigma-Aldrich M6250-100ML
RNeasy Micro Kit Qiagen 74004 RNA purification kit
RNase-free DNase Qiagen 79254
SuperScript II Reverse Transcriptase Life Technologies 18064-014
dNTP Mix Life Technologies R0191
MgCl2 Solution Sigma-Aldrich M1028-10X1ML
Betaine Solution Sigma-Aldrich B0300-1VL
RNaseOUT Life Technologies 10777-019
Q5 High-Fidelity 2x Master Mix New England Biolabs M0492S
MinElute PCR Purification Kit Qiagen 28004
Nextera XT DNA Library Prepration Kit Illumina FC-131-1024
Nextera XT Index Kit Illumina FC-131-1001
Test Tube with Cell Strainer Snap Cap Falcon 352235
Bottle-Top Vacuum Filter Systems Corning CLS431153
ThermoMixer F1.5 Eppendorf 5384000020
FACSAria Flow Cytometer BD Biosciences 656700
HiSeq 2500 Sequencing System Illumina SY–401–2501

Riferimenti

  1. Fischbach, K. -. F., Dittrich, A. P. M. The optic lobe of Drosophila melanogaster. I. A Golgi analysis of wild-type structure. Cell and Tissue Research. 258, 441-475 (1989).
  2. Pfeiffer, B. D., et al. Tools for neuroanatomy and neurogenetics in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (28), 9715-9720 (2008).
  3. Jenett, A., et al. A GAL4-driver line resource for Drosophila neurobiology. Cell Rep. 2 (4), 991-1001 (2012).
  4. Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117 (4), 1223-1237 (1993).
  5. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).
  6. Tan, L., et al. Ig Superfamily ligand and receptor pairs expressed in synaptic partners in drosophila. Cell. 163 (7), 1756-1769 (2015).
  7. Peng, J., et al. Drosophila Fezf coordinates laminar-specific connectivity through cell-intrinsic and cell-extrinsic mechanisms. Elife. 7, (2018).
  8. Krasnow, M. A., Cumberledge, S., Manning, G., Herzenberg, L. A., Nolan, G. P. Whole animal cell sorting of Drosophila embryos. Science. 251 (4989), 81-85 (1991).
  9. Cumberledge, S., Krasnow, M. A. Preparation and analysis of pure cell populations from Drosophila. Methods in Cell Biology. 44, 143-159 (1994).
  10. Bryant, Z., et al. Characterization of differentially expressed genes in purified Drosophila follicle cells: toward a general strategy for cell type-specific developmental analysis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (10), 5559-5564 (1999).
  11. Neufeld, T. P., de la Cruz, A. F., Johnston, L. A., Edgar, B. A. Coordination of growth and cell division in the Drosophila wing. Cell. 93 (7), 1183-1193 (1998).
  12. Calvi, B. R., Lilly, M. A. Fluorescent BrdU labeling and nuclear flow sorting of the Drosophila ovary. Methods in Molecular Biology. , 203-213 (2004).
  13. Tirouvanziam, R., Davidson, C. J., Lipsick, J. S., Herzenberg, L. A. Fluorescence-activated cell sorting (FACS) of Drosophila hemocytes reveals important functional similarities to mammalian leukocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (9), 2912-2917 (2004).
  14. Bryantsev, A. L., Cripps, R. M. Purification of cardiac cells from Drosophila embryos. Methods. 56 (1), 44-49 (2012).
  15. Harzer, H., Berger, C., Conder, R., Schmauss, G., Knoblich, J. A. FACS purification of Drosophila larval neuroblasts for next-generation sequencing. Nature Protocols. 8 (6), 1088-1099 (2013).
  16. Khan, S. J., Abidi, S. N., Tian, Y., Skinner, A., Smith-Bolton, R. K. A rapid, gentle and scalable method for dissociation and fluorescent sorting of imaginal disc cells for mRNA sequencing. Fly (Austin). 10 (2), 73-80 (2016).
  17. Picelli, S., et al. Full-length RNA-seq from single cells using Smart-seq2. Nature Protocols. 9 (1), 171-181 (2014).
  18. Nern, A., Zhu, Y., Zipursky, S. L. Local N-cadherin interactions mediate distinct steps in the targeting of lamina neurons. Neuron. 58 (1), 34-41 (2008).
check_url/it/58474?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Peng, J., Santiago, I. J., Pecot, M. Y. Purification of Low-abundant Cells in the Drosophila Visual System. J. Vis. Exp. (139), e58474, doi:10.3791/58474 (2018).

View Video