Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) في الفئران
Summary
Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) أسلوب علاجية المقترحة لعلاج الأمراض النفسية. نموذج حيوان ضروري لفهم التغيرات البيولوجية محددة أثارت من قبل تدكس. ويصف هذا البروتوكول طراز ماوس تدكس يستخدم قطب كهربائي مزروع مزمن.
Abstract
Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) أسلوب غير الغازية نيورومودوليشن اقترحت كعلاج بديلة أو تكميلية للعديد من الأمراض العصبية. الآثار البيولوجية تدكس هي لا يفهم تماما، مما يفسر جزئيا بسبب صعوبة الحصول على أنسجة المخ البشري. ويصف هذا البروتوكول طراز ماوس تدكس يستخدم قطب مزمن مزروع السماح لدراسة الآثار البيولوجية طويلة الأمد من تدكس. في هذا النموذج التجريبي، تدكس يتغير التعبير الجيني القشرية، ويقدم مساهمة بارزة في الفهم الأساس المنطقي للاستخدام العلاجي.
Introduction
Transcranial التحفيز التيار المباشر (تدكس) هو أسلوب غير الغازية، منخفضة التكلفة، والعلاجي، الذي يركز على تعديل الخلايا العصبية من خلال استخدام التيارات المنخفضة الحدة المستمر1. وهناك حاليا اثنين من الأجهزة (أنودال وكاثودال) تدكس. بينما تمارس التحفيز أنودال ضعيفة جداً لتحريك إمكانات العمل الحالي في حقل الكهربائي، وقد أظهرت الدراسات الكهربية أن ينتج هذا الأسلوب التغييرات في اللدونة متشابك2. على سبيل المثال، تبين الأدلة أن تدكس يستحث الآثار التقوية (الكمونية) الطويلة الأجل مثل ذروة زيادة السعة من3،إمكانات بوستسينابتيك ضادات4 والتحوير لاستثارة القشرية5.
على العكس من ذلك، يدفع التحفيز كاثودال تثبيط، أسفر عن غشاء فرط الاستقطاب6. فرضية لهذه الآلية يستند إلى النتائج الفسيولوجية حيث يتم وصف تدكس تعدل التردد إمكانات العمل والمدة في الجسم العصبية3. جدير بالذكر أن هذا التأثير لا مباشرة استحضار إمكانات العمل، على الرغم من أنه يمكن إزاحة عتبة depolarization وتيسير أو تعرقل إطلاق العصبية7. وقد تجلى هذه الآثار المتناقضة سابقا. على سبيل المثال، أنتجت التحفيز أنودال وكاثودال آثار معارضة في الردود مشروط المسجلة عن طريق النشاط الكهربائي في الأرانب8. ومع ذلك، أظهرت الدراسات أيضا أن دورات التحفيز أنودال المطول قد إنقاص استثارة بينما تزايد التيارات كاثودال قد تؤدي إلى استثارة، عرض الآثار الذاتية المتناقضة3.
تجميع المحفزات أنودال وكاثودال على السواء استخدام أزواج قطب كهربائي. على سبيل المثال، يوضع القطب في التحفيز أنودال، “نشطة” أو “اﻷنود” على منطقة الدماغ يكون التضمين حين مسرى “مرجع” أو “كاثود” يقع على منطقة فيها أثر التيار يفترض أن تكون تافهة9. في تحفيز كاثودال، والتصرف في القطب هو المقلوب. كثافة التحفيز تدكس الفعال يعتمد على كثافة الحالية وأبعاد القطب، الذي يؤثر على الكهرباء الميدانية بطريقة مختلفة10. في دراسات نشرت آخر، متوسط كثافة الحالية بين 0.10 إلى 2.0 mA و 0.1 mA mA للإنسان والفئران، على التوالي6،110.8. على الرغم من أن حجم القطب 35 سم2 يستخدم عادة في البشر، هناك لا الفهم الصحيح فيما يتعلق بإبعاد القطب للقوارض وإجراء تحقيق أكثر دقة هو المطلوب6.
وقد اقترح تدكس في الدراسات السريرية بمحاولة تقديم معاملة بديلة أو تكميلية لعدة اضطرابات عصبية والعصبية11 مثل الصرع1213من اضطراب ثنائي القطب، السكتة الدماغية5 ، الاكتئاب14، مرض الزهايمر15،16 من التصلب المتعدد ومرض باركنسون17الرئيسية. وعلى الرغم من تزايد الاهتمام في تدكس واستخدامها في التجارب السريرية، والخلوية مفصلة والتعديلات مقولة الجزيئية في أنسجة المخ والقصير والآثار طويلة الأمد، فضلا عن النتائج السلوكية، هي حتى الآن إلى أن تكون أكثر شدة التحقيق18، 19-نهج البشري مباشر لدراسة مستفيضة تدكس ليست قابلة للتطبيق، استخدام نموذج الحيوان تدكس قد تقدم أفكاراً قيمة في الأحداث الخلوية والجزيئية الكامنة وراء الآليات العلاجية من تدكس نظراً لإمكانية الوصول إلى أنسجة المخ في الحيوانات.
ويقتصر الأدلة المتوفرة بشأن النماذج تدكس في الفئران. تستخدم معظم النماذج التي تم الإبلاغ عنها تخطيطات ترسيخ مختلفة وأبعاد القطب والمواد. على سبيل المثال، وينكلر et al. (2017) مزروع الكهربائي الرئيسي (Ag/AgCl، قطرها 4 ملم) مملوءة بالمياه المالحة، وأنها ثابتة للجمجمة مع الأسمنت ومسامير اﻷكريليك20. يختلف عن النهج الذي نتبعه، كان على قطب الصدر مزروع (البلاتين، 20 x 1.5 مم). نزهي et al. (2017) يستخدم إجراء مشابه جداً لبلدنا، على الرغم من أن الصدر الكهربائي كانت مصنوعة من الأسفنج غارقة في المياه المالحة (الكربون شغلها، 9.5 سم2)21. دراسة أخرى زرعها كل أقطاب في رأس هذا الحيوان، الذي تم التوصل إليه عن طريق استخدام لوحات ثابتة ويغطي رأسه الحيوان الموصلات المائية22. وهنا يصف لنا طراز ماوس تدكس يستخدم قطب مزروع المزمن عن طريق بسيطة إعداد الإجراءات وتدكس الجراحية (الشكل 1).
Protocol
Representative Results
Discussion
في السنوات الأخيرة، إدخال تقنيات نيوروستيموليشن الممارسة السريرية كإجراء واعدة لعلاج الاضطرابات النفسية العصبية23. للحد من القيود المفروضة بسبب عدم معرفة آليات نيوروستيموليشن، قدمنا هنا نموذجا ماوس تدكس تحمل قطب التي يمكن استهداف مناطق الدماغ. منذ مسرى مزمن القابلة للغرس، …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
ونحن نشكر السيد رودريغو دي سوزا للمساعدة في الحفاظ على المستعمرات الماوس. L.A.V.M وزميل ما بعد الدكتوراه الرؤوس. أيد هذا العمل منحة بروني (فابيميج: أبك-00476-14).
Materials
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors – ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated – Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | – | – | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | – | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | ############ | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | ############ | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | – | – | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
Riferimenti
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer’s disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson’s disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
