चूहों में Transcranial प्रत्यक्ष वर्तमान उत्तेजना (tDCS)
Summary
Transcranial प्रत्यक्ष वर्तमान उत्तेजना (tDCS) एक चिकित्सीय तकनीक मनोरोग रोगों के इलाज के लिए प्रस्तावित है । एक पशु मॉडल विशिष्ट जैविक tDCS द्वारा पैदा परिवर्तन को समझने के लिए आवश्यक है । इस प्रोटोकॉल का वर्णन करता है एक tDCS माउस मॉडल है कि एक लंबे प्रत्यारोपित इलेक्ट्रोड का उपयोग करता है ।
Abstract
Transcranial प्रत्यक्ष वर्तमान उत्तेजना (tDCS) एक गैर इनवेसिव neuromodulation कई neuropsychiatric रोगों के लिए एक वैकल्पिक या पूरक उपचार के रूप में प्रस्तावित तकनीक है । tDCS के जैविक प्रभाव पूरी तरह से समझ में नहीं आ रहे हैं, जो भाग में है मानव मस्तिष्क ऊतक प्राप्त करने में कठिनाई की वजह से समझाया । इस प्रोटोकॉल का वर्णन एक tDCS माउस मॉडल है कि एक लंबी प्रत्यारोपित इलेक्ट्रोड का उपयोग करता है tDCS के लंबे समय से स्थाई जैविक प्रभाव के अध्ययन की अनुमति । इस प्रायोगिक मॉडल में, tDCS cortical जीन अभिव्यक्ति परिवर्तन और इसके चिकित्सीय उपयोग के लिए तर्क की समझ के लिए एक प्रमुख योगदान प्रदान करता है ।
Introduction
Transcranial प्रत्यक्ष वर्तमान उत्तेजना (tDCS) एक गैर इनवेसिव, कम लागत, चिकित्सकीय तकनीक है, जो कम तीव्रता निरंतर धाराओं1के उपयोग के माध्यम से ंयूरॉन मॉडुलन पर केंद्रित है । tDCS के लिए वर्तमान में दो स्थापक (anodal और cathodal) हैं. जबकि anodal उत्तेजना एक मौजूदा बिजली के क्षेत्र को भी कार्रवाई की क्षमता को ट्रिगर कमजोर डालती है, इलेक्ट्रोफिजियोलॉजी अध्ययन से पता चला है कि इस विधि synaptic प्लास्टिक2में परिवर्तन का उत्पादन । उदाहरण के लिए, सबूत से पता चलता है कि tDCS प्रेरित लंबी अवधि के potentiation (LTP) प्रभाव जैसे उत्तेजक postsynaptic की वृद्धि की चोटी आयाम के रूप में3,4 और cortical उत्तेजित की मॉडुलन5।
इसके विपरीत, cathodal उत्तेजना बाधा लाती है, झिल्ली hyperpolarization6में जिसके परिणामस्वरूप । इस तंत्र के लिए एक परिकल्पना शारीरिक निष्कर्षों पर आधारित है जहां tDCS ंयूरॉन शरीर3में कार्रवाई संभावित आवृत्ति और अवधि का नियमन करने के लिए वर्णित है । यह ध्रुवीकरण दहलीज बदलाव और सुविधा या न्यूरॉन फायरिंग7में बाधा हो सकती है, हालांकि विशेष रूप से, इस प्रभाव सीधे कार्रवाई की क्षमता पैदा नहीं करता है. इन विषम प्रभाव पहले प्रदर्शन किया गया है । उदाहरण के लिए, anodal और cathodal उत्तेजना8खरगोश में electromyography गतिविधि के माध्यम से पंजीकृत वातानुकूलित प्रतिक्रियाओं में प्रभाव का विरोध का उत्पादन किया । हालांकि, अध्ययनों से यह भी पता चला है कि लंबे समय तक anodal उत्तेजना सत्र उत्तेजित करने में कमी हो सकती है, जबकि cathodal धाराओं बढ़ रही है उत्तेजित करने के लिए नेतृत्व कर सकते हैं, आत्म-विषम प्रभाव3पेश ।
दोनों anodal और cathodal उत्तेजनाओं कुल इलेक्ट्रोड जोड़े का उपयोग करें । उदाहरण के लिए, anodal उत्तेजना में, “सक्रिय” या “anode” इलेक्ट्रोड मस्तिष्क क्षेत्र पर रखा गया है, जबकि “संदर्भ” या “कैथोड” इलेक्ट्रोड जबकि एक क्षेत्र पर स्थित है, जहां वर्तमान के प्रभाव को तुच्छ9माना जाता है । cathodal उत्तेजना में, इलेक्ट्रोड विन्यास औंधा है. प्रभावी tDCS के लिए उत्तेजना तीव्रता वर्तमान तीव्रता और इलेक्ट्रोड आयाम है, जो अलग से बिजली के क्षेत्र को प्रभावित10पर निर्भर करता है । सबसे अधिक प्रकाशित अध्ययनों में, औसत वर्तमान तीव्रता ०.१० से २.० ma और ०.१ ma के लिए ०.८ ma के लिए मानव और चूहों के लिए, क्रमशः6,11के बीच है । ३५ सेमी2 के इलेक्ट्रोड आकार आम तौर पर मनुष्यों में प्रयोग किया जाता है, वहाँ कुतर के लिए इलेक्ट्रोड आयामों के बारे में कोई उचित समझ है और एक अधिक गहन जांच6की जरूरत है.
tDCS ऐसे मिर्गी12के रूप में कई स्नायविक और neuropsychiatric विकारों11 के लिए एक वैकल्पिक या पूरक उपचार की पेशकश की कोशिश के साथ नैदानिक अध्ययन में प्रस्तावित किया गया है, द्विध्रुवी विकार13,5 स्ट्रोक , मेजर डिप्रेशन14, अल्जाइमर रोग15, मल्टीपल स्केलेरोसिस16 और पार्किंसंस रोग17. नैदानिक परीक्षणों में tDCS और इसके उपयोग में बढ़ती रुचि के बावजूद, मस्तिष्क के ऊतकों, लघु और लंबे समय तक चलने वाले प्रभाव, साथ ही व्यवहार परिणामों में विस्तृत सेलुलर और आणविक उदाहरणात्मक परिवर्तन, अभी तक और अधिक गहराई से18खोजी जा रहे हैं, 19. के बाद से एक प्रत्यक्ष मानव अच्छी तरह से अध्ययन tDCS के दृष्टिकोण व्यवहार्य नहीं है, एक tDCS पशु मॉडल का उपयोग सेलुलर और आणविक tDCS के लिए पहुंच के कारण के चिकित्सीय तंत्र अंतर्निहित घटनाओं में बहुमूल्य अंतर्दृष्टि प्रदान कर सकते है पशु मस्तिष्क ऊतक ।
उपलब्ध साक्ष्य चूहों में tDCS मॉडल के संबंध में सीमित है । रिपोर्ट मॉडल के अधिकांश विभिंन आरोपण लेआउट, इलेक्ट्रोड आयाम, और सामग्री का इस्तेमाल किया । उदाहरण के लिए, विंकलर एट अल. (२०१७) प्रत्यारोपित सिर इलेक्ट्रोड (एजी/AgCl, व्यास में 4 मिमी) खारा से भरा है और यह एक्रिलिक सीमेंट और20शिकंजा के साथ cranium के लिए तय की । हमारे दृष्टिकोण से अलग है, उनके सीने इलेक्ट्रोड (प्लैटिनम, 20 x १.५ mm) प्रत्यारोपित किया गया । Nasehi एट अल. (२०१७) एक बहुत हमारे लिए बहुत समान प्रक्रिया का इस्तेमाल किया, हालांकि वक्ष इलेक्ट्रोड एक खारा से लथपथ स्पंज (कार्बन भरा, ९.५ सेमी2)21से बनाया गया था । एक अंय अध्ययन के पशुओं के सिर में दोनों इलेक्ट्रोड प्रत्यारोपित, जो तय प्लेटों का उपयोग करके प्राप्त किया गया था और एक hydrogel कंडक्टर22के साथ पशुओं के सिर को कवर । यहाँ, हम सरल शल्य चिकित्सा प्रक्रियाओं और tDCS सेटअप (चित्रा 1) के माध्यम से एक लंबे प्रत्यारोपित इलेक्ट्रोड का उपयोग करता है कि एक tDCS माउस मॉडल का वर्णन.
Protocol
Representative Results
Discussion
हाल के वर्षों में, neurostimulation तकनीक neuropsychiatric विकारों23के इलाज के लिए एक होनहार प्रक्रिया के रूप में नैदानिक अभ्यास में प्रवेश किया गया है । neurostimulation के तंत्र के ज्ञान की कमी के द्वारा लगाया बाधा को कम करन?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
हम माउस कालोनियों को बनाए रखने में सहायता के लिए श्री Rodrigo de Souza धंयवाद । एल. ए. व्ही. एम एक CAPES postdoctoral येता. इस काम को ग्रांट PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14) ने सपोर्ट किया था ।
Materials
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors – ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated – Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | – | – | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | – | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | ############ | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | ############ | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | – | – | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
Riferimenti
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer’s disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson’s disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
