Summary

マウスにおける経頭蓋直流電流刺激 (tDCS)

Published: September 23, 2018
doi:

Summary

経頭蓋直流電流刺激 (tDCS) は、精神疾患を治療するために提案された治療法です。動物モデルは、tDCS による特定の生物学的変化を理解するために不可欠です。このプロトコルでは、慢性埋込電極を使用する Tdc マウス モデルについて説明します。

Abstract

経頭蓋直流電流刺激 (tDCS) は、いくつかの脳神経疾患のための代替または補完的な治療として提案した非侵襲的なニューロモデュレーション手法です。Tdc の生物学的効果完全に理解されない、人間の脳組織を取得の難しさのために一部説明されています。このプロトコルでは、Tdc の長期的な生物学的効果の検討できるように慢性埋込電極を使用する Tdc マウス モデルについて説明します。この実験モデルで tDCS は皮質の遺伝子発現が変化し、その治療上の使用のための理論的根拠の理解への顕著な貢献を提供しています。

Introduction

経頭蓋直流電流刺激 (tDCS) は、低強度の連続電流1を使用して神経の変調に焦点を当てて非侵襲、低コスト、治療テクニックです。現在、Tdc の 2 つの設定 (anodal、,) があります。Anodal 刺激を及ぼす現在電場電位をトリガーには弱すぎる中、電気生理学研究はこのメソッドがシナプス可塑性2の変化を生成することを示しています。たとえば、その tDCS は、興奮性シナプス後電位の3,4の振幅増大と皮質興奮性5の変調などの長期増強 (LTP) 効果を誘導する証拠を示しています。

逆に、, 刺激は抑制、膜の過分極6の結果を誘導します。このメカニズムの仮説は、活動電位の頻度と神経体3の期間を調節する Tdc はで記述されている生理学的な所見に基づいています。特に、この効果呼び起こすはない直接、活動電位が脱分極閾値をシフトし容易またはニューロン7を妨げることができます。効果を対照的なこれらは既に実証されています。たとえば、anodal とし, 刺激はウサギ8の筋電図活動を介して登録条件反応の反対の効果を作り出した。しかし、研究は興奮性、自己対照的な効果3を提示する可能性があります, 電流を増加している間 anodal 序でセッション興奮性が低下することをまた示されています。

Anodal とし, 刺激電極対の使用を集計します。たとえば、anodal 刺激、「アクティブ」または「陽極」の電極は「リファレンス」または「カソード」電極電流影響取るに足りない9するとされる地域であるのに対し、変調されると脳の領域上に配置。, 刺激電極配置が反転されます。現在の強度に依存する効果的な tDCS の刺激強度と電気に影響を与える電極寸法フィールド10の異なる。平均電流は 0.10 から 2.0 の間、最も公表された研究は、mA、0.1 0.8 mA 人間、マウス、それぞれ6,11mA。35 cm2の電極のサイズは、通常人間で使用されますが、齧歯動物の電極寸法に関する適切な理解がないより徹底的な調査が必要な6

tDCS はてんかん12, 双極性障害13、ストローク5 などのいくつかの神経疾患、精神神経疾患11の代替または補完的な治療を提供しての試みに関する臨床研究で提案されています。、うつ病1415アルツハイマー病、多発性硬化症16パーキンソン病17の主要な。TDCS の関心とその行動の結果と同様、臨床試験、詳細な携帯と脳組織、短い分子誘発変異と長期的な効果、成長している、にもかかわらず、まだより深く調査18,19. tDCS をじっくり研究して直接人間のアプローチは実行可能なため、tDCS 動物モデルの使用 Tdc へのアクセシビリティのための治療上のメカニズムを基になる細胞と分子のイベントへの貴重な洞察力を提供するかもしれない、動物の脳組織。

入手可能な証拠は、マウスの tDCS モデルに関する制限されています。報告されたモデルのほとんどは、材料、電極寸法、打ち込むことのさまざまなレイアウトを使用しました。たとえば、ウィンクラー(2017) 生理食塩水で満たされた頭部電極 (銀/塩化銀、直径 4 mm) を注入し、アクリル セメントやネジ20で頭蓋骨に固定します。我々 のアプローチとは異なり、その胸部電極は、注入 (プラチナ、20 × 1.5 mm) だった。Nasehi(2017) 非常に、よく似た手順を使用は、胸部電極を生理食塩水に浸したスポンジ (カーボン充填、9.5 cm2)21から作られたが。別の研究は、固定プレートを使用し、ハイドロゲル指揮者22動物の頭をカバーによって達成された動物の頭の中に両方の電極を植え付け。ここでは、簡単な外科プロシージャおよび Tdc セットアップ (図 1) 慢性埋込電極を使用する Tdc マウス モデルをについて説明します。

Protocol

それぞれ収容された男性大人 (8-12 週) c57bl/6 マウスは、この実験で使用されました。動物は食べ物と水で実験手順の前後中に適切なケアを受信したアドリブ。すべてのプロシージャは、連邦大学のミナスジェ ライス州から動物の倫理委員会で承認された(プロトコル番号 59/2014). 1. 電極配置 鎮静と脳定位固定装置に動物を注視して <li…

Representative Results

外科プロトコルは、誘導サイトでない炎症性の信号やその他の望ましくない効果を少なくとも 1 ヶ月、インプラントの長期安定性を提示しました。すべての動物が生き残った外科プロシージャと Tdc のセッション (n = 8)。この実験では、Tdc インプラントされた M1 と M2 野 (+1.0 mm 前後と前 0.0 mm 外側) 上に置かれました。一週間後、tDCS (n = 3-4) と偽 (n = 3) マウスは 0.35 で …

Discussion

サスカチュワン神経テクニックでは、近年、精神神経疾患23の治療に有望なプロシージャとして臨床実習を入力されています。神経のメカニズムの知識の欠乏によって課される制約を減らすためには、我々 は脳の領域を対象とする電極を運ぶ tDCS マウス モデルをここで紹介。電極は慢性埋込型なのでこの動物モデルは複雑な刺激パターンで (少なくとも 1 ヶ月) の tDCS によ?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

マウスのコロニーを維持するために支援ありがとう氏ロドリゴ ・ デ ・ ソウザ。L.A.V.M は、岬の研究員です。この作品は PRONEX 助成金によって支えられた (FAPEMIG: APQ-00476-14)。

Materials

BD Ultra-Fine 50U Syringe BD 10033430026 For intraperitonially injection.
Shaver (Philips Multigroom) Philips (Brazil) QG3340/16 For surgical site trimming.
Surgical Equipment
Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console KOPF 940 For animal surgical restriction and positioning.
Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars KOPF 922 For animal surgical restriction and positioning.
Cannula Holder KOPF 1766-AP For implant positioning.
Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand WPI PZMIII-BS For bregma localization and implant positioning.
Temperature Control System Model  KOPF TCAT-2LV For animal thermal control.
Cold Light Source  WPI WA-12633 For focal brightness
Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging VetEquip 901820 For isoflurane delivery and safety.
VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter VetEquip 931401 Delivery system safety measures. 
Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder KOPF 923-B For animal restriction and O2 and isoflurane delivery.
Oxygen regulator, E-cylinder  VetEquip 901305 For O2 regulation and delivery.
Oxygen hose – green  VetEquip 931503 For O2 and isoflurane delivery.
Infrared Sterilizer 800 ºC Marconi MA1201 For instrument sterilization.
Surgical Instruments
Fine Scissors – ToughCut Fine Science Tools 14058-11 For incision.
Surgical Hooks INJEX 1636 In House Fabricated – Used to clear the surgical site from skin and fur.
Standard Tweezers or Forceps For skin grasping.
Surgical Consumables
Vetbond 3M SC-361931 For incision closing.
Cement and Catalyzer KIT (Duralay) Reliance 2OZ For implant fixation.
Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) JnJ 75U For surgical site antisepsis. 
24 Well Plate (Tissue Culture Plate) SARSTEDT 831,836 For cement preparation.
Application Brush parkell S286 For cement mixing and application.
Pharmaceutics
Xylazin (ANASEDAN 2%) Ceva Pharmaceutical (Brazil) P10160 For anesthesia induction.
Ketamine (DOPALEN 10%) Ceva Pharmaceutical (Brazil) P30101 For anesthesia induction.
Isoflurane (100%) Cristália (Brazil) 100ML For anesthesia maintenance.
Lidocaine (XYLESTESIN 5%) Cristal Pharma For post-surgical care.
Ketoprofen (PROFENID 100 mg) Sanofi Aventis 20ML For post-surgical care.
Ringer's Lactate Solution SANOBIOL LAB ############ For post-surgical care.
TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) Alcon 631 For eye lubrification and protection. 
Stimulation
Animal Transcranial Stimulator Soterix Medical 2100 For current generation.
Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) Soterix Medical 2100 Electrode support (Implant).
Pin-type electrode (Ag/AgCl) Soterix Medical 2100 For current delivery (electrode). 
Pin-type electrode cap Soterix Medical 2100 For implant protection.
Body Electrode (Ag/AgCl Coated) Soterix Medical 2100 For current delivery (electrode). 
Saline Solution (0.9%) FarmaX ############ Conducting medium for current delivery.
Standard Tweezers or Forceps For tDCS setup.
Real Time Polymerase Chain Reaction
BioRad CFX96 Real Time System BioRad C1000 For qPCR
SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) BioRad 1725271 For qPCR
Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 BioRad HSP9601 For qPCR
Microseal "B" seal pct c/ 100 BioRad MSB1001 For qPCR

Riferimenti

  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer’s disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson’s disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
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Citazione di questo articolo
de Souza Nicolau, E., de Alvarenga, K. A. F., Tenza-Ferrer, H., Nogueira, M. C. A., Rezende, F. D., Nicolau, N. F., Collodetti, M., de Miranda, D. M., Magno, L. A. V., Romano-Silva, M. A. Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice. J. Vis. Exp. (139), e58517, doi:10.3791/58517 (2018).

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