JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Biologia

Kvantificere leukocyt udgang via lymfekar fra Murine hud og tumorer

Published: January 07, 2019
doi:
10.3791/58704
, , , , ,
1Department of Cell, Developmental, & Cancer Biology,Oregon Health and Science University, 2Department of Molecular Microbiology & Immunology,Oregon Health and Science University, 3Department of Dermatology,Oregon Health and Science University, 4Knight Cancer Institute,Oregon Health and Science University

Summary

Her, viser vi metoder for i vivo kvantificering af leukocyt afstigning fra naiv, betændt, og ondartet murine hud. Vi udføre en head-to-head sammenligning af to modeller: transdermal FITC ansøgning og i situ photoconversion. Derudover viser vi nytte af photoconversion for sporing leukocyt afstigning fra kutane tumorer.

Abstract

Leukocyt afstigning fra perifere væv til afdrypning lymfeknuder er ikke kun afgørende for immun overvågning og indledning, men også bidrager til løsningen af perifere væv svar. Mens en række metoder bruges til at kvantificere leukocyt afstigning fra ikke-lymfoide, perifere væv, forbliver de cellulære og molekylære mekanismer, der styrer kontekst-afhængige egress dårligt forstået. Her, beskriver vi brugen af i situ photoconversion til kvantitativ analyse af leukocyt afstigning fra murine hud og tumorer. Photoconversion giver mulighed for direkte mærkning af leukocytter bopæl inden for kutant væv. Selvom huden udsættes for ultraviolet lys inducerer lokale karakteriseret inflammatoriske respons ved leukocyt infiltrater og kar leakiness, i et head-to-head sammenligning med transdermal anvendelse af fluorescerende sporstoffer, photoconversion specifikt mærket vandrende dendritiske cellepopulationer og samtidig aktiveret kvantificering af myeloid og lymfoide afstigning fra kutan microenvironments og tumorer. Mekanismer af leukocyt egress forblive en manglende komponent i vores forståelse af intratumoral leukocyt kompleksitet, og dermed anvendelse af de værktøjer, der beskrives heri vil give unikke indsigt i dynamikken i tumor immun microenvironments begge på stabil stat og som svar på terapi.

Introduction

Perifere væv immunrespons er formet af leukocyt rekruttering til lokaliteterne af betændelse, men også af mekanismer, der regulerer deres efterfølgende ejendomsforbehold. Således er beskyttende immunitet dikteret af kumulative cellulære og molekylære mekanismer, der bestemmer, om en leukocyt træder, forbliver inden for, eller rettere vandrer ud af perifere væv via lymfekar. Vigtigere, er tilbøjelighed for leukocytter at afslutte væv gennem lymfekar (betegnes afstigning) knyttet til deres specialiserede funktioner. Dendritiske celler (DC) erhverve vandrende adfærd som reaktion på modning signaler fører til antigen transport og præsentation i dræning lymfeknuder (dLN), en proces, der er nødvendige for adaptive immunitet1. Scavenging myeloide celler, makrofager og neutrofiler, tjene til klart apoptotiske vragrester gennem fagocytose. Under bakteriel infektion, neutrofiler egress væv og i sidste ende gennemgå apoptose i dLNs2 og i en model af DSS-induceret colitis, data støtter den hypotese, at makrofag egress er nødvendigt at løse lokale betændelse3. Om neutrofile og makrofag udgang sker i alle inflammatoriske sammenhænge, dog er ukendt. Beviser for T-lymfocytter afstigning fra steady state4,5,6,7, inficerede8og betændte4,9,10, 11,12 perifer, ikke-lymfoide væv angiver at recirkulere T celler aktivt, selvom de væv-baserede signaler, der driver denne exit forbliver dårligt forstået. Flere undersøgelser har identificeret signaler nødvendige for retningsbestemt overgangen til afdrypning lymfatisk kapillærer og efterfølgende egress herunder chemokine (C-C motiv) ligand 21 (CCL21) og dens receptor CCR74,11, 13, chemokine (C-X-C motiv) ligand 12 (CXCL12) og dens receptor CXCR42,14, og sphingosine-1-fosfat (S1P)10,15,16. Disse mekanismer er ikke aktiv i alle sammenhænge, dog, og hvorvidt de bestemmer afstigning af alle celletyper forbliver et åbent spørgsmål. Vigtigere, yderligere kræver indsigt i de mekanismer, der styrer egress og funktionelle relevans i sygdom kvantitative i vivo metoder til analyse.

Flere metoder er blevet brugt til at kvantificere egress i flere dyremodeller i vivo herunder direkte cannulation af lymfekar, adoptiv overførsel af ex vivo mærket leukocytter, transdermal anvendelse af fluorescerende sporstoffer, injektion af mærket partikler, og i vivo photoconversion17,18. Direkte cannulation af afferente mus lymfekar er vanskeligt og begrænset i små dyr af mængden af væske, der kan indsamles. Cannulation er således i vid udstrækning udført i store dyr (fx., får) hvor sådanne kirurgiske manipulationer er praktisk. Disse undersøgelser giver direkte beviser for forekomsten af lymfoide og myeloide celler i lymfeknuder10,19,20. Derudover afslører får modeller, at akut og kronisk inflammation steget næsten 100-fold10,21lymfocyt tilstedeværelse i lymfeknuder.

Adoptiv overførsel af mærket og genetisk manipulerede lymfocytter har vigtigere afslørede, at CCR7 er nødvendig for afstigning af CD4+ T celler fra akut betændt hud5,11, mens forbehandling af lymfocytter med den lille molekyle S1P receptor agonist hæmmer FTY720, kun delvist deres udgang10. Interessant, afstigning af overførte lymfocytter fra kronisk betændte hud er CCR7-uafhængig10, men kan delvist kræve CXCR49. Adoptiv overførsel eksperimenter, dog levere ikke-fysiologisk numre af ex vivo aktiveret og mærket lymfocytter i væv gennem indsprøjtning, som ændrer den biomekaniske miljø af væv og forhøjede interstitiel væske pres det åbne oprindelige lymfatisk kapillærer og ændre deres transport egenskaber22. Som et alternativ, transdermal anvendelse af fluorescein isothiocyanat (FITC) i tilstedeværelse eller fravær af dermal irritanter (fx., dibutylphthalat, DBP) eller infektion23,24 giver mulighed for sporing af fagocyterende celler, der ophobes tracer og overføre til dLNs. Ligeledes er fluorescently mærket tumorer et middel til at spore fagocyterende celler, som har opslugt tumor materielle25. Disse metoder har givet vigtige indsigt i de mekanismer, der regulerer DC udgang13,14,17,26,27 , men ikke er i stand til at spore ikke-fagocyterende lymfocytter og fortolkning kan blive kompliceret af gratis lymfedrænage af opløselige FITC således mærkning ikke-trækfugl, LN bosiddende DCs.

Alternativt, intravital mikroskopi er et kraftfuldt værktøj, der giver mulighed for i vivo sporing af fysiologisk relevante leukocyt populationer i realtid28,29. Anvendes i kombination med reporter mus og antistof-baseret i vivo immunfluorescent mærkning, intravital mikroskopi har afsløret den komplekse rumlige og tidsmæssige dynamikken i immun celle menneskehandel, herunder intramuskulært migration30 , transmigration på tværs af lymfatisk endothelium, passage i lymfe lumen, og migration på LN posten28,31. Bred vedtagelsen af intravital billeddiagnostiske teknikker er begrænset af bekostning, nødvendige ekspertise til nedsat, og begrænset overførselshastighed for kvantificering af flere celletyper. Stadig, kobling kvantitative metoder, der analyserer populationsdynamik væv med intravital imaging vil give yderligere og vigtig mekanistiske indblik med hensyn til mekanismerne i motilitet og migration mod og inden for lymfatisk kapillærer 18 , 31 , 32.

Derfor, i vivo photoconversion er opstået som en metode, der giver mulighed for i situ mærkning, uafhængig af Fagocytisk aktivitet og til kvantificering af fysiologiske leukocyt udgang (når kombineret med flowcytometri) i den fravær eller tilstedeværelse af udfordring. Kaede-Tg mus udtrykke constitutively et protein, der er isoleret fra stony koral, der udstiller grønne fluorescens (Kaede grøn) indtil udsat for ultraviolet lys, hvorefter det uigenkaldeligt konverterer til røde fluorescens (Kaede rød)33. Photoconverted celler kan spores som de udgangsdøre fra perifere væv websteder og ophobes i dLNs. Dette og andre lignende photoconvertible mus modeller34,35 har afsløret vigtigt biologi herunder konstitutiv afstigning af regulerende T-celler fra huden36, CXCR4 afhænger af B-celle afstigning fra Peyerske37 , mobilisering af bopæl hukommelse T celler ved peptid re-udfordring38og bred leukocyt afstigning fra tumor microenvironments39. Heri, udfører vi en head-to-head sammenligning af photoconversion med transdermal FITC ansøgning inden for rammerne af kutane betændelse og infektion at muliggøre direkte sammenligning af eksisterende data med metoden photoconvertible. Desuden, vi viser photoconversion i implanterede tumorer og beskrive konverteringseffektivitet og selektiv afstigning fra tumor microenvironments. Som sådan, vi argumentere for, at der er behov for yderligere anvendelse af disse metoder til at belyse den kritiske biologi af leukocyt afstigning fra tumorer, som vil få betydelige følger for at fortolke intratumoral leukocyt kompleksitet, anti-tumor immunitet, og svar til terapi.

Protocol

Alle dyr protokoller er blevet godkendt af det institutionelle Animal Care og brug udvalg på Oregon Health & Science University. 1. induktion af betændelse og FITC maleri af musen Pinna I en laminar flow hætte, bedøver en C57Bl/6 mus ved hjælp af forstøvet isofluorane (fremkalde på 3-5% isofluorane og fastholde på 1-3% isofluorane; ilt flow-hastighed på 0,5-1,0 L/min.). Sikre ordentlig anesthetization ved overvågning af tab af pedal refleks, ufrivillige bevægelser og nedsa…

Representative Results

Først søgte vi at replikere photoconversion resultaterne offentliggjort i litteraturen til at vurdere effektiviteten og bestemme den tilknyttede betændelse i huden, mus. Øre pinna blev udsat for 100 mW violet lys (405 nm) for 3 min som tidligere beskrevet33. Enkelt celle suspensioner genereret fra øre hud eller livmoderhalskræft dLNs umiddelbart efter eksponeringen afslørede en 78% konverteringseffektivitet på alle CD45+ leukocytter i huden med i…

Discussion

Selvom leukocyt afstigning fra perifer, ikke-lymfoide væv er kritisk for indledningen og opløsning af immunrespons, er de molekylære mekanismer, der styrer egress dårligt forstået. Denne forskel i viden er i vid udstrækning klar tilgængelighed af værktøjer til kvantificering in vivo. Her, beskriver vi brugen af photoconvertible mus (Kaede-Tg) at kvantificere endogene leukocyt afstigning fra huden og tumorer og give en direkte head-to-head sammenligning med FITC maling i inflammatoriske og infektion mode…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil gerne takke Dr. Marcus Bosenberg for at give LÆK 1.1 og LÆK 1.7 murine melanom linjer og Dr. Deborah J. Fowell for at give B6. CG-Tg(CAG-tdKaede) 15Utr mus efter aftale med RIKEN BRC gennem den nationale Bio-ressource af MEXT, Japan.

Materials

Collagenase D Roche 11088866001
DNase Roche 4536282001
Silver-LED-405B light source with optical fiber and collimtor Prizmatix Ltd V8144
Fluorescein isothiocyanate isomer I Sigma-Aldrich F4274
dibutyl phthalate Sigma-Aldrich 524980
acetone Macron Fine Chemicals 2440-02
29-guage syringes Exel International 26029
Evans Blue Sigma-Aldrich E2129
70 um cell strainers VWR 732-2758
paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
HBSS Caisson HBL06
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit Invitrogen L34966
Purified Anti-mouse CD16/CD32 Tonbo Biosciences 70-0161-M001
BV605 CD11c (clone N418) Biolegend 117334
PerCP-Cy5.5 MHCII (clone M5/114.15.2) BD Pharmingen 562363
BV421 CD3e (clone 145-2C11) Biolegend 100341
APC CD8a (clone 53-6.7) TonBo Biosciences 20-0081-u100
APC-Cy7 CD45 (clone 30-F11) Biolegend 103116
BV650 CD19 (clone 6D5) Biolegend 115541
PercCP-Cy5.5 Ly6C (clone HK1.4) Biolegend 128011
Alexa Fluor 647 F4/80 (clone BM8) Biolegend 123121
APC-Cy7 Ly6G (clone 1A8) Biolegend 127623
BV711 CD11b (clone M1/70) Biolegend 101241
BV605 CD45 (clone 30-F11) Biolegend 103155
BV711 CD4 (clone RM4-5) BD Biosciences 563726
Bovine serum albumin (Fraction V) Fisher Scientific BP1600-100
Anit-Rat and Anti-Hamster Igk / Negative Control Compensation Particle Set BD Biosciences 552845
Fortessa Flow Cytometer BD Biosciences
FlowJo v10 Software FlowJo
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Banchereau, J., Steinman, R. M. Dendritic cells and the control of immunity. Nature. 392 (6673), 245-252 (1998).
  2. Hampton, H. R., Bailey, J., Tomura, M., Brink, R., Chtanova, T. Microbe-dependent lymphatic migration of neutrophils modulates lymphocyte proliferation in lymph nodes. Nature Communications. 6, 7139 (2015).
  3. D’Alessio, S., et al. VEGF-C-dependent stimulation of lymphatic function ameliorates experimental inflammatory bowel disease. Journal of Clinical Investigation. 124 (9), 3863-3878 (2014).
  4. Debes, G. F., et al. Chemokine receptor CCR7 required for T lymphocyte exit from peripheral tissues. Nature Immunology. 6 (9), 889-894 (2005).
  5. Bromley, S. K., Yan, S., Tomura, M., Kanagawa, O., Luster, A. D. Recirculating memory T cells are a unique subset of CD4+ T cells with a distinct phenotype and migratory pattern. Journal of Immunology. 190 (3), 970-976 (2013).
  6. Tomura, M., et al. Activated regulatory T cells are the major T cell type emigrating from the skin during a cutaneous immune response in mice. Journal of Clinical Investigation. 120 (3), 883-893 (2010).
  7. Tomura, M., Itoh, K., Kanagawa, O. Naive CD4+ T lymphocytes circulate through lymphoid organs to interact with endogenous antigens and upregulate their function. Journal of Immunology. 184 (9), 4646-4653 (2010).
  8. Jennrich, S., Lee, M. H., Lynn, R. C., Dewberry, K., Debes, G. F. Tissue exit: a novel control point in the accumulation of antigen-specific CD8 T cells in the influenza a virus-infected lung. Journal of Virology. 86 (7), 3436-3445 (2012).
  9. Geherin, S. A., Wilson, R. P., Jennrich, S., Debes, G. F. CXCR4 is dispensable for T cell egress from chronically inflamed skin via the afferent lymph. PLoS One. 9 (4), e95626 (2014).
  10. Brown, M. N., et al. Chemoattractant receptors and lymphocyte egress from extralymphoid tissue: changing requirements during the course of inflammation. Journal of Immunology. 185 (8), 4873-4882 (2010).
  11. Bromley, S. K., Thomas, S. Y., Luster, A. D. Chemokine receptor CCR7 guides T cell exit from peripheral tissues and entry into afferent lymphatics. Nature Immunology. 6 (9), 895-901 (2005).
  12. Gomez, D., Diehl, M. C., Crosby, E. J., Weinkopff, T., Debes, G. F. Effector T Cell Egress via Afferent Lymph Modulates Local Tissue Inflammation. Journal of Immunology. 195 (8), 3531-3536 (2015).
  13. Ohl, L., et al. CCR7 governs skin dendritic cell migration under inflammatory and steady-state conditions. Immunity. 21 (2), 279-288 (2004).
  14. Kabashima, K., et al. CXCL12-CXCR4 engagement is required for migration of cutaneous dendritic cells. American Journal of Pathology. 171 (4), 1249-1257 (2007).
  15. Cyster, J. G., Schwab, S. R. Sphingosine-1-phosphate and lymphocyte egress from lymphoid organs. Annual Review of Immunology. 30, 69-94 (2012).
  16. Matloubian, M., et al. Lymphocyte egress from thymus and peripheral lymphoid organs is dependent on S1P receptor 1. Nature. 427 (6972), 355-360 (2004).
  17. Teijeira, A., Rouzaut, A., Melero, I. Initial afferent lymphatic vessels controlling outbound leukocyte traffic from skin to lymph nodes. Frontiers in Immunology. 4, 433 (2013).
  18. Hunter, M. C., Teijeira, A., Halin, C. T Cell Trafficking through Lymphatic Vessels. Frontiers in Immunology. 7, 613 (2016).
  19. Bujdoso, R., Hopkins, J., Dutia, B. M., Young, P., McConnell, I. Characterization of sheep afferent lymph dendritic cells and their role in antigen carriage. Journal of Experimental Medicine. 170 (4), 1285-1301 (1989).
  20. Young, A. J. The physiology of lymphocyte migration through the single lymph node in vivo. Seminars in Immunology. 11 (2), 73-83 (1999).
  21. Seabrook, T., et al. The traffic of resting lymphocytes through delayed hypersensitivity and chronic inflammatory lesions: a dynamic equilibrium. Seminars in Immunology. 11 (2), 115-123 (1999).
  22. Swartz, M. A., et al. Mechanics of interstitial-lymphatic fluid transport: theoretical foundation and experimental validation. Journal of Biomechanics. 32 (12), 1297-1307 (1999).
  23. Macatonia, S. E., Knight, S. C., Edwards, A. J., Griffiths, S., Fryer, P. Localization of antigen on lymph node dendritic cells after exposure to the contact sensitizer fluorescein isothiocyanate. Functional and morphological studies. Journal of Experimental Medicine. 166 (6), 1654-1667 (1987).
  24. Robbiani, D. F., et al. The leukotriene C(4) transporter MRP1 regulates CCL19 (MIP-3beta, ELC)-dependent mobilization of dendritic cells to lymph nodes. Cell. 103 (4), 757-768 (2000).
  25. Roberts, E. W., et al. Critical Role for CD103(+)/CD141(+) Dendritic Cells Bearing CCR7 for Tumor Antigen Trafficking and Priming of T Cell Immunity in Melanoma. Cancer Cell. 30 (2), 324-336 (2016).
  26. Forster, R., et al. CCR7 coordinates the primary immune response by establishing functional microenvironments in secondary lymphoid organs. Cell. 99 (1), 23-33 (1999).
  27. Johnson, L. A., Jackson, D. G. The chemokine CX3CL1 promotes trafficking of dendritic cells through inflamed lymphatics. Journal of Cell Science. 126, 5259-5270 (2013).
  28. Teijeira, A., et al. T Cell Migration from Inflamed Skin to Draining Lymph Nodes Requires Intralymphatic Crawling Supported by ICAM-1/LFA-1 Interactions. Cell Reports. 18 (4), 857-865 (2017).
  29. Kilarski, W. W., et al. Intravital immunofluorescence for visualizing the microcirculatory and immune microenvironments in the mouse ear dermis. PLoS One. 8 (2), e57135 (2013).
  30. Overstreet, M. G., et al. Inflammation-induced interstitial migration of effector CD4(+) T cells is dependent on integrin alphaV. Nature Immunology. 14 (9), 949-958 (2013).
  31. Russo, E., et al. Intralymphatic CCL21 Promotes Tissue Egress of Dendritic Cells through Afferent Lymphatic Vessels. Cell Reports. 14 (7), 1723-1734 (2016).
  32. Steven, P., Bock, F., Huttmann, G., Cursiefen, C. Intravital two-photon microscopy of immune cell dynamics in corneal lymphatic vessels. PLoS One. 6 (10), e26253 (2011).
  33. Tomura, M., et al. Monitoring cellular movement in vivo with photoconvertible fluorescence protein "Kaede" transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 105 (31), 10871-10876 (2008).
  34. Shand, F. H., et al. Tracking of intertissue migration reveals the origins of tumor-infiltrating monocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 111 (21), 7771-7776 (2014).
  35. Tomura, M., et al. Tracking and quantification of dendritic cell migration and antigen trafficking between the skin and lymph nodes. Scientific Reports. 4, 6030 (2014).
  36. Moran, A. E., et al. T cell receptor signal strength in Treg and iNKT cell development demonstrated by a novel fluorescent reporter mouse. Journal of Experimental Medicine. 208 (6), 1279-1289 (2011).
  37. Schmidt, T. H., Bannard, O., Gray, E. E., Cyster, J. G. CXCR4 promotes B cell egress from Peyer’s patches. Journal of Experimental Medicine. 210 (6), 1099-1107 (2013).
  38. Beura, L. K., et al. T Cells in Nonlymphoid Tissues Give Rise to Lymph-Node-Resident Memory T Cells. Immunity. 48 (2), 327-338 (2018).
  39. Torcellan, T., et al. In vivo photolabeling of tumor-infiltrating cells reveals highly regulated egress of T-cell subsets from tumors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 114 (22), 5677-5682 (2017).
  40. Khan, T. N., Mooster, J. L., Kilgore, A. M., Osborn, J. F., Nolz, J. C. Local antigen in nonlymphoid tissue promotes resident memory CD8+ T cell formation during viral infection. Journal of Experimental Medicine. 213 (6), 951-966 (2016).
  41. Loo, C. P., et al. Lymphatic Vessels Balance Viral Dissemination and Immune Activation following Cutaneous Viral Infection. Cell Reports. 20 (13), 3176-3187 (2017).
  42. Radu, M., Chernoff, J. An in vivo assay to test blood vessel permeability. Journal of Visualized Experiments. (73), e50062 (2013).
  43. Morton, A. M., et al. Endoscopic photoconversion reveals unexpectedly broad leukocyte trafficking to and from the gut. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 111 (18), 6696-6701 (2014).
  44. Meeth, K., Wang, J. X., Micevic, G., Damsky, W., Bosenberg, M. W. The YUMM lines: a series of congenic mouse melanoma cell lines with defined genetic alterations. Pigment Cell Melanoma Research. 29 (5), 590-597 (2016).
  45. Demkowicz, W. E., Littaua, R. A., Wang, J., Ennis, F. A. Human cytotoxic T-cell memory: long-lived responses to vaccinia virus. Journal of Virology. 70 (4), 2627-2631 (1996).
  46. Stewart, A. J., Devlin, P. M. The history of the smallpox vaccine. Journal of Infection. 52 (5), 329-334 (2006).
  47. Hammarlund, E., et al. Duration of antiviral immunity after smallpox vaccination. Nature Medicine. 9 (9), 1131-1137 (2003).
  48. Lund, A. W., et al. Lymphatic vessels regulate immune microenvironments in human and murine melanoma. Journal of Clinical Investigation. 126 (9), 3389-3402 (2016).
  49. Tomura, M., Kabashima, K. Analysis of cell movement between skin and other anatomical sites in vivo using photoconvertible fluorescent protein "Kaede"-transgenic mice. Methods in Molecular Biology. , 279-286 (2013).
  50. Bellingan, G. J., Caldwell, H., Howie, S. E., Dransfield, I., Haslett, C. In vivo fate of the inflammatory macrophage during the resolution of inflammation: inflammatory macrophages do not die locally, but emigrate to the draining lymph nodes. Journal of Immunology. 157 (6), 2577-2585 (1996).
  51. Gautier, E. L., Ivanov, S., Lesnik, P., Randolph, G. J. Local apoptosis mediates clearance of macrophages from resolving inflammation in mice. Blood. 122 (15), 2714-2722 (2013).
  52. Abadie, V., et al. Neutrophils rapidly migrate via lymphatics after Mycobacterium bovis BCG intradermal vaccination and shuttle live bacilli to the draining lymph nodes. Blood. 106 (5), 1843-1850 (2005).
  53. Beauvillain, C., et al. CCR7 is involved in the migration of neutrophils to lymph nodes. Blood. 117 (4), 1196-1204 (2011).
  54. Rigby, D. A., Ferguson, D. J., Johnson, L. A., Jackson, D. G. Neutrophils rapidly transit inflamed lymphatic vessel endothelium via integrin-dependent proteolysis and lipoxin-induced junctional retraction. Journal of Leukocyte Biology. 98 (6), 897-912 (2015).
  55. Hanahan, D., Coussens, L. M. Accessories to the crime: functions of cells recruited to the tumor microenvironment. Cancer Cell. 21 (3), 309-322 (2012).
  56. Binnewies, M., et al. Understanding the tumor immune microenvironment (TIME) for effective therapy. Nature Medicine. 24 (5), 541-550 (2018).

Tags

Leukocyte EgressLymphatic VesselsMurine SkinTumorsPhotoconversionIn VivoQuantitative AnalysisLeukocyte ResidenceExit DynamicsDisease StatesCutaneous TumorsInflammationKaede Transgenic MouseDibutyl PhthalateVaccinia InfectionLymph NodesCollagenase DDNaseCell Suspension
check_url/it/58704?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Steele, M. M., Churchill, M. J., Breazeale, A. P., Lane, R. S., Nelson, N. A., Lund, A. W. Quantifying Leukocyte Egress via Lymphatic Vessels from Murine Skin and Tumors. J. Vis. Exp. (143), e58704, doi:10.3791/58704 (2019).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image