Summary

Método de preparação de amostras de microscópio eletrônico de varredura e transmissão para os apêndices do Besouro Woodboring

Published: February 03, 2020
doi:

Summary

Para observar a ultraestrutura da sensilla de insetos, foi apresentado o protocolo de preparação de amostras de varredura e transmissão (SEM e TEM), respectivamente) no estudo. O Tween 20 foi adicionado ao fixativo para evitar a deformação amostral na microscopia de fluorescência SEM. Foi útil para melhorar a precisão do corte na TEM.

Abstract

Este relatório descreveu métodos de preparação de amostras que escaneiam e transmissam observações de microscópio eletrônico, demonstrados preparando apêndices do besouro lenhador, Chlorophorus caragana Xie & Wang (2012), para ambos os tipos de microscopia eletrônica. O protocolo de preparação de amostras de microscopia eletrônica de varredura (SEM) foi baseado na fixação química da amostra, desidratação em uma série de banhos de etanol, secagem e revestimento de sputter. Adicionando Tween 20 (Polioxyetileno sorbitan laurate) à solução fixa e de lavagem, a superfície do corpo de insetos de besouro lenhador foi lavada de forma mais limpa em SEM. A preparação de amostras de microscopia eletrônica de transmissão deste estudo (TEM) envolveu uma série de etapas, incluindo fixação, desidratação do etanol, incorporação de resina, posicionamento utilizando microscopia de fluorescência, secção e coloração. Fixante com Interpolado 20 habilitado penetrar a parede corporal do inseto de besouro lenhado mais facilmente do que teria sido sem Tween 20, e posteriormente melhores tecidos fixos e órgãos no corpo, resultando assim em observações claras de microscópio eletrônico de transmissão de ultraestruturas de insetos sensilla. O próximo passo desta preparação foi determinar as posições de sensilla de insetos na amostra embutida no bloco de resina usando microscopia de fluorescência para aumentar a precisão do posicionamento da sensilla alvo. Isso melhorou a precisão do corte.

Introduction

A microscopia eletrônica de digitalização é uma ferramenta importante em muitos estudos de morfologia, que o SEM mostra estruturas superficiais1,2. O apelo da microscopia eletrônica de transmissão é que ele possa ser usado para estudar uma ampla gama de estruturas biológicas na escala de nanômetros, desde a arquitetura das células e a ultraestrutura das organelas, até a estrutura de complexos e proteínas macromoleculares. Tem mostra estruturas internas3,4,5.

Coleoptera é o maior grupo de insetos, incluindo cerca de 182 famílias e 350.000 espécies. A maioria dos insetos coleopteranos, em particular besouro samadeirado, se alimentam de plantas, muitas das quais são pragas importantes de florestas e árvores frutíferas, causando danos devastadores às árvores6. Atualmente, a prevenção e controle da população de pragas baseadas na teoria da ecologia química têm recebido cada vez mais atenção7. Métodos eficientes, baixotóxicos e livres de feromôona tornaram-se uma maneira eficaz8. Estudar a morfologia sensilla e a ultraestrutura dos insetos é uma parte importante da pesquisa de ecologia química de insetos. A microscopia eletrônica de digitalização e transmissão (SEM e TEM, respectivamente) é usada para grande efeito para estudar sua morfologia e anatomia interna. No entanto, durante a preparação de amostras de insetos para microscopia eletrônica (EM), a objetividade e autenticidade do local de observação podem ser afetadas9. Em geral, a preparação de amostras sem de insetos requer limpeza, fixação tecidual, desidratação, metatese, secagem e revestimento de sputter10. Devido ao ambiente complexo em que vive o besouro lenhador, a superfície corporal muitas vezes tem vários poluentes e seus apêndices muitas vezes têm muitas sensilla ou cerdas longas finas. Em particular, alguns lenhadores não estão disponíveis a partir da captação laboratorial, que coletou diretamente no campo, e depois colocado em fluido de fixação para garantir o frescor e, posteriormente, lavado em laboratório. Se a amostra for primeiro fixae e depois lavada, obviamente é muito mais difícil remover detritos porque glutaraldehyde a fixa fortemente na amostra. O Tween 20 é um surfactante11,12,13,14, que desempenha um papel importante no processo de lavagem, incluindo a redução da tensão superficial da água e a melhoria da umidade da água na superfície da lavanderia. Neste estudo, tween 20 foi adicionado à solução de fixação e solução de limpeza PBS para reduzir a tensão superficial do líquido, e impedir que a sujeira depositasse na superfície corporal do besouro lenhador, o que fez a superfície do corpo mais limpa no SEM.

Usando tem, sensilla em diferentes órgãos de insetos pode ser fatiado para revelar as estruturas claras dentro deles, fornecendo assim uma base para analisar funções sensilla. Quando o inseto sujeito, como o besouro lenhador, é grande, e sua parede corporal tem um grau substancial de esclerotização, de modo que o fixativo pode não saturar totalmente os tecidos dos órgãos dentro do corpo do inseto. O Tween 20 pode aumentar a capacidade de dispersão e suspensão da sujeira. Neste estudo, Tween 20 foi adicionado ao fixativo para aumentar a penetração fixa do fluido na parede corporal do inseto de besouro lenhador, evitando a deformação e o colapso da epidermi11,12,13. Além disso, usando tecnologia geral de fatiamento, é difícil localizar com precisão diferentes tipos de sensilla, em particular para alguma pequena sensilla15. Com base na preparação tradicional da amostra TEM, este estudo combinou microscopia de fluorescência e SEM para determinar a posição de sensilla de insetos no bloco embarcado, melhorando assim a precisão do corte.

Protocol

ATENÇÃO: Consulte as folhas de dados de segurança do material dos reagentes antes de usá-los. Vários dos produtos químicos usados durante a preparação da amostra são tóxicos, mutagênicos, cancerígenos e/ou reprotóxicos. Use equipamentos de proteção individual (luvas, jaleco, calças de comprimento completo e sapatos fechados) e trabalhe um capô de fume enquanto manuseia a amostra. 1. Preparação e imagem de amostras sem Fixação e Limpeza de Amostras Trabalh…

Representative Results

Utilizando a solução de limpeza e fixação com tween 20, observou-se imagem SEM mais limpa do que a sem Tween 20 (Figura 3). A solução de fixação de interpolação 20 penetrou na solução de fixação de glutaraldeído no tecido. A estrutura de microtúbulos foi claramente vista. A imagem TEM da estrutura interna da amostra foi borrada sem Tween 20 (Figura 4). <…

Discussion

Neste artigo, apresentamos um esquema de preparação de amostras para digitalização e microscopia eletrônica de transmissão para besouro lenhador. Usando o apêndice de insetos como um sujeito representativo do estudo, demonstramos várias melhorias em relação aos métodos tradicionais de preparação de amostras.

O óleo líquido desconectado da superfície sólida é emulsificado em pequenas gotículas, que podem ser bem dispersas e suspensas no meio de lavagem para reduzir o redepós…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a generosa assistência do Beijing Vocational College of Agriculture, do Instituto para a Aplicação da Energia Atômica (Academia Chinesa de Ciência agrícola), do Centro de Biopesquisa da Universidade Florestal de Pequim e do Professor Shan-gan. Zhang do Instituto de Zoologia da Academia Chinesa de Ciências. Esta pesquisa foi apoiada pelo Programa Nacional de P&D da China (2017YFD0600103), da Fundação Nacional de Ciência Natural da China (Grant nº 31570643, 81774015), Pesquisa Científica Florestal no Bem-Estar Público da China (201504304), Mongólia Interior Plano de Startups de Pesquisa de Talentos de alto nível da Universidade Agrícola (203206038) e projeto de pesquisa de ensino superior da Região Autônoma da Mongólia Interior (NJZZ18047), Região Autônoma da Mongólia Interior Linxue “Dupla primeira classe” Projeto de Construção (170001).

Materials

Anatomical lens Chongqing Auto Optical
limited liability company
1425277
Carbon adhesive tape SPI Supplies, Division of Structure Probes, Inc. 7311
Carbon tetrachloride Sigma 56-23-5
Copper grids GilderGrids G300
Disodium hydrogen phosphate Sinopharm group chemical reagent co., LTD 10039-32-4
Ethanol J.T. Baker 64-17-5
Flat embedding molds Hyde Venture (Beijing) Biotechnology Co., Ltd. 70900
Fluorescence microscope LEICA DM2500
Glutaraldehyde Sigma-Aldrich 111-30-8 Anhydrous EM Grade
Isophorone Sigma 78-59-1
Lead citrate Sigma 512-26-5
Methanol Sigma 67-56-1
Monobasic sodium phosphate Its group chemical reagent co., LTD 7558-80-7
Objective micrometer Olympus 0-001-034
Osmium tetroxide Sigma 541-09-3
Petri dish Aldrich 1998
Razor blade Gillette
Resin Spurr ERL4221
Scalpel Lianhui GB/T19001-2008
SEM Hitachi S-3400
Silica gel desiccant Suzhou Longhui Desiccant Co., Ltd. 112926-00-8
Small brush Martol G1220
Sodium hydroxide Sigma 1310-73-2
Sputter ion instrument Hitachi Koki Co. Ltd., Tokyo, Japan E-1010
Stereo microscope Leica EZ4 HD
TEM Hitachi H-7500
Tween 20 Tianjin Damao Chemical Reagent 9005-64-5
Ultramicrotome Leica UC6
Ultrasonic cleaner GT Sonic GT-X1
Uranyl acetate Sigma 6159-44-0

Riferimenti

  1. Song, Y. Q., Dong, J. F., Sun, H. Z. Scanning Electron Microscope Technology of Insect Material. Hubei Agricultural Sciences. 52, 1064-1065 (2013).
  2. Liu, C. The development of the scanning electron microscopy (sem) and its application in polymer materials research. Journal of the Graduates Sun Yat-Sen University (Natural Sciences Medicine). 34, 7-12 (2008).
  3. Gan, L., Jensen, G. J. Electron tomography of cells. Quarterly Reviews of Biophysics. 45, 27-56 (2011).
  4. Lucic, V., Rigort, A., Baumeister, W. Cryo-electron tomography: the challenge of doing structural biology in situ. The Journal of Cell Biology. 202, 407-419 (2013).
  5. Trepout, S., Bastin, P., Marco, S. Preparation and Observation of Thick Biological Samples by Scanning Transmission Electron Tomography. Journal of Visualized Experiments. (121), e55215 (2017).
  6. Zhang, X. J., Sun, W., Zhang, J., Zuo, T. T., Wang, Z. Q., Zhao, H. W. Research progress of coleopteran insect species antennal sensilla. Journal of Anhui Agricultural Sciences. 41, 2932-2935 (2013).
  7. Aldrich, J. R., Bartelt, R. J., Dickens, J. C., Knight, A. L., Light, D. M., Tumlinson, J. H. Insect chemical ecology research in the United States Department of Agriculture-Agricultural Research Service. Pest Management Science. 59, 777-787 (2003).
  8. Thomas, C. B., Marlin, E. R. Pheromone mating disruption: Novel, non-toxic control of the European corn borer. Leopold Center. 8, 57-60 (1999).
  9. Chen, X. F., Hu, M. Y. Studies on the specimen preparation techniques of scanning electron microscope of Ficus simplicissima Lour. Journal of Zhongkai Agrotechnical College. 14, 68-70 (2001).
  10. Zhou, W., Apkarian, R., Wang, Z. L., Joy, D. Fundamentals of Scanning Electron Microscopy (SEM). Scanning Microscopy for Nanotechnology. , 1-40 (2006).
  11. Kothekar, S. C., Ware, A. M., Waghmare, J. T., Momin, S. A. Comparative Analysis of the Properties of Tween-20, Tween-60, Tween-80, Arlacel-60, and Arlacel-80. Journal of Dispersion Science and Technology. 28, 477-484 (2007).
  12. Chai, J. L., Liu, N., Bai, T. T., Zhang, H. M., Liu, N. N., Wang, D. D. Compositions and Physicochemical Properties of Tween Type Surfactants-Based Microemulsions. Journal of Dispersion Science and Technology. 35, 441-447 (2014).
  13. Zhang, L. D., Zhao, L., Han, F., Xu, B. C. Performance and applications of surfactants (XV) Detergency of surfactants and its applications. China Surfactant Detergent and Cosmetics. 45, 132-137 (2015).
  14. Waghmare, P. R., Das, S., Mitra, S. K. Under-water superoleophobic glass: unexplored role of the surfactant-rich solvent. Scientific Reports. 3, 1-25 (2013).
  15. Zhang, Y. R., Ren, L. L., Luo, Y. Q. Microtomy of insect sensilla embedded in resin blocks for transmission electronic microscopy. Chinese Journal of Applied Entomology. 50, 1479-1483 (2013).
  16. Zong, S. X., Liu, X. H., Cao, C. J., Luo, Y. Q., Ren, L. L., Zhang, H. Development of semiochemical attractants for monitoring and controlling Chlorophorus caragana. Zeitschrift für Naturforschung. 68, 243-252 (2013).
  17. Sumner, M. J. Epoxy resins for light and transmission electron microscopy. Plant Microtechniques and Protocols. , 83-101 (2015).
  18. Schneider, D. Insect antennae. Annual Review of Entomology. 9, 103-122 (1964).
  19. Zacharuk, R. Antennae and sensilla. Comprehensive Insect Physiology, Biochemistry and Pharmacology. 6, 1-69 (1985).
  20. Zacharuk, R., Albert, P., Bellamy, F. Ultrastructure and function of digitiform sensilla on the labial palp of a larval elaterid (Coleoptera). Canadian Journal of Zoology. 55, 569-578 (1977).
  21. Shanbhag, S., Müller, B., Steinbrecht, R. Atlas of olfactory organs of Drosophila melanogaster: 1, Types, external organization, innervation and distribution of olfactory sensilla. International Journal of Insect Morphology and Embryology. 28, 377-397 (1999).
  22. Tarumingkeng, R. C., Coppel, H. C., Matsumura, F. Morphology and ultrastructure of the antennal chemoreceptors and mechanoreceptors of worker Coptotermes formosanus Shiraki. Cell Tissue Res. 173, 173-178 (1976).
  23. Zacharuk, R. Y. Ultrastructure and function of insect chemosensilla. Annual Review of Entomology. 25, 27-47 (1980).
  24. Li, Y. Z., Zhong, G. Q. Screening of detergents and floating carriers for treating potato golden nematode cysts to improve the original appearance of electron microscopy. Plant quarantine. 8, 72-75 (1994).
  25. Marzio, L. D., Marianecci, C., Petrone, M., Rinaldi, F., Carafa, M. Novel pH-sensitive non-ionic surfactant vesicles: comparison between tween 21 and tween 20. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 82, 18-24 (2011).
  26. Ren, L. L., Wu, Y., Shi, J., Zhang, L., Luo, Y. Q. Antenna morphology and sensilla ultrastructure of Tetrigus lewisi Candèze (Coleoptera: Elateridae). Micron. 60, 29-38 (2014).
  27. Ren, L., Shi, J., Zhang, Y., Luo, Y. Antennal morphology and sensillar ultrastructure of Dastarcus helophoroides (Fairmaire) (Coleoptera: Bothrideridae). Micron. 43, 921-928 (2012).
  28. Teng, X. H., Liu, X. L., Xie, G. Y., Tang, Q. B., Li, W. Z., Zhao, X. C. Morphology and distribution of ovipositor sensilla of female Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae). The 11th Henan Plant Protection Society, the 10th Henan Insect Society, and the 5th Member Congress and Academic Symposium of Henan Plant Pathology Society. , 138-142 (2017).
  29. Yang, R., Zhang, L. N., Fan, J. W., Wang, J. L., Fang, K. F., Yu, T. Q., Wang, S. H., Du, Y. L. Insect specimens for scanning electron microscopy. Journal of Beijing University of Agriculture. 29, 33-36 (2014).
  30. Zhang, Y. R., Ren, L. L., Zhang, L., Wang, R., Yu, Y., Lu, P. F., Luo, Y. Q. Ultrastructure and distribution of sensilla on the maxillary and labial palps of Chlorophorus caragana (Coleoptera: Cerambycidae). Journal of Morphology. 279, 574-588 (2018).
  31. Harrison, J. D. G. Cleaning and preparing adult beetles (Coleoptera) for light and scanning electron microscopy. African Entomology. 20, 395-401 (2012).
  32. Xiao, Y., Liu, W., Wang, Y., Zuo, Y. X., Hu, R., Li, T. T., Cui, Z. B. Drying methods of biological sample preparation for scanning electron microscope. Research and Exploration Laboratory. 32, 46-53 (2013).
  33. Graef, M. D. . Introduction to Conventional Transmission Electron Microscopy. , 1 (2003).
check_url/it/59251?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Zhang, Y., Qiao, H., Ren, L., Wang, R., Lu, P. Sample Preparation Method of Scanning and Transmission Electron Microscope for the Appendages of Woodboring Beetle. J. Vis. Exp. (156), e59251, doi:10.3791/59251 (2020).

View Video