Идентификация и вскрытие различных мышь жировые склады
Summary
Адипоциты существуют в дискретных складах и играют различные роли в своей уникальной микросреде. По мере выявления региональных различий в характере и функциях адипоцитов стандартизированная идентификация и изоляция складов имеет решающее значение для развития этой области. В этом виде мы представляем подробный протокол для иссечения различных складов мыши.
Abstract
Адипозные ткани являются сложными органами с широким спектром функций, включая хранение и мобилизацию энергии в ответ на местные и глобальные потребности, разъединение метаболизма для генерации тепла, и секреция адипокин для регулирования гомеостаза всего тела и иммунных реакций. Новые исследования выявляют важные региональные различия в развитии, молекулярном и функциональном профилях адипоцитов, расположенных в дискретных складах по всему телу. Различные свойства складов имеют отношение к медицине, так как метаболические заболевания часто демонстрируют депо-специфические эффекты. Этот протокол предоставит следователям подробный анатомический атлас и руководство по вскрытию для воспроизводимой и точной идентификации и иссечения различных тканей ужировающих мышей. Стандартизированное вскрытие дискретных жировые отложенные склады позволит детально составить сравнение их молекулярных и метаболических характеристик и вклада в местные и системные патологические состояния при различных питательных и экологических условиях.
Introduction
Адипологические ткани играют важную роль в гомеостазе всего тела, включая хранение и высвобождение энергии в ответ на местные и глобальные потребности, терморегуляцию и секрецию адипокин для регулирования энергетического баланса, метаболизма и иммунных реакций1 , 2. Адипоциты распространяются по всему телу в дискретных депо, ав некоторых случаях служат специализированные роли в их микросреде 3,4,5. Исторически, изучение жировой ткани была сосредоточена на белой жировой ткани (WAT), и его роль в поддержании энергии гомеостаза. Большинство адипоцитов распространяются по всему телу в подкожных и висцеральных складах WAT. Характеристики этих складов важны для дифференциальной восприимчивости к метаболическим заболеваниям. Подкожные адипоциты, расположенные под кожей, были связаны с защитными метаболическими эффектами5. Висцеральные адипоциты, которые окружают жизненно важные органы и содержатся в гонаде, перирубальной, ретроперитонеальной, оментальной и перикардной депо, обычно связаны с нарушениями обмена веществ, включая диабет 2 типа и сердечно-сосудистые заболевания2 . Коричневые жировые ткани (БАТ) также были изучены широко. Коричневые и коричневые адипоциты выражают разъединение белка 1 (UCP1) и играют важную роль в адаптивном термогенезе и гомеостазе глюкозы6,7. Классические коричневые адипоциты содержатся в межпромбазе BAT8. Кластеры коричневых адипоцитов также встречаются в других местах, в том числе супраклавикулярных, инфра/подскапкулярных, шейных, парапозвоночных и периаортных складов8,9.
В дополнение к их расположению в крупных штатах WAT и BAT, адипоциты существуют в дискретных нишах по всему телу4,где они могут выполнять специализированные функции в пределах их соответствующих микросред. Например, жировая ткань костного мозга (BMAT) служит липидным резервуаром, является основным источником циркулирующего адипонектина и тесно взаимодействует с остеобластами, остеокластастами и гематопоитическими клетками10,11. Дермальные адипоциты способствуют широко распространенным процессам, включая заживление ран, иммунный ответ, терморегуляцию и рост волосяного фолликула12,13. Кроме того, эпикардиальные адипоциты могут производить несколько адипокин и хемокины, которые оказывают местное и системное воздействие на развитие и прогрессирование ишемической болезни сердца14. Расширение меж/внутримышечного ВАТ положительно коррелирует с повышенной ожирению, системной резистентностью к инсулину и снижением мышечной силы и подвижности15. Кроме того, поплитые адипоциты служат липидным резервуаром для лимфатического расширения во время инфекции16. Хотя конкретные роли различных суставных депо, как правило, неизвестны, Хоффа депо (инфрапателлар) в колене в настоящее время считается способствовать патологии, в том числе передние боли в колене и остеоартрит17.
В то время как региональные различия в характере и функции адипоцитов находятся в интенсивном изучении, в настоящее время эта область ограничена отсутствием стандартизированного протокола для идентификации и вскрытия различных складов мышей. Ранее опубликованные методы, как правило, описаны изоляции одного или двух конкретных складов и отсутствие уровня детализации, необходимого для равномерного иссечения18,19. Протокол, описанный в данной рукописи, содержит всеобъемлющее руководство по конкретным анатомическим местам и шагам изоляции различных складов мыши. Хотя склады WAT являются основным направлением этой рукописи, иссечение интерлопатулярного BAT также подробно описано. Адипогенные ткани, вырезанные с помощью этого протокола, могут быть использованы для широкого спектра экспериментальных конечных точек, включая экстраплантные исследования, гистологию и анализ экспрессии генов.
Цель этой рукописи заключается в предоставлении следователям подробный протокол, чтобы четко и точно определить и изолировать как видные и менее изучены мыши жировой складов (Рисунок 1). Этот ресурс будет способствовать более полному исследованию развития, молекулярных и функциональных характеристик адипоцитов в различных нишах.
Рисунок 1: Схематическое изображение складов мыши, расчлененных в этом протоколе. Этот образ был адаптирован из Bagchi и др., 20184. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Protocol
Representative Results
Discussion
Поскольку все шире признается важность разнообразных молекулярных и функциональных характеристик дискретных адипоцитных кластеров, крайне важно, чтобы исследователи в поле единообразно выявляли и высечивали склады жиров для дальнейшего анализа. На сегодняшний день существует неск?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
O.A.M. поддерживается грантами NIH DK062876 и DK092759; D.P.B. поддерживается Университетом Мичигана Медицинская программа подготовки ученых (T32GM0007863), Мичиганский университет Учебная программа в органогенезе (T32HD0007605), Мичиганский университет Rackham заслуги стипендий, и Tylenol будущего ухода стипендий.
Materials
| 10% neutral buffered formalin | Fisher Scientific | 22-110-869 | |
| 24-well plates, untreated | Sigma-Aldrich | CLS3738 | |
| 70% ethanol (dilute from 95%) | Fisher Scientific | 04-355-226 | |
| Dissecting forceps with curved tips | VWR | 89259-946 | |
| Dissecting pan | Carolina Biological Supply Company | 629004 | |
| Dissecting scissors (sharp/blunt tip) | VWR | 82027-588 | |
| Gauze sponges | Vitality Medical | 2634 | Curity 4 x 4 inch gauze sponge, 12 ply |
| Handi-Pins for dissection | Carolina Biological Supply Company | 629132 | |
| Iris scissors (straight) | VWR | 470018-890 | |
| Isoflurane | VetOne | 501017 | |
| Scalpel | VWR | 100499-578 | Feather scalpel handle with blade, disposable |
Riferimenti
- Cinti, S. The adipose organ at a glance. Disease Models & Mechanisms. 5 (5), 588-594 (2012).
- Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
- Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocyte lineages: tracing back the origins of fat. Biochimica et Biophysica Acta. 1842 (3), 340-351 (2014).
- Bagchi, D. P., Forss, I., Mandrup, S., MacDougald, O. A. SnapShot: Niche Determines Adipocyte Character I. Cell Metabolism. 27 (1), 264-264 (2018).
- Tchkonia, T., et al. Mechanisms and metabolic implications of regional differences among fat depots. Cell Metabolism. 17 (5), 644-656 (2013).
- Kajimura, S., Spiegelman, B. M., Seale, P. Brown and Beige Fat: Physiological Roles beyond Heat Generation. Cell Metabolism. 22 (4), 546-559 (2015).
- Frontini, A., Cinti, S. Distribution and development of brown adipocytes in the murine and human adipose organ. Cell Metabolism. 11 (4), 253-256 (2010).
- Zhang, F., et al. An Adipose Tissue Atlas: An Image-Guided Identification of Human-like BAT and Beige Depots in Rodents. Cell Metabolism. 27, 252-262 (2018).
- Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocytes arise from multiple lineages that are heterogeneously and dynamically distributed. Nature Communications. 5, 4099 (2014).
- Li, Z., Hardij, J., Bagchi, D. P., Scheller, E. L., MacDougald, O. A. Development, regulation, metabolism and function of bone marrow adipose tissues. Bone. 110, 134-140 (2018).
- Scheller, E. L., Cawthorn, W. P., Burr, A. A., Horowitz, M. C., MacDougald, O. A. Marrow Adipose Tissue: Trimming the Fat. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (6), 392-403 (2016).
- Alexander, C. M., et al. Dermal white adipose tissue: a new component of the thermogenic response. The Journal of Lipid Research. 56 (11), 2061-2069 (2015).
- Kruglikov, I. L., Scherer, P. E. Dermal Adipocytes: From Irrelevance to Metabolic Targets?. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (1), 1-10 (2016).
- Iacobellis, G. Local and systemic effects of the multifaceted epicardial adipose tissue depot. Nature Reviews Endocrinology. 11 (6), 363-371 (2015).
- Addison, O., Marcus, R. L., LaStayo, P. C., Ryan, A. S. Intermuscular Fat: A Review of the Consequences and Causes. International Journal of Endocrinology. 2014, 1-11 (2014).
- Pond, C. M. Adipose tissue and the immune system. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 17-30 (2005).
- Kloppenburg, A. I. -. F. M. An emerging player in knee osteoarthritis: the infrapatellar fat pad. Arthritis Research & Therapy. 15 (225), 1-9 (2013).
- Mann, A., Thompson, A., Robbins, N., Blomkalns, A. L. Localization, Identification, and Excision of Murine Adipose Depots. Journal of Visualized Experiments. (94), e52174 (2014).
- Casteilla, L., Cousin, B., Calise, D. Choosing an adipose tissue depot for sampling: factors in selection and depot specificity. Methods in Molecular Biology. 155, 1-22 (2008).
- de Jong, J. M., Larsson, O., Cannon, B., Nedergaard, J. A stringent validation of mouse adipose tissue identity markers. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 308 (12), E1085-E1105 (2015).
- Cinti, S. The adipose organ. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 9-15 (2005).
- Parlee, S. D., Lentz, S. I., Mori, H., MacDougald, O. A. Quantifying size and number of adipocytes in adipose tissue. Methods in Enzymology. 537, 93-122 (2014).
- Scheller, E. L., et al. Region-specific variation in the properties of skeletal adipocytes reveals regulated and constitutive marrow adipose tissues. Nature Communications. 6, 7808 (2015).
- Scheller, E. L., et al. Use of osmium tetroxide staining with microcomputerized tomography to visualize and quantify bone marrow adipose tissue in vivo. Methods in Enzymology. 537, 123-139 (2014).
- Lukjanenko, L., Brachat, S., Pierrel, E., Lach-Trifilieff, E., Feige, J. N. Genomic profiling reveals that transient adipogenic activation is a hallmark of mouse models of skeletal muscle regeneration. PLoS One. 8 (8), e71084 (2013).
- Pagano, A. F., et al. Muscle Regeneration with Intermuscular Adipose Tissue (IMAT) Accumulation Is Modulated by Mechanical Constraints. PLoS One. 10 (12), e0144230 (2015).
- Khan, I. M., et al. Intermuscular and perimuscular fat expansion in obesity correlates with skeletal muscle T cell and macrophage infiltration and insulin resistance. International Journal of Obesity. 39 (11), 1607-1618 (2015).
- Sulston, R. J., et al. Increased Circulating Adiponectin in Response to Thiazolidinediones: Investigating the Role of Bone Marrow Adipose Tissue. Frontiers in Endocrinology. 7, 128 (2016).
