نموذج ما قبل السريرية للتبرع القلبي بعد الوفاة الدورة الدموية
Summary
يُظهر هذا البروتوكول نهجاً بسيطاً ومرناً لتقييم عوامل التكييف الجديدة أو الاستراتيجيات الرامية إلى زيادة جدوى التبرع القلبي بعد الوفاة الدورة الدموية.
Abstract
الطلب على زرع القلب آخذ في الارتفاع. ومع ذلك، فإن توافر الأعضاء محدود بسبب ندرة المانحين المناسبين. التبرع بالأعضاء بعد الوفاة الدورة الدموية (DCD) هو حل لمعالجة هذا التوافر المحدود، ولكن بسبب فترة من نقص التروية الدافئة لفترات طويلة وخطر الإصابة في الأنسجة، نادرا ما ينظر إلى استخدامه الروتيني في زرع القلب. في هذه المخطوطة نقدم بروتوكول مفصل يحاكي عن كثب الممارسات السريرية الحالية في سياق DCD مع الرصد المستمر لوظيفة القلب، مما يسمح لتقييم استراتيجيات وتدخلات القلب الجديدة للحد من إصابة نقص التروية والانصهار.
في هذا النموذج، يتم بدء بروتوكول DCD في الفئران لويس التخدير عن طريق وقف التهوية للحث على الموت الدورة الدموية. عندما ينخفض ضغط الدم الانقباضي أقل من 30 مم زئبق، يبدأ وقت الإقفاري الدافئ. بعد فترة إقفارية دافئة محددة مسبقاً، يتم مسح القلوب بمحلول قلبي نُوَمُرَي، يتم شراؤه، وتحميله على نظام التسريب القلبي السابق في لانغندورف. بعد 10 دقائق من إعادة التسريب الأولي والاستقرار، يتم تقييم إعادة تأهيل القلب باستمرار لمدة 60 دقيقة باستخدام مراقبة الضغط داخل البطين. يتم تقييم إصابة القلب عن طريق قياس تروبونين القلب T ويتم قياس حجم احتشاء عن طريق تلطيخ النسيج. يمكن تعديل الوقت الإقفاري الدافئ وتفصيله لتطوير الكمية المطلوبة من الضرر الهيكلي والوظيفي. يسمح هذا البروتوكول البسيط بتقييم مختلف استراتيجيات تكييف القلب الواقية من القلب التي أدخلت في لحظة الشلل القلبي، والانصهار الأولي و / أو خلال التسريب الجسم الحي السابق. ويمكن استنساخ النتائج التي تم الحصول عليها من هذا البروتوكول في نماذج كبيرة، مما يسهل الترجمة السريرية.
Introduction
زرع الأعضاء الصلبة بشكل عام وزرع القلب، علىوجه الخصوص، هي في ارتفاع في جميع أنحاء العالم 1،2. الطريقة القياسية لشراء الأعضاء هي التبرع بعد موت الدماغ (DBD). وبالنظر إلى معايير الإدراج الصارمة من DBD، يتمقبول أقل من 40٪ من القلوب المعروضة 3، وبالتالي الحد من العرض في مواجهة الطلب المتزايد وتوسيع قائمة انتظار الجهاز. ولمعالجة هذه المسألة، يعتبر استخدام الأعضاء المتبرع بها بعد الوفاة في الدورة الدموية حلاً محتملاً4.
في الجهات المانحة DCD، ومع ذلك، مرحلة الهلوال بعد سحب الرعاية وفترة من نقص التروية الدافئة غير المحمية قبل الإنعاش لا مفر منه5. يمكن أن تؤدي إصابة الأعضاء المحتملة بعد الوفاة في الدورة الدموية إلى خلل في الأعضاء، مما يفسر التردد في اعتماد عمليات زرع القلب DCD بشكل روتيني. ويقال أن 4 مراكز فقط استخدام قلوب DCD سريريا، مع معايير صارمة التي تشمل أوقات نقص التروية الدافئة قصيرة جدا والمانحين الشباب دون الأمراض المزمنة6،7. لأسباب أخلاقية وقانونية، يمكن تطبيق تدخلات محدودة أو غير محددة في مجال حماية القلب في المتبرعين قبل الوفاة الدورة الدموية5و8و9. وبالتالي، فإن أي تخفيف للتخفيف من إصابة نقص التروية (IR) يقتصر على العلاجات القلبية التي بدأت خلال التسريب المبكر مع حلول القلب، ولا تسمح بإجراء تقييم وظيفي مناسب. وقد تم اقتراح التسريب القلب الجسم الحي السابق (EVHP) وإعادة تكييف القلب DCD باستخدام منصات مخصصة كحل بديل ودرس من قبل مختلف العلماء10،11،12،13 . يوفر EVHP فرصة فريدة لتقديم عوامل ما بعد التكييف إلى قلوب DCD لتحسين الانتعاش الوظيفي. ومع ذلك، للترجمة السريرية الفعالة، لا يزال يتعين معالجة العديد من القضايا التقنية والعملية، وهذا يزيد من تفاقمه عدم وجود توافق في الآراء حول مجموعة من التسريب والمعايير الوظيفية لتحديد قابلية الزراعة6، 8.
هنا نبلغ عن تطوير بروتوكول DCD الحيوان الصغير قبل السريرية القابلة لإعادة الاستخدام جنبا إلى جنب مع نظام التسريب القلب في الجسم الحي السابق التي يمكن استخدامها للتحقيق في الجهاز بعد تكييف بدأت في وقت الشراء، خلال التسريب الأولي، و /أو في جميع أنحاء EVHP.
Protocol
Representative Results
Discussion
يقدم البروتوكول المعروض هنا نموذجًا بسيطًا ومريحًا ومتعدد الاستخدامات لـ DCD القلبي، مما يتيح الفرصة لتقييم التعافي الوظيفي القلبي، وتلف الأنسجة، واستخدام عوامل حماية القلب بعد التكييف لتحسين تعافي المتبرعين القلوب تجاهل خلاف ذلك لزرع. تم تحسين أنظمة التسريب القلبي (EVHP) من الجسم الحي الس…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وقد تم دعم أجزاء من هذا العمل بمساهمة سخية من مؤسسة مارسيل ورولاند جوسلين ومؤسسة السيد ستيفان فومى. نيكولاس Noiseux هو عالم FRQ-S.
ويود المؤلفون أن يشكروا جوش تشو لو هوانغ، وغابرييل غاسكون، وصوفيا غياسي، وكاثرين سكالابريني على دعمهم في جمع البيانات.
Materials
| 0,9% Sodium Chloride. 1L bag | Baxter | Electrolyte solution for flushing in the modified Langendorff system. | |
| 14G 2" I.V catheter | Jelco | 4098 | To act as endotracheal tube. |
| 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride | Milipore-Sigma | T8877 | Vital coloration |
| 22G 1" I.V catheter | BD | 383532 | I.V catheter with extension tube that facilitates manipulation for carotid catheterization |
| Adson Dressing Fcp, 4 3/4", Serr | Skalar | 50-3147 | Additional forceps for tissue manipulation |
| Alm Self-retaining retractor 4×4 Teeth Blunt 2-3/4" | Skalar | 22-9027 | Tissue retractor used to maintain the chest open. |
| Bridge amp | ADinstruments | FE221 | Bridge amp for intracarotid blood pressure measurement |
| Calcium chloride | Milipore-Sigma | C1016 | CaCl2 anhydrous, granular, ≤7.0 mm, ≥93.0% Part of the Krebs solution |
| D-(+)-Glucose | Milipore-Sigma | G8270 | D-Glucose ≥99.5% Part of the Krebs solution |
| DIN(8) to Disposable BP Transducer | ADinstruments | MLAC06 | Adapter cable for link between bridge amp and pressure transducer |
| Disposable BP Transducer (stopcock) | ADinstruments | MLT0670 | Pressure transducer for intracarotid blood pressure measurement |
| dPBS | Gibco | 14190-144 | Electrolyte solution without calcium or magnesium. |
| Eye Dressing Fcp, Str, Serr, 4" | Skalar | 66-2740 | Additional forceps for tissue manipulation |
| Formalin solution, neutral buffered, 10% | Milipore-Sigma | HT501128 | Fixative solution |
| Heating Pad | Sunbean | 756-CN | |
| Heparin sodium 1000 UI/mL | Sandoz | For systemic anticoagulation | |
| Hydrochloric Acid 36,5 to 38,0% | Fisher scientific | A144-500 | Diluted 1:1 for pH correction |
| Ketamine | Bimeda | Anesthetic. 100 mg/ml | |
| LabChart | ADinstruments | Control software for the Powerlab polygraph, allowing off-line analyses. Version 7, with blood pressure and PV loop modules enabled | |
| Left ventricle pressure balloon | Radnoti | 170404 | In latex. Size 4. |
| Lidocaine HCl 2% solution | AstraZeneca | Antiarrhythmic for the cardioplegic solution | |
| Magnesium Chloride ACS | ACP Chemicals | M-0460 | MgCl2+6H2O ≥99.0% Part of the Krebs solution |
| Micro pressure sensor | Radnoti | 159905 | Micro pressure sensor and amplifier connected to the intraventricular balloon |
| Pacemaker | Biotronik | Reliaty | Set to generate a pulse each 200 ms for a heart rate of 300 bpm. |
| pH bench top meter | Fisher scientific | AE150 | |
| Physiological monitor | Kent Scientific | Physiosuite | For continuous monitoring of rodent temperature and saturation during the procedure |
| Plasma-Lyte A | Baxter | Electrolyte solution used as base to prepare cardioplegia | |
| Potassium Chloride | Milipore-Sigma | P4504 | KCl ≥99.0% Part of the Krebs solution |
| Potassium Chloride 2 meq/ml | Hospira | Part of the cardioplegic solution | |
| PowerLab 8/30 Polygraph | ADinstruments | Electronic polygraph | |
| Silk 2-0 | Ethicon | A305H | Suture material for Langendorff apparatus |
| Silk 5-0 | Ethicon | A302H | Suture material for carotid |
| Small animal anesthesia workstation | Hallowell EMC | 000A2770 | Small animal ventilator |
| Sodium bicarbonate | Milipore-Sigma | S5761 | NaHCO3 ≥99,5% Part of the Krebs solution |
| Sodium Chloride | Milipore-Sigma | S7653 | NaCl ≥99.5% Part of the Krebs solution |
| Sodium Hydroxide pellets | ACP chemicals | S3700 | Diluted to 5N (10 g in 50 ml) for pH correction |
| Sodium phosphate monobasic | Milipore-Sigma | S0751 | NaH2PO4 ≥99.0% Part of the Krebs solution |
| Stevens Tenotomy Sciss, Str, Delicate, SH/SH, 4 1/2" | Skalar | 22-1240 | Small scisors for atria and cava vein opening |
| Tissue slicer blades | Thomas scientific | 6727C18 | Straight carbon steel blades for tissue slicing at the end of the protocol |
| Tuberculin safety syringe with needle 25G 5/8" | CardinalHealth | 8881511235 | For heparin injection |
| Veterinary General Surgery Set | Skalar | 98-1275 | Surgery instruments including disection scisors and mosquito clamps |
| Veterinary Micro Set | Skalar | 98-1311 | Surgery instruments with microscisors used for carotid artery opening |
| Working Heart Rat/Guinea Pig/Rabbit system | Radnoti | 120101BEZ | Modular working heart system modified for the needs of the protocol. Includes all the necesary tubbing, water jacketed reservoirs and valves, including 2 and 3 way stop cock |
| Xylazine | Bayer | Sedative. 20 mg/ml |
Riferimenti
- Gass, A. L., et al. Cardiac Transplantation in the New Era. Cardiology in Review. 23 (4), 182-188 (2015).
- von Dossow, V., Costa, J., D’Ovidio, F., Marczin, N. Worldwide trends in heart and lung transplantation: Guarding the most precious gift ever. Best Practice & Research. Clinical Anaesthesiology. 31 (2), 141-152 (2017).
- Hornby, K., Ross, H., Keshavjee, S., Rao, V., Shemie, S. D. Non-utilization of hearts and lungs after consent for donation: a Canadian multicentre study. Canadian Journal Of Anaesthesia. 53 (8), 831-837 (2006).
- Manyalich, M., Nelson, H., Delmonico, F. L. The need and opportunity for donation after circulatory death worldwide. Current Opinion In Organ Transplantation. 23 (1), 136-141 (2018).
- Shemie, S. D., et al. National recommendations for donation after cardiocirculatory death in Canada: Donation after cardiocirculatory death in Canada. CMAJ : Canadian Medical Association Journal. 175 (8), S1 (2006).
- Page, A., Messer, S., Large, S. R. Heart transplantation from donation after circulatory determined death. Annals of Cardiothoracic Surgery. 7 (1), 75-81 (2018).
- Monteagudo Vela, M., Garcia Saez, D., Simon, A. R. Current approaches in retrieval and heart preservation. Annals of Cardiothoracic Surgery. 7 (1), 67-74 (2018).
- Dhital, K. K., Chew, H. C., Macdonald, P. S. Donation after circulatory death heart transplantation. Current Opinion In Organ Transplantation. 22 (3), 189-197 (2017).
- McNally, S. J., Harrison, E. M., Wigmore, S. J. Ethical considerations in the application of preconditioning to solid organ transplantation. Journal of Medical Ethics. 31 (11), 631-634 (2005).
- Rao, V., Feindel, C. M., Weisel, R. D., Boylen, P., Cohen, G. Donor blood perfusion improves myocardial recovery after heart transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 16 (6), 667-673 (1997).
- Ramzy, D., et al. Cardiac allograft preservation using donor-shed blood supplemented with L-arginine. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (10), 1665-1672 (2005).
- Xin, L., et al. A New Multi-Mode Perfusion System for Ex vivo Heart Perfusion Study. Journal of Medical Systems. 42 (2), 25 (2017).
- Messer, S., Ardehali, A., Tsui, S. Normothermic donor heart perfusion: current clinical experience and the future. Transplant International. 28 (6), 634-642 (2015).
- Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia (Fourth Edition). , 77-108 (2016).
- Kearns, M. J., et al. A Rodent Model of Cardiac Donation After Circulatory Death and Novel Biomarkers of Cardiac Viability During Ex vivo Heart Perfusion. Transplantation. 101 (8), e231-e239 (2017).
- Sandha, J. K., et al. Steroids Limit Myocardial Edema During Ex vivo Perfusion of Hearts Donated After Circulatory Death. The Annals of Thoracic Surgery. 105 (6), 1763-1770 (2018).
- Iyer, A., et al. Increasing the tolerance of DCD hearts to warm ischemia by pharmacological postconditioning. American Journal of Transplantation. 14 (8), 1744-1752 (2014).
- Sanz, M. N., et al. Cardioprotective reperfusion strategies differentially affect mitochondria:studies in an isolated rat heart model of donation after circulatory death (DCD). American Journal of Transplantation. , (2018).
- Van de Wauwer, C., et al. The mode of death in the non-heart-beating donor has an impact on lung graft quality. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 36 (5), 919-926 (2009).
- Quader, M., et al. Determination of Optimal Coronary Flow for the Preservation of "Donation after Circulatory Death" in Murine Heart Model. ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs : 1992). 64 (2), 225-231 (2018).
- Priebe, H. J. The acute open-chest model. British Journal Of Anaesthesia. 60 (8 Suppl 1), 38-41 (1988).
- Narita, M., et al. Cardiac effects of vecuronium and its interaction with autonomic nervous system in isolated perfused canine hearts. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 19 (6), 1000-1008 (1992).
- Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex-vivo preservation of donor hearts after circulatory death: a case series. Lancet (London, England). 385 (9987), 2585-2591 (2015).
- Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (12), 1443-1452 (2016).
- White, C. W., et al. Assessment of donor heart viability during ex vivo heart perfusion. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 93 (10), 893-901 (2015).
- Mayr, A., et al. Cardiac troponin T and creatine kinase predict mid-term infarct size and left ventricular function after acute myocardial infarction: a cardiac MR study. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 33 (4), 847-854 (2011).
- Remppis, A., et al. Intracellular compartmentation of troponin T: release kinetics after global ischemia and calcium paradox in the isolated perfused rat heart. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 27 (2), 793-803 (1995).
- Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. Characterization of the Langendorff Perfused Isolated Mouse Heart Model of Global Ischemia-Reperfusion Injury: Impact of Ischemia and Reperfusion Length on Infarct Size and LDH Release. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).
- Dornbierer, M., et al. Early reperfusion hemodynamics predict recovery in rat hearts: a potential approach towards evaluating cardiac grafts from non-heart-beating donors. PloS One. 7 (8), e43642 (2012).
- Henry, P. D. Positive staircase effect in the rat heart. The American Journal of Physiology. 228 (2), 360-364 (1975).
- Markert, M., et al. Evaluation of a method to correct the contractility index LVdP/dt(max) for changes in heart rate. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 66 (2), 98-105 (2012).
- Azar, T., Sharp, J., Lawson, D. Heart rates of male and female Sprague-Dawley and spontaneously hypertensive rats housed singly or in groups. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (2), 175-184 (2011).
- Bonney, S., Hughes, K., Eckle, T. Anesthetic cardioprotection: the role of adenosine. Current Pharmaceutical Design. 20 (36), 5690-5695 (2014).
- Ali, A. A., et al. Rat model of veno-arterial extracorporeal membrane oxygenation. Journal of Translational Medicine. 12, 37 (2014).
