Summary

매트릭스 세포 대사 크로스토크 연구를 위한 인간 3D 세포외 세포외 매트릭스-세포세포 배양 모델

Published: November 07, 2019
doi:

Summary

우리는 지방 조직 신진 대사 표현형에 기여에 매트릭스 및 지방 세포의 역할의 해부를 허용하는 시험관 내 3D 인간 세포 외 매트릭스 -adipocyte를 설명합니다.

Abstract

세포외 매트릭스 (ECM)는 조직 항상성을 조절하고 세포와의 크로스 토크에 참여하고 세포 기능의 여러 측면을 조절하는 데 핵심적인 역할을합니다. ECM은 비만에서 지방 조직 기능에 특히 중요한 역할을 하며, 지방 조직 ECM 증착 및 조성물의 변화는 마우스 및 인간에서 대사 질환과 관련이 있다. 글로벌 조직 표현형에 기여하는 ECM 및 세포의 역할의 해부를 허용하는 견인성 체외 모델은 희소하다. 우리는 지방 조직 신진 대사 표현형을 조절에 ECM 및 지방세포의 특정 역할의 연구를 허용하는 인간 ECM-지방세포 문화의 새로운 3D 체외 모형을 기술합니다. 인간 지방 조직은 ECM을 분리하기 위해 탈세포화되며, 이는 이후에 ECM 내에서 성숙한 지방세포로 분화되는 preadipocytes로 다시 채워집니다. 이 방법은 대사적으로 활성화되어 있는 ECM-adipocyte 구조를 생성하고 조직과 환자가 파생되는 특성을 유지합니다. 우리는 인간 지방 조직에서 질병 특이적 ECM-지방 세포 누토크를 입증하기 위해이 시스템을 사용했습니다. 이러한 배양 모델은 글로벌 지방 조직 대사 표현형에 기여하는 ECM 및 지방세포의 역할을 해부하는 도구를 제공하고 지방 조직 항상성을 조절하는 ECM의 역할에 대한 연구를 허용한다.

Introduction

세포외 매트릭스 (ECM)는 조직에 대한 기계적 스캐폴드를 제공 할뿐만 아니라 그 안에 있는 세포와 복잡한 크로스 토크에 종사하여 세포 증식을 포함한 조직 항상성에 필요한 다양한 과정을 조절합니다. 차별화, 신호 및 신진 대사1. 건강한 ECM은 정상적인 조직 기능의 유지에 필수적인 역할을하지만, 기능 장애 ECM은 여러 질병에 연루되어있다2.

지방 조직은 신진 대사 질환의 발병기전에 중요한 역할을합니다. 비만은 과도한 지방세포 비대 및 세포 저산소증, 지방세포 세포 대사의 결함, 지방 조직 산후 염기 및 산화 스트레스 및 염증과 관련이 있습니다. 제대로 이해하는 동안, 이러한 복잡한 과정은 지방 조직 영양소 버퍼링 용량을 손상공모, 지방 조직에서 영양 오버플로로 이어지는, 여러 조직의 독성, 및 전신 대사 질환3,4 ,5. 지방 조직 실패의 기초가 되는 사건 그리고 특정 기계장치의 순서는 제대로 이해되지 않습니다, 그러나 지방 조직 ECM에 있는 변경은 연루되었습니다. ECM 조성물은 인간 및 뮤린 비만에서 지방 조직 내에서 변경되며, ECM 단백질의 증착이 증가하고, 인간 대사 질환과 관련된 지방 조직 ECM의 질적 생화학적 및 구조적 차이와 함께 타입-2 당뇨병과 고지혈증6,7,8,9,10,11.

이러한 관찰에도 불구하고, 지방 조직 기능 장애를 중재하는 지방 조직 ECM의 역할은 잘 정의되지 않는다. 이것은 부분적으로 궁극적인 지방 조직 기능을 조절에 ECM및 지방세포의 특정 역할의 해부를 허용하는 견인 가능한 실험 모형의 부족 때문이. ECM-지방세포 배양은 적어도 2개의 측면에서 네이티브 지방 조직의 생체 내 환경을 더 잘 시뮬레이션한다. 첫째, ECM 배양은 표준 2D 배양에 없는 네이티브 콜라겐, 엘라스틴 및 기타 매트릭스 단백질을 포함한 네이티브 지방 조직과 유사한 분자 환경을 제공합니다. 둘째, 2D 플라스틱에 대한 배양은 ECM 배양이 제거되는 플라스틱기판(12)의탄성 감소로 인한 기계적 효과를 통해 지방세포 대사를 변화시키는 것으로 나타났다.

탈세포화된 지방 및 기타 조직에서 ECM을 분리하여 생물학적 스캐폴드를 설계하는 방법은 재생 및 재생 의학 및 조직 공학 13,14, 15,16,17,18. 우리는 이전에 인간 내장 지방 조직으로부터 유래된 ECM 및 지방세포 줄기세포(preadipocytes)를 사용하여 인간 ECM-지방세포 배양의 체외 3D 모델을 개발하기 위해 이러한 방법을 적용한 방법론을 공표했다11. 본 기사에서는 이러한 방법을 자세히 설명합니다. 인간 지방 조직에 대한 탈세포화 절차는 세포와 지질을 제거하기 위한 기계적 및 효소 적 치료를 수반하는 4 일 간의 과정으로, 유래되는 조직의 특성을 유지하는 생물학적 스캐폴드를 남깁니다. 탈세포화된 ECM은 인간 preadipocytes의 지방 분화를 지원하고, 지방세포로 재구성될 때, 그대로 지방 조직의 미세 건축 및 생화학 및 질병 특이적 특성을 유지하고 대사에 관여합니다. 네이티브 지방 조직의 특징. 이 매트릭스는 단독으로 공부하거나 세포로 다시 시드 할 수 있습니다, 지방 조직의 세포와 세포 외 구성 요소 사이의 상호 작용과 누화의 연구를 허용.

Protocol

지방 조직은 기관 검토 위원회 승인하에 선택적인 bariatric 수술을 받고 인간 과목에서 조달됩니다. 1. Preadipocyte 격리 및 배양 시약 준비 1x 인산염 완충 식염수(PBS)에 2% 소 혈청 알부민(BSA)을 준비합니다. 필터 멸균, 4 °C에서 저장합니다. 타입 II 콜라게나아제 준비: 1x PBS에서 2% BSA에서 2 mg/mL. 사용하기 직전에 준비하십시오. 적혈구 (RBC) 용해 용액을 준비 : 1…

Representative Results

지방 조직 ECM의 준비, preadipocytes와 파종, 성숙한 지방 세포로 시험관 내 분화는 프로토콜 전반에 걸쳐 진행의 시각적 평가를 허용하는 조직에 명확한 순차적 형태 변화를 초래(그림 1) . ECM을 종하는 데 사용되는 Preadipocytes는 별도의 VAT 샘플로부터 콜라게나아제 소화를 사용하여 분리됩니다(그림2). 처리의 각 단계에서 ECM-adipocyte…

Discussion

ECM-지방세포 배양 모델은 궁극적인 조직 표현형을 지시하는 ECM 및 세포의 개별적인 역할을 해부하기 위한 귀중한 공구를 제공합니다. ECM 격리 프로토콜은 매우 재현 가능하지만 탈세포화 과정의 가변성이 관찰될 수 있습니다. 3일째 삭제 단계는 프로토콜의 중요한 지점입니다. 하룻밤 추출이 완료되면 매트릭스는 노란색으로 변하는 극성 용매 용액에 의해 입증되어야하며, 매트릭스는 손상되지 ?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

다니엘 버거, 마릴린 우드럽, 시몬 코레아, 레타 가이스에게 연구 조정에 도움을 주신 것에 감사드립니다. SEM은 미시간 대학 현미경 검사법 및 이미지 분석 실험실 생물 의학 연구 핵심 시설에 의해 수행되었습니다. 이 프로젝트는 NIH 보조금 R01DK097449 (RWO), R01DK115190 (RWO, CNL), R01DK090262 (CNL), 재향 군인 업무 공로 그랜트 I01CX001811 (RWO), 미시간 당뇨병 연구 센터 (NIH 그랜트 P30-DK020572)에서 파일럿 및 타당성 부여 (RWO), 재향 군인 관리 VISN 10 스파크 파일럿 그랜트 (RWO). 미시간 대학 현미경 검사법 및 이미지 분석 실험실 생물 의학 연구 핵심 시설에 의해 수행 된 주사 전자 현미경 검사법. 이 원고의 그림 4는 원래 베이커 외, J 클린 엔도 Metab 2017에 게시되었습니다; 3월 1;102 (3), 1032-1043. doi: 10.1210/jc.2016-2915, 옥스포드 대학 출판부 [https://academic.oup.com/jcem/article/102/3/1032/2836329]의 허가에 의해 복제되었습니다. 이 자료를 재사용할 수 있는 권한을 받으려면 http://global.oup.com/academic/rights 방문하십시오.

Materials

0.25% trypsin-EDTA Gibco, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA Cat#25200056
1.5 mL cryovial tube Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#02-682-557
10% Neutral Buffered Formalin VWR International LLC., Radnor, PA, USA Cat#89370-094
100 µm nylon mesh filter Corning Inc., Corning, NY, USA Cat#352360
2-Deoxy-D-glucose Sigma-Aldrich, Inc., St Louis, MO, USA Cat#D8375
2 nM 3,3’-5,Triiodo,L-thyronine sodium salt (T3) Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#T6397
24-well tissue culture plates VWR International LLC., Radnor, PA, USA Cat#10861-700
3-Isobutyl-1-methylxanthine (IBMX) Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#I5879
96-well tissue culture plates VWR International LLC., Radnor, PA, USA Cat#10861-666
Antibiotic-Antimycotic Solution (ABAM) Gibco, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA Cat#15240062
Biotin Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#B4639
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma-Aldrich, Inc., St Louis, MO, USA Cat#A8806
Buffer RLT Qiagen, Hilden, Germany Cat#79216
Ciglitizone Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#C3974
Deoxy-D-glucose, 2-[1,2-3H (N)]- PerkinElmer Inc., Waltham, MA, USA Cat#NET328A250UC
Deoxyribonuclease I from bovine pancreas, type II-S Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#D4513
Dexamethasone Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#D4902
Dimethyl Sulfoxide Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#BP231 Flammable, caustic
Disodium EDTA Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#BP118
D-pantothenic acid hemicalcium salt Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#21210
Dulbecco’s Modified Eagle Medium: Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F12 Gibco, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#11320033
Ethanol Decon Labs, Inc., King of Prussia, PA, USA Cat#DSP-MD.43 Flammable
EVE Cell Counting Slides, NanoEnTek VWR International LLC., Radnor, PA, USA Cat#10027-446
Fetal bovine serum (FBS) Gibco, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA Cat#10437028
Glutaraldehyde Sigma-Aldrich, Inc., St Louis, MO, USA Cat#G5882 Caustic
Hexamethyldisalizane Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#440191 Flammable, caustic
Human insulin solution Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#I9278
Isopropanol Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#A415 Flammable
Isoproterenol Sigma-Aldrich, Inc., St Louis, MO, USA Cat#I5627 Flammable
KCl Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#S25484
KH2PO4 Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#P5655
Lipase from porcine pancreas, type VI-S Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#L0382
MgSO4*7H2O Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#230391
Na2HPO4 Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#S5136
NaCl Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#S3014
NaHCO3 Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#S233
NH4Cl Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#A661
Optimal cutting temperature (OCT) compound Agar Scientific, Ltd., Stansted, Essex, UK Cat# AGR1180
Oil Red-O Solution (ORO) Sigma-Aldrich, Inc., St Louis, MO, USA Cat#O1391
Oil Red-O Stain Kit American Master Tech Scientific Inc., Lodi, CA, USA Cat#KTORO-G
Osmium tetroxide Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#201030 Caustic
Phenylmethylsulfonyl fluoride (PMSF) Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#93482 Caustic
Phosphate Buffered Saline Solution (PBS) Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#SH3025601
Ribonuclease A from bovine pancreas, type III-A Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#R5125
RNAEasy Fibrous Tissue MiniKit Qiagen, Hilden, Germany Cat#74704
Scintillation Fluid Fisher Scientific, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#SX18
Scintillation Counter
Scissors, forceps, sterile
Sorensen's phosphate buffer Thomas Scientific, Inc., Swedesboro, NJ CAS #: 10049-21-5
T-150 culture flask VWR International LLC., Radnor, PA, USA Cat#10062-864
TaqMan Gene Expression Master Mix ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA USA Cat#4369016
Temperature-controlled orbital shaker
Tissue Homogenizer, BeadBug Microtube Homogenizer Benchmark Scientific Cat#D1030
Transferrin Sigma-Aldrich, Inc. St Louis, MO, USA Cat#T3309
Triglyceride Determination Kit Sigma-Aldrich, Inc., St Louis, MO, USA Cat#TR0100
Trypan blue stain, 0.4% VWR International LLC., Radnor, PA, USA Cat#10027-446
Type II collagenase Gibco, ThermoFisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA Cat#17101015
Whatman Reeve Angel filter paper, Grade 201, 150mm Sigma-Aldrich, Inc., St Louis, MO, USA Cat#WHA5201150

Riferimenti

  1. Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123, 4195-4200 (2010).
  2. Berrier, A. L., Yamada, K. M. Cell-matrix adhesion. Journal of Cell Physiology. 213 (3), 565-573 (2007).
  3. Trayhurn, P. Hypoxia and adipose tissue function and dysfunction in obesity. Physiology Reviews. 93 (1), 1-21 (2014).
  4. O’Rourke, R. W., Lumeng, C. N. Obesity heats up adipose tissue lymphocytes. Gastroenterology. 145 (2), 282-285 (2013).
  5. Engin, A. The Pathogenesis of Obesity-Associated Adipose Tissue Inflammation. Advances in Experimental Medicine and Biology. 960. 960, 221-245 (2017).
  6. Dankel, S. N., et al. COL6A3 expression in adipocytes associates with insulin resistance and depends on PPARγ and adipocyte size. Obesity (Silver Spring). 22 (8), 1807-1813 (2014).
  7. Divoux, A., et al. Fibrosis in human adipose tissue: composition, distribution, and link with lipid metabolism and fat mass loss. Diabetes. 59, 2817-2825 (2010).
  8. Lackey, D. E., et al. Contributions of adipose tissue architectural and tensile properties toward defining healthy and unhealthy obesity. American Journal of Physiology, Endocrinology, and Metabolism. 306 (3), E233-E246 (2014).
  9. Muir, L. A., et al. Adipose tissue fibrosis, hypertrophy, and hyperplasia: correlations with diabetes in human obesity. Obesity (Silver Spring). 24 (3), 597-605 (2016).
  10. Spencer, M., et al. Adipose tissue macrophages in insulin-resistant subjects are associated with collagen VI and fibrosis and demonstrate alternative activation. American Journal of Physiology, Endocrinology, and Metabolism. 299 (6), E1016-E1027 (2010).
  11. Baker, N. A., et al. Diabetes-specific regulation of adipocyte metabolism by the adipose tissue extracellular matrix. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 102 (3), 1-12 (2017).
  12. Pellegrinelli, V., et al. Human adipocyte function is impacted by mechanical cues. Journal of Patholology. 233 (2), 183-195 (2014).
  13. Flynn, L. E. The use of decellularized adipose tissue to provide an inductive microenvironment for the adipogenic differentiation of human adipose-derived stem cells. Biomaterials. 31 (17), 4715-4724 (2010).
  14. Perea-Gil, I., et al. In vitro comparative study of two decellularization protocols in search of an optimal myocardial scaffold for recellularization. American Journal Translational Research. 7 (3), 558-573 (2015).
  15. Porzionato, A., et al. Decellularized omentum as novel biologic scaffold for reconstructive surgery and regenerative medicine. European Journal of Histochemistry. 57 (1), e4 (2013).
  16. Tebyanian, H., et al. A Comparative Study of Rat Lung Decellularization by Chemical Detergents for Lung Tissue Engineering. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 5 (7), 859-865 (2017).
  17. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  18. Wang, L., Johnson, J. A., Zhang, Q., Beahm, E. K. Combining decellularized human adipose tissue extracellular matrix and adipose-derived stem cells for adipose tissue engineering. Acta Biomaterials. 9 (11), 8921-8931 (2013).
  19. Booth, A. J., et al. Acellular normal and fibrotic human lung matrices as a culture system for in vitro investigation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 186 (9), 866-876 (2012).
  20. Parker, M. W., et al. Fibrotic extracellular matrix activates a profibrotic positive feedback loop. Journal of Clinical Investigation. 124 (4), 1622-1635 (2014).
  21. Baker, N. A., Muir, L. A., Lumeng, C. N., O’Rourke, R. W. Differentiation and Metabolic Interrogation of Human Adipocytes. Methods in Molecular Biology. 1566, 61-76 (2017).
  22. O’Rourke, R. W., et al. Hexosamine biosynthesis is a possible mechanism underlying hypoxia’s effects on lipid metabolism in human adipocytes. PLoS One. 8 (8), e71165 (2013).
  23. Tchkonia, T., et al. Fat depot-specific characteristics are retained in strains derived from single human preadipocytes. Diabetes. 55 (9), 2571-2578 (2006).
  24. Tchoukalova, Y. D., et al. Sex- and depot-dependent differences in adipogenesis in normal-weight humans. Obesity (Silver Spring). 18 (10), 1875-1880 (2010).
check_url/it/60486?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Flesher, C. G., Baker, N. A., Strieder-Barboza, C., Polsinelli, D., Webster, P. J., Varban, O. A., Lumeng, C. N., O’Rourke, R. W. A Human 3D Extracellular Matrix-Adipocyte Culture Model for Studying Matrix-Cell Metabolic Crosstalk. J. Vis. Exp. (153), e60486, doi:10.3791/60486 (2019).

View Video