Eine überarbeitete Methode zur Induktion von Sekundärlymphödemen im Hinterglied von Mäusen
Summary
Dieses Tiermodell ermöglicht es Forschern, statistisch signifikante sekundäre Lymphödeme im Hinterglied von Mäusen zu induzieren, die mindestens 8 Wochen dauern. Das Modell kann verwendet werden, um die Pathophysiologie von Lymphödemen zu untersuchen und neue Behandlungsmöglichkeiten zu untersuchen.
Abstract
Tiermodelle sind von größter Bedeutung in der Erforschung von Lymphödemen, um die Pathophysiologie der Krankheit zu verstehen, aber auch um mögliche Behandlungsmöglichkeiten zu erkunden. Dieses Mausmodell ermöglicht es Forschern, signifikante Lymphödeme zu induzieren, die mindestens 8 Wochen dauern. Lymphödem wird durch eine Kombination aus fraktionierter Strahlentherapie und chirurgischer Ablation von Lymphatik induziert. Dieses Modell erfordert, dass die Mäuse eine Dosis von 10 Grau (Gy) Strahlung vor und nach der Operation erhalten. Der chirurgische Teil des Modells beinhaltet ligation von drei Lymphgefäßen und Extraktion von zwei Lymphknoten aus der Maus hinterdlimb. Der Zugang zu mikrochirurgischen Werkzeugen und einem Mikroskop ist aufgrund der kleinen anatomischen Strukturen von Mäusen unerlässlich. Der Vorteil dieses Modells besteht darin, dass es zu einem statistisch signifikanten Lymphödem führt, das eine gute Grundlage für die Bewertung verschiedener Behandlungsmöglichkeiten bietet. Es ist auch eine großartige und leicht verfügbare Option für mikrochirurgisches Training. Die Einschränkung dieses Modells ist, dass das Verfahren zeitaufwändig sein kann, vor allem, wenn es nicht im Voraus praktiziert wird. Das Modell führt zu objektiv quantifizierbaren Lymphödemen bei Mäusen, ohne schwere Morbidität zu verursachen und wurde in drei separaten Projekten getestet.
Introduction
Lymphödem ist durch eine Ansammlung von Lymphflüssigkeit gekennzeichnet, die zu lokalisierten Gewebeschwellungen führt, die hauptsächlich durch einen gestörten oder gestörten Fluss der Lymphflüssigkeit in denLymphgefäßen1 auftreten. Der Lymphfluss kann durch Infektionen, Obstruktionen, Verletzungen oder angeborene Defekte im Lymphsystem beeinträchtigt oder gestört werden2. Diese Ätiologien führen zu einer Ansammlung von Lymphflüssigkeit, was zu einem chronischen Entzündungszustand führt, was zu einer nachfolgenden Fibrose sowie ablagerungen von Fettgewebe3führt. Lymphödem kann als primäres oder sekundäres Lymphödem kategorisiert werden. Primäres Lymphödem wird durch Entwicklungsanomalien oder genetische Mutation2,4verursacht. Sekundäres Lymphödem tritt aufgrund einer zugrunde liegenden systemischen Erkrankung, Operation odertrauma2,4auf. Sekundäres Lymphödem ist die häufigste Form von Lymphödem in der Welt2. In industrieländern Ländern ist die häufigste Ursache für sekundäres Lymphödem eine onkologische Therapie wie adjuvante Strahlentherapie und Lymphknotensektion5. Lymphödem ist am häufigsten bei Brustkrebspatientinnen, kann aber auch bei Patienten mit gynäkologischem, Melanom, Urogenital- oderNackenkrebs6 entwickeln. Es wurde vorgeschlagen, dass von allen Frauen, bei denen Brustkrebs diagnostiziert wurde, 21% Lymphödeme entwickeln 7.
Lymphödem eimmen kann für den Patienten sowohl körperlich als auch psychisch belastend sein. Patienten mit Lymphödem haben ein erhöhtes Infektionsrisiko5,8,9, schlechte Lebensqualität und können soziale Angst und Symptome von Depressionen entwickeln10. Die Komplikationen des chronischen Lymphödemführens führen zu hohen Pflegekosten und einer erhöhten Krankheitsbelastung9,11. Ergebnisse deuten auch darauf hin, dass Lymphödem e.A. mit einem erhöhten Sterberisiko nach Brustkrebsbehandlung in Verbindung gebracht werden könnte12. Konservatives Management wie Kompression des betroffenen Bereichs, manuelle Lymphdrainage und allgemeine Hautpflege bleiben der erste Linienansatz. Derzeit gibt es keine kurative Behandlung6. Obwohl auf dem Gebiet der chirurgischen und medizinischen Therapie Fortschritte erzielt wurden, gibt es noch Raum für Verbesserungen. Mehr Forschung, die Einblicke in die Pathophysiologie und das Fortschreiten der Krankheit bietet, ist notwendig, um Ärzten zu ermöglichen, bessere Behandlungsmöglichkeiten für die Patienten zu bieten5.
Tiermodelle werden in der präklinischen Forschung eingesetzt, um die Pathophysiologie von Krankheiten zu verstehen und mögliche Behandlungsmöglichkeiten zu entwickeln. Mehrere verschiedene Lymphödem Tiermodelle wurden in Denkanleben13,14, Kaninchen15, Schafe16, Schweine17,18 und Nagetiere19,20, 21,22,23,24. Das Nagetiermodell scheint das kostengünstigste Modell zu sein, wenn es um die Rekonstruktion der Lymphfunktion geht, da Nagetiere leicht zugänglich und relativ preisgünstigsind 25. Die mehrheit der Mäusemodelle haben sich auf die Induktion von Lymphödem enden im Schwanz der Mäuse21,22,23. Das Schwanzmodell ist sehr zuverlässig, aber die genaue chirurgische Technik zur Induktion von Lymphödem variiert erheblich in früheren veröffentlichten Materialien. Dies führt zu Schwankungen in der Dauer und Robustheit des entwickelten Lymphödemes, das in bekannter Litteratur25dargestellt wird. Verschiedene Techniken werden auch verwendet, um Lymphödeme im Hinterkiefermodell zu induzieren, und sie liefern auch unterschiedliche Ergebnisse, aber das Hinterglied-Modell könnte aus translationaler Sicht leichter zu verstehen sein. Frühere Lymphödemmodelle wurden durch spontane Lymphödemauflösung behindert und daher wird ein reproduzierbares und dauerhaftes Lymphödem-Modell benötigt25. Forscher haben zuvor versucht, die Dosis der Strahlung zu erhöhen, um die spontane Lymphödem-Auflösung zu verhindern, aber dies hat oft zu einer nachfolgenden schweren Morbiditätgeführt 25.
Dieses Modell führt zu statistisch signifikanten Lymphödemen, ohne eine schwere Morbidität zu verursachen, indem Mikrochirurgie und Strahlung kombiniert werden. Das Modell wurde von einem früheren chirurgischen Modell durch Zugabe einer Dosis von Bestrahlung, die Lymphödem induziert, ohne schwere Morbidität26. Es bietet auch eine großartige Gelegenheit für mikrochirurgische Ausbildung. Aufgrund der kleinen anatomischen Strukturen der Mäuse ist der Zugang zu mikrochirurgischen Geräten und einem Mikroskop notwendig. Der chirurgische Eingriff kann durchgeführt werden, wenn dem Benutzer grundlegende mikrochirurgische Techniken vermittelt wurden, wie z. B. das Absaten mit mikrochirurgischen Instrumenten. Die Bediener, die dieses Verfahren durchführten, sahen sich alle Tutorial-Videos von Acland über die Voraussetzungen der mikrochirurgischen Fähigkeiten (1981) und der grundlegenden Mikronahttechnik (1985) an. Wir empfehlen, den chirurgischen Eingriff 8-10 Mal zu praktizieren, bevor Sie ihn in der Forschung verwenden. Das Üben des Verfahrens stellt sicher, dass weniger Fehler gemacht werden und dass das Verfahren effizienter durchgeführt werden kann. Nach der Beherrschung kann der chirurgische Eingriff in 45 Minuten durchgeführt werden.
Protocol
Representative Results
Discussion
Es gibt einige wichtige Schritte in diesem Protokoll. Erstens ist es wichtig, dass die Forscher Sicherheitsvorkehrungen treffen, wenn sie mit Radioaktivität arbeiten. Zweitens, während des chirurgischen Teils dieses Protokolls, ist es wichtig, das Verfahren zu starten, sobald die Maus beästhestisiert wurde und beenden Sie es ohne unnötige Pausen. Dies ist wichtig, um eine übermäßig lange Operationszeit für das Tier zu vermeiden und zu verhindern, dass die Anästhesie während der Operation an Wirkung verliert. Es…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Autoren danken Peter Bollen, Leiter des Biomedizinischen Labors, für die Ausleihe der Notwendigen, um die Aufnahmen durch die Mikroskope aufzunehmen.
Materials
| 10-0 Nylon suture | S&T | 12051-10 | |
| 6-0 Nylon suture – Dafilon | B Braun | C0933112 | |
| Coagulator – ICC 50 | ERBE | ||
| Cotton tipped applicators | Yibon medical co | ||
| Dissecting forceps | Lawton | 09-0190 | |
| Elastic retractors | Odense University Hospital | ||
| Electrical clipper | Aesculap | GT420 | |
| Fentanyl 0,315 mg/ml | Matrix | ||
| Heating pad – PhysioSuite | Kent Scientific Corp. | ||
| Isoflurane 1000mg Attane | Scan Vet | ||
| Isoflurane vaporizer – PPV | Penlon | ||
| Micro jewler forceps | Lawton | 1405-05 | |
| Micro Needle holder | Lawton | 25679-14 | |
| Micro scissors | Lawton | 10128-15 | |
| Micro tying forceps | Lawton | 43953-10 | |
| Microfine U-40 syringe 0,5ml | BD | 328821 | |
| Microlance syringe 25g | BD | ||
| Microlance syringe 27g | BD | ||
| Midazolam 5 mg/ml (hameln) | Matrix | ||
| Needle holder – Circle wood | Lawton | 08-0065 | |
| Non woven swabs | Selefa | ||
| Opmi pico microscope F170 | Zeiss | ||
| Patent blue V – 25 mg/ml | Guerbet | ||
| Scissors – Joseph | BD | RH1630 | |
| Siemens INVEON multimodality pre-clinical scanner | Siemens pre-clinical solutions | ||
| Source of radiation – D3100 | Gulmay | ||
| Stata Statistical Software: Release 15 | StataCorp LLC | ||
| Temgesic – 0,2 mg | Indivior | ||
| Vet eye ointment – viscotears | Bausch & Lomb |
Riferimenti
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