Jinekolojik ve Ürolojik Kanserleri Incelemek Için Vivo Modelinde Tavuk Chorioallantoic Membran Kullanma
Summary
Tavuk koryoallantoik membran modelini jinekolojik ve ürolojik kanser hücre hatlarının ve hasta kaynaklı tümörlerin engraftment için alternatif, nakledilebilir, in vivo modeli olarak sıyoruz.
Abstract
Fare modelleri in vivo kanser çalışmaları için kriter testleri dir. Ancak, maliyet, zaman, ve etik hususlar alternatif in vivo kanser modelleri için çağrılara yol açmıştır. Tavuk koryoallantoik membran (CAM) modeli tümör gelişiminin doğrudan görselleştirilmesine izin veren ve in vivo görüntüleme için uygun olan ucuz, hızlı bir alternatif sağlar. Bu nedenle, jinekolojik ve ürolojik tümörlerin bu modele engrafting için optimize edilmiş bir protokol geliştirmeye çalıştık, burada sunduğumuz. Yaklaşık 7 gün sonra döllenme sonrası, hava hücresi yumurtanın vaskülarize tarafına taşınır ve kabukta bir açıklık oluşur. Daha sonra murine ve insan hücre hatları ve primer dokulardan tümörler engrafted olabilir. Bu genellikle hücre dışı matris ve orta hücresel dağılım önlemek ve hücreler bir vasküler kaynağı işe kadar besin desteği sağlamak için bir karışımı tohumlu vardır. Tümörler yumurtadan çıkmadan 14 gün öncesine kadar büyüyebilir. Ateş böceği luciferase ile transeksif hücreleri yerleştirerek, biyolüminesans görüntüleme membran ve kanser hücresi embriyo yayılmış tümör büyüme hassas tespiti için kullanılabilir. Bu model potansiyel tümörijenite, invazyon, metastaz ve terapötik etkinliğini incelemek için kullanılabilir. Tavuk CAM modeli geleneksel murine modelleri ile karşılaştırıldığında önemli ölçüde daha az zaman ve mali kaynaklar gerektirir. Yumurtalar bağışıklık sistemi zayıf ve bağışıklık toleranslı olduğundan, herhangi bir organizmanın dokuları potansiyel olarak insan dokularının implantasyonu için gerekli pahalı transgenik hayvanlar (örneğin, fareler) olmadan implante edilebilir. Ancak, Bu modelin avantajları nın çoğu potansiyel olarak da sınırlamalar olabilir, kısa tümör üretimi süresi ve immün/immün toleranslı durum da dahil olmak üzere. Ayrıca, tavuk koryoallantoik membran modelinde burada engraft sunulan tüm tümör tipleri rağmen, tümör büyüme değişen derecelerde bunu.
Introduction
Fareler malignite de dahil olmak üzere insan hastalıklarının incelenmesi için klasik model organizma olarak hizmet vermiştir. Memeliler olarak, insanlarla birçok benzerlikleri vardır. Genetik benzerlik onların yüksek derecede insan hastalıklarının genetik kontrolü içine büyük bir fikir sağlamak için fare genomunun transgenik manipülasyon izin verdi1. Farelerin kullanımı ve deneyleri konusunda geniş deneyim, biyomedikal araştırmalar için tercih edilen model olmalarına yol açmıştır. Ancak, murine modelleri ile ilgili etik ve bilimsel endişelere ek olarak, onlar da oldukça pahalı ve zaman alıcı olabilir2,3. Tümörlerin gelişimi haftalar hatta aylar sürebilir. Sadece tipik bir kurumda konut tümörler gelişmekte iken binlerce dolar yüzlerce çalıştırabilirsiniz. Yumurtalık kanseri bu dezavantajı bir örnektir çünkü murine modellerinde büyüme kolayca ay sürebilir. Araştırma ilerleme gecikmeler potansiyel yumurtalık kanseri hastalarının ısrarla düşük 5 yıllık sağkalım oranı sadece% 47 (yani, 30 yıl içinde sadece% 10 sağkalım artışı)4etkiler. Benzer şekilde, ürolojik kanserler (böbrek, prostat ve mesane kanserleri) Amerika Birleşik Devletleri’nde tüm kanser vakalarının% 19 ve kansere bağlı ölümlerin% 11oluşturmaktadır 4. Böylece, jinekolojik ve ürolojik kanserleri incelemek için vivo yaklaşımında yeni bir yaklaşım, bu model sadece ilk tarama deneylerine uygulansa bile, bir laboratuvarda önemli ölçüde zaman, emek ve para tasarrufu sağlayabilir. Ayrıca, araştırma bulgularının ortaya çıkan ivme önemli ölçüde bu kanserler yıllık tanısı 177.000 bireyleretkileyebilir.
Tavuk CAM modeli yukarıda belirtilen sorunları ele birçok avantaj sunuyor. Anjiyogenez çalışmak için popüler bir model5,6, tümör hücre li invazyonu7,8, ve metastaz7,9, civciv embriyo CAM modeli zaten kanserlerin birçok formları çalışmak için kullanılmıştır, glioma dahil10,11,12, baş ve boyun skuamöz hücreli karsinom13,14, lösemi15,16, pankreas kanseri17, ve kolorektal kanser18. Ayrıca, CAM modelleri nöroblastom için üretilmiştir19, Burkitt lenfoma20, melanom21, ve kedi fibrosarkom22. Önceki çalışmalar da mesane kanseri engraftment sundu23 ve prostat kanseri hücre hatları24, ancak sınırlı protokol detayları ile. Sadece yumurta farelerden çok daha ucuz, ama onlar da son derece tekrarlanabilir sonuçlarüretmek 25,26. Hızlı vaskülatür gelişimi gösterirler ve tümör engraftment birkaç gün gibi hızlı bir şekilde oluşabilir ve açık pencereden uzunlamasına görselleştirilebilir. Yumurta döllenme ve kuluçka arasında 21 günlük zaman dilimi ile, deneyler birkaç hafta içinde tamamlanabilir. Ayrıca, düşük maliyet, sınırlı konut ihtiyaçları ve küçük boyut kolayca fare çalışmaları için engelleyici olacaktır büyük ölçekli deneyler izin verir.
Bu nedenle, jinekolojik ve ürolojik kanserlerin engraftment için CAM modeli optimize etmek için çalıştı. Erken tavuk embriyosu27immünazdurumu nedeniyle, hem fare hem de insan hücreleri kolayca implante edilebilir. Bu nedenle, biz başarıyla yumurtalık, böbrek, prostat ve mesane kanserleri engrafted var. Bu tümör tiplerinin her biri için, CAM kolayca kurulan murine ve / veya insan tümör hücre hatları kabul eder. Daha da önemlisi, taze hasat birincil insan tümör dokuları da ya sindirilmiş hücrelerden veya başarı oranı yüksek katı doku parçaları engraft olabilir. Bu kanser türlerinin ve hücre kaynaklarının her biri optimizasyon gerektirir, burada paylaştığımız.
Protocol
Representative Results
Discussion
CAM modeli kullanılarak tümör genişlemesi ve engraftment in vivo hayvan modelleri mevcut daha hızlı ve doğrudan gözlemlenebilir tümör büyümesi sağlar. Buna ek olarak, özellikle bağışıklık sistemi zayıf farelerin maliyeti ile karşılaştırıldığında, ekipman ilk satın alma tamamlandıktan sonra maliyetleri önemli ölçüde daha düşüktür. Tavuk embriyolarının ilk, bağışıklık sistemi kolayca insan ve murin dokusunun engraftment izin verir. Bu güçlü olsa bile, CAM modeli sınırlamala…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Yazarlar dr Fuyuhiko Tamanoi ve Binh Vu bu yöntem üzerinde ilk eğitim için teşekkür etmek istiyorum. Dr. Eva Koziolek ile yapılan görüşmeler bu yaklaşımın optimizasyonunda etkili olmuştur ve çok beğenilmiştir. Bu çalışma aşağıdaki kaynaklardan kaynak olmadan mümkün olmazdı: Tütün Ile İlgili Hastalık Araştırma Programı Doktora Sonrası Bursu (27FT-0023, ACS), Savunma Bakanlığı (DoD) Yumurtalık Kanseri Araştırma Programı (W81XWH-17-1-0160), NCI/NIH (1R21CA216770), Tütünle İlgili Hastalık Araştırma Programı Yüksek Etki Pilot Ödülü (27IR-0016) ve UCLA kurumsal desteği, JCCC Tohum Hibesi (NCI/NIH P30CA016042) ve LW Araştırma Başkan Yardımcısı Ofisinden 3R Grant dahil.
Materials
| -010 Teflon (PTFE) White 55 Duro Shore D O-Rings | The O-Ring Store | TEF010 | Nonstick ring for cell seeding. 1/4"ID X 3/8"OD X 1/16"CS Polytetrafluoroethylene (PTFE). |
| C4-2 | ATCC | CRL-3314 | Human prostate cancer cell line. |
| CWR22Rv1 | CWR cells were the kind gift of Dr. David Agus (Keck Medicine of University of Southern California) | ||
| Cytokeratin 8/18 Antibody (C-51) | Novus Biologicals | NBP2-44929-0.02mg | Used at a dilution of 1:100 for immunohistochemical analysis of human ovarian CAM tumors. |
| D-Luciferin Firefly, potassium salt | Goldbio | LUCK-1G | |
| Delicate Operating Scissors; Curved; Sharp-Sharp; 30mm Blade Length; 4-3/4 in. Overall Length | Roboz Surgical | RS6703 | This is provided as an example. Any similar curved scissors would work as well. |
| Dremel 8050-N/18 Micro 8V Max Tool Kit | Dremel | 8050-N/18 | This kit contains all necessary tools. |
| Fertilized chicken eggs (Rhode Island Red – Brown, Lab Grade) | AA Lab Eggs Inc. | N/A | A local egg supplier would need to be identified, as this supplier only delivers regionally. |
| HT-1376 | ATCC | CRL-1472 | Human bladder cancer cell line. |
| Hovabator Genesis 1588 Deluxe Egg Incubator Combo Kit | Incubator Warehouse | HB1588D-NONE-1102-1588-1357 | Other egg incubators may be used, but their reliability would need to be verified. After implantation, a cell incubator with the CO2 disabled may also be used. |
| ID8 | Not commercially available, please see PMID: 10753190. | ||
| Incu-Bright Cool Light Egg Candler | Incubator Warehouse | 1102 | Other candlers may be used; however, this is preferred among those that we have tested. This candler is included in the aforementioned incubator kit. |
| Iris Forceps, 10cm, Curved, Serrated, 0.8mm tips | World Precision Instrument | 15915 | This is provided as an example. Any similar curved forceps would work as well. Multiple brands have been used for this method. |
| Isoflurane | Clipper Distributing | 0010250 | |
| IVIS Lumina II In Vivo Imaging System | Perkin Elmer | ||
| Matrigel Membrane Matrix HC; LDEV-Free | Corning | 354248 | Extracellular matrix solution |
| MyC-CaP | ATCC | CRL-3255 | Murine prostate cancer cell line. |
| Portable Pipet-Aid XP Pipette Controller | Drummond Scientific | 4-000-101 | Any similar pipet controller would be appropriate. |
| PrecisionGlide Hypodermic Needles | BD | 305196 | This is provided as an example. Any 18G needle would work similarly. |
| RENCA | ATCC | CRL-2947 | |
| Semken Forceps | Fine Science Tools | 11008-13 | This is provided as an example. Any similar forceps or another style that suits researcher preference would be appropriate. |
| SKOV3 | ATCC | HTB-77 | Human ovarian cancer cell line. |
| Specimen forceps | Electron Microscopy Sciences | 72914 | This is provided as an example. The forceps used for pulling away the shell for bioluminescence imaging are approximately 12.8 cm long with 3 mm-wide tips. |
| Sterile Cotton Balls | Fisherbrand | 22-456-885 | This is provided as an example. Any sterile cotton balls would suffice. |
| Stirring Rods with Rubber Policeman; 5mm diameter, 6 in. length | United Scientific Supplies | GRPL06 | This is provided as an example. Any similar glass stir rods would work as well. |
| T24 | ATCC | HTB-4 | Human bladder cancer cell line. |
| Tegaderm Transparent Dressing Original Frame Style 2 3/8" x 2 3/4" | Moore Medical | 21272 | |
| Tissue Culture Dishes, 10 cm diameter | Corning | 353803 | This is provided as an example. Any similar, sterile 10-cm dish may be used. Tissue culture treatment is not necessary. |
| Tygon Clear Laboratory Tubing – 1/4 x 3/8 x 1/16 wall (50 feet) | Tygon | AACUN017 | This is provided as an example. Any similarly sized tubing would work as well. |
Riferimenti
- Kersten, K., de Visser, K. E., van Miltenburg, M. H., Jonkers, J. Genetically engineered mouse models in oncology research and cancer medicine. EMBO Molecular Medicine. 9 (2), 137-153 (2017).
- Jackson, S. J., Thomas, G. J. Human tissue models in cancer research: looking beyond the mouse. Disease Models & Mechanisms. 10 (8), 939-942 (2017).
- Cheon, D. J., Orsulic, S. Mouse Models of Cancer. Annual Review of Pathology: Mechanisms of Disease. 6 (1), 95-119 (2011).
- . SEER Cancer Statistics Review, 1975-2016 Available from: https://seer.cancer.gov/csr/1975_2016/ (2018)
- Ribatti, D. Chicken chorioallantoic membrane angiogenesis model. Methods Molecular Biology. 843, 47-57 (2012).
- Nowak-Sliwinska, P., Segura, T., Iruela-Arispe, M. L. The chicken chorioallantoic membrane model in biology, medicine and bioengineering. Angiogenesis. 17 (4), 779-804 (2014).
- Lokman, N. A., Elder, A. S., Ricciardelli, C., Oehler, M. K. Chick chorioallantoic membrane (CAM) assay as an in vivo model to study the effect of newly identified molecules on ovarian cancer invasion and metastasis. International Journal of Molecular Science. 13 (8), 9959-9970 (2012).
- Xiao, X., et al. Chick Chorioallantoic Membrane Assay: A 3D Animal Model for Study of Human Nasopharyngeal Carcinoma. PLoS ONE. 10 (6), e0130935 (2015).
- Deryugina, E. I., Quigley, J. P. Chick embryo chorioallantoic membrane model systems to study and visualize human tumor cell metastasis. Histochemistry and Cell Biology. 130 (6), 1119-1130 (2008).
- Shoin, K., et al. Chick Embryo Assay as Chemosensitivity Test for Malignant Glioma. Japanese Journal of Cancer Research. 82 (10), 1165-1170 (1991).
- Hagedorn, M., et al. Accessing key steps of human tumor progression in vivo by using an avian embryo model. Proceedings of the National Academy of Science U S A. 102 (5), 1643-1648 (2005).
- Kavaliauskaitė, D., et al. The Effect of Sodium Valproate on the Glioblastoma U87 Cell Line Tumor Development on the Chicken Embryo Chorioallantoic Membrane and on EZH2 and p53 Expression. BioMed Research International. 2017, 12 (2017).
- Liu, M., et al. The Histone Methyltransferase EZH2 Mediates Tumor Progression on the Chick Chorioallantoic Membrane Assay, a Novel Model of Head and Neck Squamous Cell Carcinoma. Translational Oncology. 6 (3), 273-281 (2013).
- Rudy, S. F., et al. In vivo Wnt pathway inhibition of human squamous cell carcinoma growth and metastasis in the chick chorioallantoic model. Journal of Otolaryngology – Head & Neck Surgery. 45 (1), 26 (2016).
- Canale, S., et al. Interleukin-27 inhibits pediatric B-acute lymphoblastic leukemia cell spreading in a preclinical model. Leukemia. 25, 1815 (2011).
- Loos, C., et al. Amino-functionalized nanoparticles as inhibitors of mTOR and inducers of cell cycle arrest in leukemia cells. Biomaterials. 35 (6), 1944-1953 (2014).
- Rovithi, M., et al. Development of bioluminescent chick chorioallantoic membrane (CAM) models for primary pancreatic cancer cells: a platform for drug testing. Scientific Reports. 7, 44686 (2017).
- Majerník, M., et al. Novel Insights into the Effect of Hyperforin and Photodynamic Therapy with Hypericin on Chosen Angiogenic Factors in Colorectal Micro-Tumors Created on Chorioallantoic Membrane. International Journal of Molecular Science. 20 (12), 3004 (2019).
- Swadi, R., et al. Optimising the chick chorioallantoic membrane xenograft model of neuroblastoma for drug delivery. BMC Cancer. 18 (1), 28 (2018).
- Klingenberg, M., Becker, J., Eberth, S., Kube, D., Wilting, J. The chick chorioallantoic membrane as an in vivo xenograft model for Burkitt lymphoma. BMC Cancer. 14 (1), 339 (2014).
- Avram, S., et al. Standardization of A375 human melanoma models on chicken embryo chorioallantoic membrane and Balb/c nude mice. Oncology Reports. 38 (1), 89-99 (2017).
- Zabielska-Koczywas, K., et al. 3D chick embryo chorioallantoic membrane model as an in vivo model to study morphological and histopathological features of feline fibrosarcomas. BMC Veterinary Research. 13 (1), 201 (2017).
- Skowron, M. A., et al. Applying the chicken embryo chorioallantoic membrane assay to study treatment approaches in urothelial carcinoma. Urologic Oncology: Seminars and Original Investigations. 35 (9), e511-e523 (2017).
- Jefferies, B., et al. Non-invasive imaging of engineered human tumors in the living chicken embryo. Scientific Reports. 7 (1), 4991 (2017).
- Taizi, M., Deutsch, V. R., Leitner, A., Ohana, A., Goldstein, R. S. A novel and rapid in vivo system for testing therapeutics on human leukemias. Experimental Hematology. 34 (12), 1698-1708 (2006).
- Strojnik, T., Kavalar, R., Barone, T. A., Plunkett, R. J. Experimental model and immunohistochemical comparison of U87 human glioblastoma cell xenografts on the chicken chorioallantoic membrane and in rat brains. Anticancer Research. 30 (12), 4851-4860 (2010).
- Ribatti, D. The chick embryo chorioallantoic membrane as a model for tumor biology. Experimental Cell Research. 328 (2), 314-324 (2014).
- Hu, J., et al. A Non-integrating Lentiviral Approach Overcomes Cas9-Induced Immune Rejection to Establish an Immunocompetent Metastatic Renal Cancer Model. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 9, 203-210 (2018).
