Summary

Humaniserede NOG-mus til intravaginal hiv-eksponering og behandling af hiv-infektion

Published: January 31, 2020
doi:

Summary

Vi har udviklet en protokol til generering og evaluering af en humaniseret og human immundefekt virus-inficeret NOG musemodel baseret på stamcelletransplantation, intravaginal human immundefekt virus eksponering, og dråbe digital PCR RNA Kvantificering.

Abstract

Humaniserede mus udgør en sofistikeret platform til at studere human immundefekt virus (HIV) virologi og til at teste antivirale lægemidler. Denne protokol beskriver etableringen af et menneskeligt immunsystem i voksne NOG-mus. Her forklarer vi alle de praktiske skridt fra isolering af navlestrengsblod afledt menneskelige CD34 + celler og deres efterfølgende intravenøse transplantation i mus, til manipulation af modellen gennem hiv-infektion, kombination antiretroviral behandling ( cART) og blodprøvetagning. Ca. 75.000 hCD34+ celler injiceres intravenøst i musene og niveauet af human kimærisme, også kendt som humanisering, i det perifere blod anslås langsgående i flere måneder ved flow cytometri. I alt 75.000 hCD34 + celler giver 20% -50% menneskelige CD45 + celler i perifere blod. Musene er modtagelige for intravaginal infektion med HIV og blod kan udtages en gang om ugen til analyse, og to gange om måneden i længere perioder. Denne protokol beskriver en analyse til kvantificering af plasmaviral belastning ved hjælp af dråbe digital PCR (ddPCR). Vi viser, hvordan musene effektivt kan behandles med en standard-of-care cART regime i kosten. Levering af cART i form af regelmæssig mus chow er en betydelig raffinement af den eksperimentelle model. Denne model kan bruges til præklinisk analyse af både systemiske og topiske præeksponeringprofylakseforbindelser samt til test af nye behandlinger og hiv-helbrede strategier.

Introduction

Human immundefekt virus (HIV) er en kronisk infektion med mere end 37 millioner smittede personer på verdensplan1. Kombination antiviral behandling (cART) er en livreddende behandling, men en kur er stadig berettiget. Der er således behov for dyremodeller, der afspejler det menneskelige immunsystem og dets reaktioner for at lette fortsat forskning i hiv. Flere typer humaniserede mus, der er i stand til at støtte celle- og vævsengraftment, er udviklet ved at transplantere humane celler til alvorligt immundefekte mus2. Sådanne humaniserede mus er modtagelige for hiv-infektion og udgør et vigtigt alternativ til ikke-menneskelige primat simian immundefekt virus modeller, da de er billigere og enklere at bruge end ikke-menneskelige primater. Humaniserede mus har faciliteret forskning i hiv-virusoverførsel, patogenese, forebyggelse og behandling3,4,5,6,7,8,9,10,11.

Vi præsenterer et fleksibelt humaniseret modelsystem til hiv-forskning udviklet ved at transplantere navlestrengsblod afledt menneskelige stamceller i mus af NOD. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Sug/ JicTac (NOG) baggrund. Ud over at være af ikke-føtal oprindelse, den praktiske bioengineering af disse mus er mindre teknisk krævende i forhold til de mikrokirurgiske procedurer, der er involveret i transplantation af blod-lever-thymus (BLT) konstruktion.

Vi viser, hvordan man etablerer hiv-infektion gennem intravaginal transmission, og hvordan man kan overvåge plasma viral belastning med en følsom dråbe digital PCR (ddPCR)-baserede setup. Efterfølgende beskriver vi etableringen af standard cART givet som en del af den daglige musekost. Formålet med disse kombinerede metoder er at reducere stress en dyr og lette storstilede forsøg, hvor den tid, der bruges på at håndtere hvert dyr, er begrænset12.

Hos mennesker forårsager en CCR5Δ32/wt eller CCR5Δ32/ Δ32 genotype nedsat modtagelighed for hiv-infektion med sender/stiftervirus13,og der skal træffes visse forholdsregler ved bioengineering humaniserede mus med stamceller med henblik på hiv-studier. Dette gælder især i vores region, fordi naturligt forekommende varianter i CCR5-genet, især Δ32-sletninger, er mere udbredte i skandinaviske og baltiske indfødte befolkninger sammenlignet med resten af verden14,15. Således omfatter vores protokol en nem, høj gennemløbsanalyse til screening af donorhæmatopoietiske stamceller til CCR5 varianter før transplantation.

For intravaginal eksponering valgte vi senderen / grundlægger R5 virus RHPA4259, isoleret fra en kvinde i en tidlig fase af infektion, der var smittet intravaginalt16. Vi udsatte musene for en viral dosis, der var tilstrækkelig til at give vellykket overførsel i de fleste mus, men under en 100% transmissionshastighed. Valg af en sådan dosis muliggør et tilstrækkeligt dynamisk interval i transmissionshastigheden, således at antivirale virkninger af en lægemiddelkandidat kan resultere i beskyttede dyr i hiv-forebyggelsesforsøg og nedsat virusbelastning til behandlingsundersøgelser.

Protocol

Alle navlestrengsblodprøver blev indhentet i nøje overensstemmelse med lokalt godkendte protokoller, herunder informeret samtykke fra forældrenes anonyme donation. Alle dyreforsøg blev godkendt og udført i nøje overensstemmelse med danske nationale bestemmelser i henhold til licensen 2017-15-0201-01312. FORSIGTIG: Håndter hiv-eksponerede mus og blod med ekstrem forsigtighed. Dekontaminer alle overflader og væsker, der har været i kontakt med hiv med et bekræftet hiv-desinfektionsmidd…

Representative Results

Gating-strategien for analyse af stamcellerenhed er afbildet i figur 1. Figur 1A-C viser den rensede CD34+ population og figur 1D-F den CD34-gennemstrømning, der bruges til at illustrere, at den minimale mængde af CD34+-populationen går tabt i isolationsprocessen. Renheden af isolerede CD34+ stamceller var mellem 85%-95% med mindre end 1% T-celleforurening. Figur 1<s…

Discussion

Den alvorligt immunkompromitterede musestamme NOD. Cg-Prkdcskafil2rgtm1Sug/JicTac (NOG) er særdeles velegnet til transplantation af humane celler og væv. Både medfødte og adaptive immunveje i disse mus er kompromitteret. NOG og NSG mus har en Prkdcskaftmutation, der resulterer i defekt T- og B-cellefunktion. Desuden mangler disse mus en funktionel interleukin-2 receptor γ-kæde (fælles gammakæde, IL2rg), som er uundværlig i de bindende komplekse…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil gerne takke Biomedicine Animal Facility personale på Aarhus Universitet, især Jani Kær for koloni vedligeholdelse indsats og for sporing mus vægte. Forfatterne vil gerne takke professor Florian Klein for at udvikle standard-of-care cART og for vejledning. Følgende reagens blev opnået gennem NIH AIDS Reagent Program, Division of AIDS, NIAID, NIH: pRHPA.c/2635 (kat # 11744) fra Dr. John Kappes og Dr. Christina Ochsenbauer.

Materials

Blue pad VWR 56616-031 Should be sterilized prior to use
Bovine serum albumin (BSA) Sigma A8022
CD19 (clone sj25c1) PE-Cy7 BD Bioscience 557835
CD3 (clone OKT3) FITC Biolegend 317306
CD3 (clone SK7) BUV395 BD Bioscience 564001
CD34 (clone AC136) FITC Miltenyi 130-113-740
CD4 (clone SK3) BUV 496 BD Bioscience 564652/51
CD45 (clone 2D1) APC Biolegend 368511/12
CD8 (clone RPA-T8) BV421 BD Bioscience 562428
ddPCR Supermix for probes (no dUTP) Bio-Rad 1863025
DMSO Merck 10,02,95,21,000
DNAse Sigma D4263 For suspension buffer
dNTP mix Life Technologies R0192
Dulbeccos phosphate-buffered saline (PBS) Biowest L0615-500
EasySep Human Cord Blood CD34 Positive Selection Kit II Stemcell 17896
EDTA Invitrogen 15575-038
FACS Lysing solution 10X BD 349202 Dilute 1:10 in dH20 immediately before use
FACS tubes (Falcon 5 mL round-botton) Falcon 352052
Fc Receptor blocking solution (Human Trustain FcX) Biolegend 422302
Fetal bovine serum Sigma F8192-500
Ficoll-Paque PLUS GE Healthcare 17144002
Flowjo v.10
Gauze Mesoft 157300 Should be sterilized prior to use
Heating lamp Custom made
Hemacytometer (Bürker-Türk) VWR DOWC1597418
Isoflurane gas Orion Pharma 9658
LSR Fortessa X20 flow cytometer BD
Microcentrifuge tubes, PCR-PT approved Sarstedt 72692405
Mouse cART food ssniff Spezialdiäten GmbH Custom made product
Mouse restrainer Custom made product
Needle, Microlance 3, 30G ½" BD 304000
NOG mice NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug/JicTac Taconic NOG-F
Nuclease-free water VWR chemicals 436912C
Nucleospin 96 Virus DNA and RNA isolation kit Macherey-Nagel 740691
PCR-approved microcentrifuge tubes Sarstedt 72.692.405
Penicillin-Streptomycin solution 100X Biowest L0022-100
Phusion Hot Start II DNA polymerase Life Technologies F549S
Pipette tips, sterile, ART 20P Barrier ThermoScientific 2149P
Proteinase K NEB 100005398
QuantaSoft software Bio-Rad
QX100 Droplet Generator Bio-Rad 1886-3008
QX100 Droplet Reader Bio-Rad 186-3003
RBC lysis solution Biolegend 420301
RNase-free DNAse size F + reaction buffer Macherey-Nagel 740963
RNAseOUT Recombinant Ribonuclease inhibitor ThermoScientific 10777-019
RPMI Biowest L0501-500 Dissolve in H20
Softject 1 mL syringe Henke Sass Wolf 5010-200V0
Superscript III Reverse Transcriptase ThermoFisher Scientific 18080044
Thermoshaker VWR 89370-910
Trypane blue Sigma T8154
Ultrapure 0.5 EDTA, pH 8.0 ThermoFisher Scientific 15575-020
Virkon S (virus disinfectant) Dupont 7511

Riferimenti

  1. Skelton, J. K., Ortega-Prieto, A. M., Dorner, M. A Hitchhiker’s guide to humanized mice: new pathways to studying viral infections. Immunology. 154 (1), 50-61 (2018).
  2. Denton, P. W., Krisko, J. F., Powell, D. A., Mathias, M., Kwak, Y. T. Systemic Administration of Antiretrovirals Prior to Exposure Prevents Rectal and Intravenous HIV-1 Transmission in Humanized BLT Mice. PLoS ONE. 5 (1), 8829 (2010).
  3. Zou, W., et al. Nef functions in BLT mice to enhance HIV-1 replication and deplete CD4 + CD8 + thymocytes. Retrovirology. 9 (1), 44 (2012).
  4. Berges, B. K., Akkina, S. R., Folkvord, J. M., Connick, E., Akkina, R. Mucosal transmission of R5 and X4 tropic HIV-1 via vaginal and rectal routes in humanized Rag2 -/- γc -/- (RAG-hu) mice. Virology. 373 (2), 342-351 (2008).
  5. Veselinovic, M., Charlins, P., Akkina, R. Modeling HIV-1 Mucosal Transmission and Prevention in Humanized Mice. Methods Mol Biol. , 203-220 (2016).
  6. Neff, C. P., Kurisu, T., Ndolo, T., Fox, K., Akkina, R. A topical microbicide gel formulation of CCR5 antagonist maraviroc prevents HIV-1 vaginal transmission in humanized RAG-hu mice. PLoS ONE. 6 (6), 20209 (2011).
  7. Neff, P. C., Ndolo, T., Tandon, A., Habu, Y., Akkina, R. Oral pre-exposure prophylaxis by anti-retrovirals raltegravir and maraviroc protects against HIV-1 vaginal transmission in a humanized mouse model. PLoS ONE. 5 (12), 15257 (2010).
  8. Veselinovic, M., et al. HIV pre-exposure prophylaxis: Mucosal tissue drug distribution of RT inhibitor Tenofovir and entry inhibitor Maraviroc in a humanized mouse model. Virology. 464-465, 253-263 (2014).
  9. Akkina, R., et al. Humanized Rag1-/-γc-/- mice support multilineage hematopoiesis and are susceptible to HIV-1 infection via systemic and vaginal routes. PLoS ONE. 6 (6), 20169 (2011).
  10. Zhou, J., et al. Systemic administration of combinatorial dsiRNAs via nanoparticles efficiently suppresses HIV-1 infection in humanized mice. Molecular Therapy. 19 (12), 2228-2238 (2011).
  11. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (6), 42-51 (2004).
  12. Trecarichi, E. M., et al. Partial protective effect of CCR5-Delta 32 heterozygosity in a cohort of heterosexual Italian HIV-1 exposed uninfected individuals. AIDS Research and Therapy. 3 (1), (2006).
  13. Novembre, J., Galvani, A. P., Slatkin, M. The geographic spread of the CCR5 Δ32 HIV-resistance allele. PLoS Biology. 3 (11), 1954-1962 (2005).
  14. Solloch, U. V., et al. Frequencies of gene variant CCR5-Δ32 in 87 countries based on next-generation sequencing of 1.3 million individuals sampled from 3 national DKMS donor centers. Human Immunology. 78 (11-12), 710-717 (2017).
  15. Ochsenbauer, C., et al. Generation of Transmitted/Founder HIV-1 Infectious Molecular Clones and Characterization of Their Replication Capacity in CD4 T Lymphocytes and Monocyte-Derived Macrophages. Journal of Virology. 86 (5), 2715-2728 (2012).
  16. Andersen, A. H. F., et al. Long-Acting, Potent Delivery of Combination Antiretroviral Therapy. ACS Macro Letters. 7 (5), 587-591 (2018).
  17. Caro, A. C., Hankenson, F. C., Marx, J. O. Comparison of thermoregulatory devices used during anesthesia of C57BL/6 mice and correlations between body temperature and physiologic parameters. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science JAALAS. 52 (5), 577-583 (2013).
  18. Gatlin, J., Padgett, A., Melkus, M. W., Kelly, P. F., Garcia, J. V. Long-term engraftment of nonobese diabetic/severe combined immunodeficient mice with human CD34+ cells transduced by a self-inactivating human immunodeficiency virus type 1 vector. Human Gene Therapy. 12 (9), 1079-1089 (2001).
  19. Leth, S., et al. HIV-1 transcriptional activity during frequent longitudinal sampling in aviremic patients on antiretroviral therapy. AIDS. 30 (5), 713-721 (2016).
  20. Halper-Stromberg, A., et al. Broadly neutralizing antibodies and viral inducers decrease rebound from HIV-1 latent reservoirs in humanized mice. Cell. 158 (5), 989-999 (2014).
  21. Rothenberger, M. K., et al. Large number of rebounding/founder HIV variants emerge from multifocal infection in lymphatic tissues after treatment interruption. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (10), 1126-1134 (2015).
  22. Rongvaux, A., et al. Human Hemato-Lymphoid System Mice: Current Use and Future Potential for Medicine. Annual Review of Immunology. 31 (1), 635-674 (2013).
  23. Walsh, N. C., et al. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annual Review of Pathology: Mechanisms of Disease. 12 (1), 187-215 (2017).
  24. Denton, P. W., García, J. V. Humanized mouse models of HIV infection. AIDS Reviews. 13 (3), 135-148 (2011).
  25. Denton, P. W., Søgaard, O. S., Tolstrup, M. Using animal models to overcome temporal, spatial and combinatorial challenges in HIV persistence research. Journal of Translational Medicine. 14 (1), (2016).
  26. Andersen, A. H. F., et al. cAIMP administration in humanized mice induces a chimerization-level-dependent STING response. Immunology. 157 (2), 163-172 (2019).
  27. Tanaka, S., et al. Development of Mature and Functional Human Myeloid Subsets in Hematopoietic Stem Cell-Engrafted NOD/SCID/IL2r KO Mice. The Journal of Immunology. 188 (12), 6145-6155 (2012).
  28. Quan, P. L., Sauzade, M., Brouzes, E. DPCR: A technology review. Sensors (Switzerland). 18 (4), (2018).
  29. Denton, P. W., et al. Generation of HIV Latency in Humanized BLT Mice. Journal of Virology. 86 (1), 630-634 (2012).
  30. Li, Y., et al. A human immune system mouse model with robust lymph node development. Nature Methods. 15 (8), 623-630 (2018).
  31. Satheesan, S., et al. HIV Replication and Latency in a Humanized NSG Mouse Model during Suppressive Oral Combinational Antiretroviral Therapy. Journal of Virology. 92 (7), 02118 (2018).
  32. Bachmanov, A. A., Reed, D. R., Beauchamp, G. K., Tordoff, M. G. Food intake, water intake, and drinking spout side preference of 28 mouse strains. Behavior Genetics. 32 (6), 435-443 (2002).
  33. Shultz, L. D., et al. Generation of functional human T-cell subsets with HLA-restricted immune responses in HLA class I expressing NOD/SCID/IL2r null humanized mice. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (29), 13022-13027 (2010).
  34. Willinger, T., et al. Human IL-3/GM-CSF knock-in mice support human alveolar macrophage development and human immune responses in the lung. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (6), 2390-2395 (2011).
  35. Hanazawa, A., et al. Generation of human immunosuppressive myeloid cell populations in human interleukin-6 transgenic NOG mice. Frontiers in Immunology. 9, (2018).
  36. Huntington, N. D., et al. IL-15 trans-presentation promotes human NK cell development and differentiation in vivo. The Journal of Experimental Medicine. 206 (1), 25-34 (2009).
  37. Rongvaux, A., et al. Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model. Nature Biotechnology. 32 (4), 364-372 (2014).
check_url/it/60723?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Andersen, A. H. F., Nielsen, S. S. F., Olesen, R., Mack, K., Dagnæs-Hansen, F., Uldbjerg, N., Østergaard, L., Søgaard, O. S., Denton, P. W., Tolstrup, M. Humanized NOG Mice for Intravaginal HIV Exposure and Treatment of HIV Infection. J. Vis. Exp. (155), e60723, doi:10.3791/60723 (2020).

View Video