Un modèle immunologique pour la transplantation héterotopique de cellules cardiaques et cardiaques chez les rats
Summary
Nous décrivons un modèle de transplantation abdominale hétérotopique de coeur chez les rats, impliquant des modifications des stratégies actuelles, qui mènent à une approche chirurgicale simplifiée. En outre, nous décrivons un modèle de rejet nouveau par l’injection dans l’oreille des cellules cardiaques vitales de muscle, permettant d’autres analyses immunologiques de greffe chez des rats.
Abstract
La transplantation héterotopique de coeur chez les rats a été un modèle couramment employé pour diverses études immunologiques pendant plus de 50 années. Plusieurs modifications ont été signalées depuis la première description en 1964. Après 30 ans d’exécution de la transplantation hétérotopique de coeur chez les rats, nous avons développé une approche chirurgicale simplifiée, qui peut être facilement enseignée et exécutée sans formation chirurgicale ou fond ultérieur.
Après dissection de l’aorte ascendante et de l’artère pulmonaire et de la ligature des veines cavales et pulmonaires supérieures et inférieures, le cœur du donneur est récolté et perfusé par la suite avec la solution saline glacée complétée par de l’héparine. Après avoir serré et incisiné les vaisseaux abdominaux receveurs, l’aorte ascendante et l’artère pulmonaire du donneur sont anastomosed à l’aorte abdominale destinataire et le cava inférieur de vena, respectivement, utilisant des sutures continues de fonctionnement.
Selon différentes combinaisons donneur-bénéficiaires, ce modèle permet d’analyser le rejet aigu ou chronique des allografts. La signification immunologique de ce modèle est encore renforcée par une nouvelle approche de l’injection intra-auriculaire des cellules cardiaques vitales de muscle et l’analyse ultérieure du tissu lymphatique cervical drainant.
Introduction
La transplantation cardiaque hétérotopique est un modèle expérimental fréquemment utilisé pour différentes investigations concernant la tolérance de transplantation, le rejet aigu et chronique d’allogreffe, les dommages d’ischémie-réperfusion, la perfusion de machine ou le remodelage cardiaque. Entre autres avantages, la fonction de greffe peut être surveillée non invasivement par palpation et l’échec de greffe ne conduit pas à une déficience vitale du receveur en contraste avec d’autres organes, tels que les reins ou les foies.
En 1964, Abbott et coll. ont d’abord décrit la transplantation héterotopique abdominale de coeur chez les rats1. Plus tard, en 1966, la technique de bout en bout pour les anastomoses a été décrite par Tomita et coll.2. Le travail de base pour le modèle actuellement utilisé a été rapporté par Ono et Lindsey en 19693. Au cours des dernières décennies, plusieurs modifications ont été publiées pour créer différents types de greffes de cœur ventriculaire gauches déchargées, partiellement chargées ou chargées, y compris la transplantation cardiaque-poumon hétérotopiquecombinée 4,5,,6. Pour les analyses immunologiques, une transplantation de greffe de coeur chargée non-volume est le plus couramment effectuée. Dans ce cas, le flux sanguin pénètre rétrogradement dans l’aorte ascendante de donneur et par la suite les artères coronaires. Le drainage veineux se produit le long du sinus coronaire dans l’oreillette et le ventricule droit(figure 1A-B). Par conséquent, le ventricule gauche est exclu du flux sanguin, en dehors des quantités marginales de sang des veines de Thèbes. Cela en fait également un modèle utile pour étudier les mécanismes pathophysiologiques pendant la thérapie gauche ventriculaire dispositif d’assistance7.
La transplantation cardiaque hétérotopique a été effectuée chez diverses espèces, y compris les souris, lapins, porcs et a même été utilisé comme un dispositif d’assistance uni- ou biventriculaire chez l’homme8,9,10,11. Le rat représente toujours un animal expérimental populaire pour les modèles de transplantation, d’autant plus que les temps de survie de greffe pour différentes combinaisons de souches de rat ont été bien définis dans le passé et un grand nombre de réactifs immunologiques sont accessibles12,13. Contrairement aux souris, les rats sont plus grands faisant la chirurgie et l’accès au tissu lymphatique pour des analyses immunologiques plusfaisables 12. En outre, l’introduction de technologies commerciales de clonage chez les rats ces dernières années conduira très probablement à un intérêt récurrent pour les modèles de rat expérimental14.
En général, les greffes cardiaques hétérotopiques peuvent être fixées aux vaisseaux receveurs en effectuant une anastomose cervicale ou abdominale. Cependant, quelques études suggèrent qu’une anastomose fémorale facilite une meilleure surveillance en raison d’un meilleur accès pour la palpation manuelle ou l’échocardiographie transfemorale et permet ainsi une détection plus précise de l’échec de greffe15,16.
Il a été démontré qu’il n’y a aucune différence en ce qui concerne le temps d’opération, le taux de complication, les résultats et le temps de survie de greffe entre les deux techniques d’anastomose17. De toute évidence, la disponibilité d’un nombre suffisant de ganglions lymphatiques drainants doit être mentionnée comme un avantage de l’anastomose cervicale; cependant, des périodes d’entraînement plus longues sont nécessaires. En revanche, l’anastomose abdominale est moins compliquée et également valable pour les investigations immunologiques, particulièrement lorsqu’elle est combinée avec des résultats d’une nouvelle méthode d’injection dans l’oreille des cellules cardiaques allogenic et lymphadenectomy cervical suivant. Une combinaison des deux modèles offre un large éventail d’analyses immunologiques post-interventionnelles.
Le protocole suivant se réfère à l’opération en paires de chirurgiens afin de réduire le temps d’ischémie. Cependant, toutes les expériences peuvent être effectuées par une seule personne. La configuration d’instruments et de matériaux pour l’explantation et l’implantation cardiaque est affichée dans la figure 2A-B.
Protocol
Representative Results
Discussion
La méthode précédemment décrite de la transplantation cardiaque hétérotopique chez les rats est principalement basée sur la description d’Ono et Lindsey en 19693. Depuis lors, plusieurs modifications ont été introduites chez diverses espèces, ce qui a conduit à une grande diversité de ce modèle. Combinant plusieurs de ces modifications et introduisant notre propre expérience résultant de plus de 30 ans d’exécution des transplantations cardiaques hétérotopiques en laboratoire,…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous tenons à remercier Britta Trautewig, Corinna Lebbert et Ingrid Meder pour leur engagement.
Materials
| Anesthesia device (including isoflurane vaporizer) | Summit Anesthesia Solutions | No Catalog Number available | |
| Cannula (27 G) | BD Microlance | 302200 | |
| Carprofen | Pfizer | Rimadyl 50 mg/mL | |
| Cellstar Tubes (15 mL) | GreinerBioOne | 188271 | |
| Cell strainer (40 µm) | BD Falcon | 2271680 | |
| Collagenase Type CLSII | Biochrome | C2-22 | |
| Compresses 5×5 cm | Fuhrmann | 31501 | |
| Compresses 7.5×7.5 cm | Fuhrmann | 31505 | |
| Cotton swabs | Heinz Herenz Medizinalbedarf | 1032128 | |
| Dexpathenol (5 %) | Bayer | "Bepanthen" | |
| DPBS BioWhittaker | Lonza | 17-512F | |
| Forceps | B. Braun | Aesculap BD557R | |
| Forceps | B. Braun | Aesculap BD313R | |
| Forceps | B. Braun | Aesculap BD35 | |
| Heating mat | Gaymar Industries | "T/Pump" | |
| Hemostatic gauze | Ethicon | Tabotamp | |
| Heparin-Natrium 25 000 I.E. | Ratiopharm | No Catalog Number available | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-pored sieve (stainless steel) | Forschungswerkstätten Hannover Medical School | No Catalog Number available | |
| Lidocaine | Astra Zeneca | 2 % Xylocain | |
| Metamizol-Natrium | Ratiopharma | Novaminsulfon 500 mg/mL | |
| Micro forceps | B. Braun | Aesculap BD3361 | |
| Micro needle holder | Codman, Johnson & Johnson Medical | Codmann 80-2003 | |
| Micro needle holder | B. Braun | Aesculap BD336R | |
| Micro needle holder | B. Braun | Aesculap FD241R | |
| Micro scissors | B. Braun | Aesculap FD101R | |
| Micro scissors | B. Braun | Aesculap FM471R | |
| Needle holder | B. Braun | Aesculap BM221R | |
| Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x) | PAA | P11-010 | |
| Peripheral venous catheter (18 G) | B. Braun | 4268334B | |
| Peripheral venous catheter (22 G) | B. Braun | 4268091B | |
| Probe pointed scissors | B. Braun | Aesculap BC030R | |
| Retractors | Forschungswerkstätten Hannover Medical School | No Catalog Number available | |
| RPMI culture medium | Lonza | BE12-702F | |
| Saline solution (NaCl 0.9 %) | Baxter | No Catalog Number available | |
| Scissors | B. Braun | Aesculap BC414 | |
| Surgical microscope | Carl-Zeiss | OPMI-MDM | |
| Sutures (anastomoses) | Catgut | Mariderm 8-0 monofil | |
| Sutures (ligature) | Resorba | Silk 5-0 polyfil | |
| Sutures (skin, fascia) | Ethicon | Mersilene 3-0 | |
| Syringe (1 mL) | B. Braun | 9166017V | |
| Syringe (10 mL) | B. Braun | 4606108V | |
| Syringe (20 mL) | B. Braun | 4606205V | |
| Vascular clamp | B. Braun | Aesculap FB708R |
Riferimenti
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