Un modelo inmunológico para el trasplante heterotópico de células musculares cardíacas y cardíacas en ratas
Summary
Describimos un modelo de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas, lo que implica modificaciones de las estrategias actuales, que conducen a un enfoque quirúrgico simplificado. Además, describimos un nuevo modelo de rechazo mediante inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales, permitiendo análisis inmunológicos de trasplante adicionales en ratas.
Abstract
El trasplante de corazón heterotópico en ratas ha sido un modelo comúnmente utilizado para diversos estudios inmunológicos durante más de 50 años. Se han notificado varias modificaciones desde la primera descripción en 1964. Después de 30 años de realizar un trasplante de corazón heterotópico en ratas, hemos desarrollado un enfoque quirúrgico simplificado, que se puede enseñar y realizar fácilmente sin más entrenamiento quirúrgico o antecedentes.
Después de la disección de la aorta ascendente y la arteria pulmonar y la ligadura de venas carales y pulmonares superiores e inferiores, el corazón del donante se cosecha y posteriormente se recoge con solución salina helada suplementada con heparina. Después de sujetar e incentivar los vasos abdominales receptores, la aorta ascendente del donante y la arteria pulmonar se anastomosed a la aorta abdominal receptora y vena cava inferior, respectivamente, utilizando suturas de funcionamiento continuo.
Dependiendo de las diferentes combinaciones donante-receptor, este modelo permite analizar el rechazo agudo o crónico de aloinjertos. La importancia inmunológica de este modelo se ve reforzada por un enfoque novedoso de la inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales y el análisis posterior del drenaje del tejido linfático cervical.
Introduction
El trasplante de corazón heterotópico es un modelo experimental frecuentemente utilizado para diferentes investigaciones sobre tolerancia al trasplante, rechazo agudo y crónico de aloinjertos, lesión isquérica-reperfusión, perfusión de máquinas o remodelación cardíaca. Entre otras ventajas, la función del injerto puede ser monitoreada no invasivamente por palpación y la falla del injerto no conduce a un deterioro vital del receptor en contraste con otros órganos, como riñones o hígados.
En 1964, Abbott et al. describieron inicialmente el trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas1. Más tarde, en 1966, la técnica de extremo a lado para las anastomosis fue descrita por Tomita et al.2. Las bases para el modelo utilizado actualmente fueron reportadas por Ono y Lindsey en 19693. Durante las últimas décadas, se han publicado varias modificaciones para crear diferentes tipos de injertos cardíacos ventriculares izquierdos descargados, parcialmente cargados o cargados, incluyendo el trasplante heterotópico combinado de corazón-pulmón4,5,6. Para los análisis inmunológicos se realiza con mayor frecuencia un trasplante de injerto cardíaco cargado sin volumen. En este caso, el flujo sanguíneo entra retrógradamente en la aorta ascendente del donante y posteriormente en las arterias coronarias. El drenaje venoso ocurre a lo largo del seno coronario en la aurícula derecha y el ventrículo(Figura 1A-B). Por lo tanto, el ventrículo izquierdo está excluido del flujo sanguíneo, aparte de las cantidades marginales de sangre de las venas de Tebesía. Esto también lo convierte en un modelo útil para estudiar los mecanismos fisiopatológicos durante la terapia del dispositivo de asistencia ventricular izquierda7.
El trasplante de corazón heterotópico se ha realizado en diversas especies, incluyendo ratones, conejos, cerdos e incluso se ha utilizado como dispositivo de asistencia uni- o biventricular en humanos8,9,10,11. La rata todavía representa un animal experimental popular para los modelos de trasplante, especialmente porque los tiempos de supervivencia del injerto para diferentes combinaciones de cepas de rata han sido bien definidos en el pasado y un gran número de reactivos inmunológicos son accesibles12,13. A diferencia de los ratones, las ratas son más grandes, lo que hace que la cirugía y el acceso al tejido linfático para análisis inmunológicos sean más factibles12. Además, la introducción de tecnologías de clonación comercial en ratas en los últimos años probablemente conducirá a un interés recurrente en los modelos experimentales de ratas14.
En general, los injertos cardíacos heterotópicos se pueden unir a los vasos receptores ya sea mediante la realización de anastomosis cervical o abdominal. Sin embargo, algunos estudios sugieren que una anastomosis femoral facilita una mejor monitorización debido a un mejor acceso a la palpación manual o ecocardiografía transfemoral y, por lo tanto, permite una detección más precisa de la falla del injerto15,,16.
Se ha demostrado que no hay diferencia con respecto al tiempo de operación, la tasa de complicaciones, el resultado y el tiempo de supervivencia del injerto entre ambas técnicas de anastomosis17. Evidentemente, debe mencionarse la disponibilidad de un número suficiente de ganglios linfáticos drenantes como un beneficio de la anastomosis cervical; sin embargo, se requieren períodos de entrenamiento más largos. Por el contrario, la anastomosis abdominal es menos complicada e igualmente valiosa para las investigaciones inmunológicas, especialmente cuando se combina con los resultados de un método novedoso de inyección en la oreja de células musculares cardíacas alogénicas y posterior linfadenectomía cervical. Una combinación de ambos modelos ofrece un amplio espectro de análisis inmunológicos postintervencionales.
El siguiente protocolo se refiere a operar en pares de cirujanos con el fin de reducir el tiempo de isquemia. Sin embargo, todos los experimentos pueden ser realizados por una sola persona. La configuración de instrumentos y materiales para la explantación e implantación de los corazones se muestra en la Figura 2A-B.
Protocol
Representative Results
Discussion
El método descrito anteriormente de trasplante cardíaco heterotópico en ratas se basa principalmente en la descripción de Ono y Lindsey en 19693. Desde entonces, se han introducido varias modificaciones en varias especies que conducen a una amplia diversidad de este modelo. Combinando varias de estas modificaciones e introduciendo nuestra propia experiencia resultante de más de 30 años de realización de trasplantes de corazón heterotópicos en el laboratorio, creamos un enfoque quirúrgico…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Queremos agradecer a Britta Trautewig, Corinna L’bbert e Ingrid Meder por su compromiso.
Materials
| Anesthesia device (including isoflurane vaporizer) | Summit Anesthesia Solutions | No Catalog Number available | |
| Cannula (27 G) | BD Microlance | 302200 | |
| Carprofen | Pfizer | Rimadyl 50 mg/mL | |
| Cellstar Tubes (15 mL) | GreinerBioOne | 188271 | |
| Cell strainer (40 µm) | BD Falcon | 2271680 | |
| Collagenase Type CLSII | Biochrome | C2-22 | |
| Compresses 5×5 cm | Fuhrmann | 31501 | |
| Compresses 7.5×7.5 cm | Fuhrmann | 31505 | |
| Cotton swabs | Heinz Herenz Medizinalbedarf | 1032128 | |
| Dexpathenol (5 %) | Bayer | "Bepanthen" | |
| DPBS BioWhittaker | Lonza | 17-512F | |
| Forceps | B. Braun | Aesculap BD557R | |
| Forceps | B. Braun | Aesculap BD313R | |
| Forceps | B. Braun | Aesculap BD35 | |
| Heating mat | Gaymar Industries | "T/Pump" | |
| Hemostatic gauze | Ethicon | Tabotamp | |
| Heparin-Natrium 25 000 I.E. | Ratiopharm | No Catalog Number available | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-pored sieve (stainless steel) | Forschungswerkstätten Hannover Medical School | No Catalog Number available | |
| Lidocaine | Astra Zeneca | 2 % Xylocain | |
| Metamizol-Natrium | Ratiopharma | Novaminsulfon 500 mg/mL | |
| Micro forceps | B. Braun | Aesculap BD3361 | |
| Micro needle holder | Codman, Johnson & Johnson Medical | Codmann 80-2003 | |
| Micro needle holder | B. Braun | Aesculap BD336R | |
| Micro needle holder | B. Braun | Aesculap FD241R | |
| Micro scissors | B. Braun | Aesculap FD101R | |
| Micro scissors | B. Braun | Aesculap FM471R | |
| Needle holder | B. Braun | Aesculap BM221R | |
| Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x) | PAA | P11-010 | |
| Peripheral venous catheter (18 G) | B. Braun | 4268334B | |
| Peripheral venous catheter (22 G) | B. Braun | 4268091B | |
| Probe pointed scissors | B. Braun | Aesculap BC030R | |
| Retractors | Forschungswerkstätten Hannover Medical School | No Catalog Number available | |
| RPMI culture medium | Lonza | BE12-702F | |
| Saline solution (NaCl 0.9 %) | Baxter | No Catalog Number available | |
| Scissors | B. Braun | Aesculap BC414 | |
| Surgical microscope | Carl-Zeiss | OPMI-MDM | |
| Sutures (anastomoses) | Catgut | Mariderm 8-0 monofil | |
| Sutures (ligature) | Resorba | Silk 5-0 polyfil | |
| Sutures (skin, fascia) | Ethicon | Mersilene 3-0 | |
| Syringe (1 mL) | B. Braun | 9166017V | |
| Syringe (10 mL) | B. Braun | 4606108V | |
| Syringe (20 mL) | B. Braun | 4606205V | |
| Vascular clamp | B. Braun | Aesculap FB708R |
Riferimenti
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