Summary

Standardiseret histomorforisk evaluering af slidgigt i en kirurgisk musemodel

Published: May 06, 2020
doi:

Summary

Den nuværende protokol indfører en streng og reproducerbar metode til kvantificering af morfologiske fælles ændringer, der ledsager slidgigt. Anvendelse af denne protokol kan være værdifuld i overvågning af sygdomsprogression og evaluering terapeutiske indgreb i slidgigt.

Abstract

En af de mest udbredte ledsygdomme i USA, slidgigt (OA) er karakteriseret ved progressiv degeneration af ledbrusk, primært i hofte-og knæled, hvilket resulterer i betydelige konsekvenser for patientens mobilitet og livskvalitet. Til dato er der ingen eksisterende helbredende behandlinger for OA i stand til at bremse eller hæmme brusk degeneration. I øjeblikket er der en omfattende mængde af igangværende forskning for at forstå OA patologi og opdage nye terapeutiske tilgange eller agenter, der effektivt kan bremse, stoppe, eller endda vende OA. Det er således afgørende at have en kvantitativ og reproducerbar tilgang til præcist at evaluere OA-relaterede patologiske ændringer i den fælles brusk, synovium og subchondral knogle. I øjeblikket, OA sværhedsgrad og progression er primært vurderes ved hjælp af Slidgigt Research Society International (OARSI) eller Mankin scoring systemer. På trods af betydningen af disse scoringssystemer er de semikvantitative og kan påvirkes af brugerens subjektivitet. Endnu vigtigere, de undlader at præcist at vurdere subtile, men vigtigt, ændringer i brusk i de tidlige sygdomstilstande eller tidlige behandlingsfaser. Den protokol, vi beskriver her, bruger et edb-og semiautomatiseret histomorfometrisk softwaresystem til at etablere en standardiseret, stringent og reproducerbar kvantitativ metode til evaluering af fælles ændringer i OA. Denne protokol udgør et stærkt supplement til de eksisterende systemer og giver mulighed for mere effektiv påvisning af patologiske ændringer i leddet.

Introduction

En af de mest udbredte ledsygdomme i USA, OA er karakteriseret ved progressiv degeneration af ledbrusk, primært i hofte-og knæled, hvilket resulterer i betydelige konsekvenser for patientens mobilitet og livskvalitet1,2,3. Ledbrusk er den specialiserede bindevæv af diarthrodialsamlinger designet til at minimere friktion, lette bevægelse, og udholde fælles kompression4. Ledbrusk består af to primære komponenter: chondrocytter og ekstracellulær matrix. Chondrocytter er specialiserede, metabolisk aktive celler, der spiller en primær rolle i udviklingen, vedligeholdelsen og reparationen af den ekstracellulære matrix4. Chondrocyt hypertrofi (CH) er en af de vigtigste patologiske tegn på OA udvikling. Det er kendetegnet ved øget cellulær størrelse, nedsat proteoglycan produktion, og øget produktion af brusk matrix-nedbrydende enzymer, der i sidste ende fører til brusk degeneration5,6,7. Yderligere, patologiske ændringer i subchondral knogle og synovium af den fælles spiller en vigtig rolle i OA udvikling og progression8,9,10,11,12. Til dato er der ingen eksisterende helbredende behandlinger, der hæmmer bruskdedegeneration1,2,3,13,14. Således er der omfattende igangværende forskning, der har til formål at forstå OA patologi og opdage nye terapeutiske tilgange, der er i stand til at bremse eller endda stoppe OA. Derfor er der et stigende behov for en kvantitativ og reproducerbar tilgang, der muliggør nøjagtig evaluering af OA-relaterede patologiske ændringer i brusk, synovium og subchondral knogle i leddet.

I øjeblikket vurderes OA-sværhedsgrad og progression primært ved hjælp af OARSI- eller Mankin-scoringssystemerne15. Men disse scoringssystemer er kun semikvantitative og kan påvirkes af brugerens subjektivitet. Endnu vigtigere, de undlader præcist at vurdere subtile ændringer, der opstår i leddet under sygdom eller som reaktion på genetisk manipulation eller en terapeutisk intervention. Der er sporadiske rapporter i litteraturen, der beskriver histomorforometriske analyser af brusk, synovium eller subchondral knogle16,17,18,19,20,21. Der mangler imidlertid stadig en detaljeret protokol for streng og reproducerbar histomorfometrisk analyse af alle disse fælles komponenter, hvilket skaber et udækket behov på området.

For at studere patologiske ændringer i OA ved hjælp af histomorfometrisk analyse, brugte vi en kirurgisk OA mus model til at fremkalde OA via destabilisering af den mediale menisk (DMM). Blandt de etablerede modeller af murine OA, DMM blev udvalgt til vores undersøgelse, fordi det indebærer en mindre traumatisk mekanisme af skade22,23,24,25,26. I forhold til menisk-ligamentous skade (MLI) eller forreste korsbånd skade (ACLI) operationer, DMM fremmer en mere gradvis progression af OA, svarende til OA udvikling hos mennesker22,24,25,26. Mus blev aflivet tolv uger efter DMM kirurgi til at evaluere ændringer i ledbrusk, subchondral knogle, og synovium.

Målet med denne protokol er at etablere en standardiseret, stringent og kvantitativ tilgang til evaluering af fælles ændringer, der ledsager OA.

Protocol

Tolv uger gamle mandlige C57BL/6 mus blev købt fra Jax Labs. Alle mus var anbragt i grupper på 3-5 mus pr. mikroisolatorbur i et rum med en 12 timers lys/mørk tidsplan. Alle dyreforsøg blev udført i henhold til National Institute of Health (NIH) Guide for pleje og brug af laboratoriedyr og godkendt af Animal Care and Use Committee of Pennsylvania State University. 1. Post-traumatisk slidgigt (PTOA) kirurgisk model Bedøve mus ved hjælp af et ketamin (100 mg/kg)/xylazin…

Representative Results

DMM-induceret OA resulterer i artikulær bruskdegeneration og chondrocyt tabDMM-induceret OA resulterede i en øget OARSI score sammenlignet med fingerede mus, tydeligt karakteriseret ved overfladeerosion og brusk tab (Figur 1A,D). Histomorftriprotokollen, der er beskrevet her, afslørede flere OA-relaterede ændringer, herunder et fald i det samlede bruskområde og i det ukalkede bruskområde (figur 1A,B,<s…

Discussion

Nylige osteoarthritis forskning har forbedret vores forståelse af krydstale mellem de forskellige væv i den fælles og den rolle hvert væv spiller i sygdomsstart eller progression8,9,10,35,36. Det er derfor blevet klart, at vurderingen af OA ikke bør begrænses til analyse af brusen, men også bør omfatte en analyse af subchondralknoglen og synovium. På …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi vil gerne anerkende bistand fra Department of Comparative Medicine personale og molekylær og histopatologi kerne på Penn State Milton S. Hershey Medical Center. Finansieringskilder: NIH NIAMS 1RO1AR071968-01A1 (F.K.), ANRF Arthritis Research Grant (F.K.).

Materials

10% Buffered Formalin Phosphate Fisher Chemical SF100-20 For sample fixation following harvest
Acetic Acid, Glacial (Certified A.C.S.) Fisher Chemical A38S-212 For Decalcification Buffer preparation and acetic acid solution preparation for staining
Cintiq 27QHD Creative Pen Display Wacom https://www.wacom.com/en-es/products/pen-displays/cintiq-27-qhd-touch For histomorphometric analysis and imaging
Cintiq Ergo stand Wacom https://www.wacom.com/en-es/products/pen-displays/cintiq-27-qhd-touch For histomorphometric analysis and imaging
Ethylenediaminetetraacetic acid, tetrasodium salt dihydrate, 99% Acros Organics AC446080010 For Decalcification Buffer preparation
Fast Green stain SIGMA Life Sciences F7258 For sample staining
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides Fisher 12-550-15 For sample section collection
HistoPrep Xylene Fisherbrand HC-700-1GAL For sample deparrafinization and staining
Histosette II Tissue Cassettes – Combination Lid and Base Fisher 15-182-701A For sample processing and embedding
HP Z440 Workstation HP Product number: Y5C77US#ABA For histomorphometric analysis and imaging
Manual Rotary Microtome Leica RM 2235 For sample sectioning
Marking pens Leica 3801880 For sample labeling, cassettes and slides
OLYMPUS BX53 Microscope OLYMPUS https://www.olympus-lifescience.com/en/microscopes/upright/bx53f2/ For histomorphometric analysis and imaging
OLYMPUS DP 73 Microscope Camera OLYMPUS https://www.olympus-lifescience.com/en/camera/color/dp73/ For histomorphometric analysis and imaging (discontinued)
ORION STAR A211 pH meter Thermo Scientific STARA2110 For Decalcification Buffer preparation
OsteoMeasure Software OsteoMetrics https://www.osteometrics.com/index.htm For histomorphometric measurement and analysis
Perfusion Two Automated Pressure Perfusion system Leica Model # 39471005 For mouse knee harvest
PRISM 7 Software GraphPad Institutional Access Account Statistical Analysis
Safranin-O stain SIGMA Life Sciences S8884 For sample staining
ThinkBoneStage – Rotating Microscope Stage Think Bone Consulting Inc. – OsteoMetrics (supplier) http://thinkboneconsulting.com/index_files/Slideholder.php For histomorphometric analysis and imaging
Wacom Pro Pen Stylus Wacom https://www.wacom.com/en-es/products/pen-displays/cintiq-27-qhd-touch For histomorphometric analysis and imaging
Weigerts Iron Hematoxylin A Fisher 5029713 For hematoxylin staining
Weigerts Iron Hematoxylin B Fisher 5029714 For hematoxylin staining

Riferimenti

  1. Ma, V. Y., Chan, L., Carruthers, K. J. Incidence, prevalence, costs, and impact on disability of common conditions requiring rehabilitation in the United States: stroke, spinal cord injury, traumatic brain injury, multiple sclerosis, osteoarthritis, rheumatoid arthritis, limb loss, and back pain. Archives of Physical Medicine and Rehabililation. 95 (5), 986-995 (2014).
  2. Hopman, W., et al. Associations between chronic disease, age and physical and mental health status. Journal of Chronic Diseases in Canada. 29 (3), 108-116 (2009).
  3. Lorenz, J., Grässel, S., Singh, S., Coppola, V. Experimental osteoarthritis models in mice. Mouse Genetics. Methods in Molecular Biology. 1194, 401-419 (2004).
  4. Sophia Fox, A. J., Bedi, A., Rodeo, S. A. The basic science of articular cartilage: structure, composition, and function. Journal of Sports Health. 1 (6), 461-468 (2009).
  5. Van der Kraan, P., Van den Berg, W. Chondrocyte hypertrophy and osteoarthritis: role in initiation and progression of cartilage degeneration. Osteoarthritis and Cartilage. 20 (3), 223-232 (2012).
  6. Hodsman, A. B., et al. Parathyroid hormone and teriparatide for the treatment of osteoporosis: a review of the evidence and suggested guidelines for its use. Endocrine Reviews. 26 (5), 688-703 (2005).
  7. Pitsillides, A. A., Beier, F. Cartilage biology in osteoarthritis-lessons from developmental biology. Nature Reviews Rheumatology. 7 (11), 654 (2011).
  8. Yuan, X., et al. Bone-cartilage interface crosstalk in osteoarthritis: potential pathways and future therapeutic strategies. Osteoarthritis and Cartilage. 22 (8), 1077-1089 (2014).
  9. Goldring, S. R., Goldring, M. B. Changes in the osteochondral unit during osteoarthritis: structure, function and cartilage-bone crosstalk. Nature Reviews Rheumatology. 12 (11), 632 (2016).
  10. Martel-Pelletier, J., et al. Osteoarthritis. Nature Reviews Disease Primers. 2 (1), 16072 (2016).
  11. Goldring, M. B., Otero, M. Inflammation in osteoarthritis. Current Opinion in Rheumatology. 23 (5), 471 (2011).
  12. Sellam, J., Berenbaum, F. The role of synovitis in pathophysiology and clinical symptoms of osteoarthritis. Nature Reviews Rheumatology. 6 (11), 625 (2010).
  13. Ma, H., et al. Osteoarthritis severity is sex dependent in a surgical mouse model. Osteoarthritis and Cartilage. 15 (6), 695-700 (2007).
  14. Katon, W., Lin, E. H., Kroenke, K. The association of depression and anxiety with medical symptom burden in patients with chronic medical illness. General Hospital Psychiatry. 29 (2), 147-155 (2007).
  15. Glasson, S., Chambers, M., Van Den Berg, W., Little, C. The OARSI histopathology initiative-recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis and Cartilage. 18, 17-23 (2010).
  16. Pastoureau, P., Leduc, S., Chomel, A., De Ceuninck, F. Quantitative assessment of articular cartilage and subchondral bone histology in the meniscectomized guinea pig model of osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 11 (6), 412-423 (2003).
  17. O’Driscoll, S. W., Marx, R. G., Fitzsimmons, J. S., Beaton, D. E. Method for automated cartilage histomorphometry. Tissue Engineering. 5 (1), 13-23 (1999).
  18. Matsui, H., Shimizu, M., Tsuji, H. Cartilage and subchondral bone interaction in osteoarthrosis of human knee joint: a histological and histomorphometric study. Microscopy Research Technique. 37 (4), 333-342 (1997).
  19. Hacker, S. A., Healey, R. M., Yoshioka, M., Coutts, R. D. A methodology for the quantitative assessment of articular cartilage histomorphometry. Osteoarthritis and Cartilage. 5 (5), 343-355 (1997).
  20. Pastoureau, P., Chomel, A., DeCeuninck, F., Sabatini, M., Pastoureau, P. Methods for Cartilage and Subchondral Bone Histomorphometry. Cartilage and Osteoarthritis. Methods in Molecular Medicine. 101, 79-91 (2004).
  21. McNulty, M. A., et al. A comprehensive histological assessment of osteoarthritis lesions in mice. Cartilage. 2 (4), 354-363 (2011).
  22. Glasson, S., Blanchet, T., Morris, E. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis and Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  23. Singh, S. R., Coppola, V. . Mouse Genetics: Methods and Protocols. , (2004).
  24. Fang, H., Beier, F. Mouse models of osteoarthritis: modelling risk factors and assessing outcomes. Nature Reviews Rheumatology. 10 (7), 413 (2014).
  25. Culley, K. L., Westendorf, J., van Wijnen, A., et al. Mouse Models of Osteoarthritis: Surgical Model of Posttraumatic Osteoarthritis Induced by Destabilization of the Medial Meniscus. Osteoporosis and Osteoarthritis. Methods in Molecular Biology. 1226, 143-173 (2015).
  26. Van der Kraan, P. Factors that influence outcome in experimental osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (3), 369-375 (2017).
  27. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
  28. Callis, G., Sterchi, D. Decalcification of bone: literature review and practical study of various decalcifying agents. Methods, and their effects on bone histology. Journal of Histotechnology. 21 (1), 49-58 (1998).
  29. Lajeunesse, D., Massicotte, F., Pelletier, J. P., Martel-Pelletier, J. Subchondral bone sclerosis in osteoarthritis: not just an innocent bystander. Modern Rheumatology. 13 (1), 0007-0014 (2003).
  30. Li, G., et al. Subchondral bone in osteoarthritis: insight into risk factors and microstructural changes. Arthritis Research Therapy. 15 (6), 223 (2013).
  31. Kapoor, M., Martel-Pelletier, J., Lajeunesse, D., Pelletier, J. P., Fahmi, H. Role of proinflammatory cytokines in the pathophysiology of osteoarthritis. Nature Reviews Rheumatology. 7 (1), 33 (2011).
  32. Scanzello, C. R., Goldring, S. R. The role of synovitis in osteoarthritis pathogenesis. Bone. 51 (2), 249-257 (2012).
  33. Benito, M. J., Veale, D. J., FitzGerald, O., van den Berg, W. B., Bresnihan, B. Synovial tissue inflammation in early and late osteoarthritis. Annals of the Rheumatic Diseases. 64 (9), 1263-1267 (2005).
  34. De Lange-Brokaar, B. J., et al. Synovial inflammation, immune cells and their cytokines in osteoarthritis: a review. Osteoarthritis and Cartilage. 20 (12), 1454-1499 (2012).
  35. Findlay, D. M., Kuliwaba, J. S. Bone-cartilage crosstalk: a conversation for understanding osteoarthritis. Bone Research. 4, 16028 (2016).
  36. Lories, R. J., Luyten, F. P. The bone-cartilage unit in osteoarthritis. Nature Reviews Rheumatology. 7 (1), 43 (2011).
  37. Pritzker, K. P., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: grading and staging. Journal of Osteoarthritis and Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  38. Hayami, T., et al. Characterization of articular cartilage and subchondral bone changes in the rat anterior cruciate ligament transection and meniscectomized models of osteoarthritis. Bone. 38 (2), 234-243 (2006).
  39. Priemel, M., et al. mineralization defects and vitamin D deficiency: Histomorphometric analysis of iliac crest bone biopsies and circulating 25-hydroxyvitamin D in 675 patients. Journal of Bone and Mineral Research. 25 (2), 305-312 (2010).
  40. Yukata, K., et al. Continuous infusion of PTH 1–34 delayed fracture healing in mice. Scientific Reports. 8 (1), 13175 (2018).
  41. Kawano, T., et al. LIM kinase 1 deficient mice have reduced bone mass. Bone. 52 (1), 70-82 (2013).
  42. Zhang, L., Chang, M., Beck, C. A., Schwarz, E. M., Boyce, B. F. Analysis of new bone, cartilage, and fibrosis tissue in healing murine allografts using whole slide imaging and a new automated histomorphometric algorithm. Bone Research. 4, 15037 (2016).
  43. Wu, Q., et al. Induction of an osteoarthritis-like phenotype and degradation of phosphorylated Smad3 by Smurf2 in transgenic mice. Arthritis Rheumatism. 58 (10), 3132-3144 (2008).
  44. Hordon, L., et al. Trabecular architecture in women and men of similar bone mass with and without vertebral fracture: I. Two-dimensional histology. Bone. 27 (2), 271-276 (2000).

Play Video

Citazione di questo articolo
Pinamont, W. J., Yoshioka, N. K., Young, G. M., Karuppagounder, V., Carlson, E. L., Ahmad, A., Elbarbary, R., Kamal, F. Standardized Histomorphometric Evaluation of Osteoarthritis in a Surgical Mouse Model. J. Vis. Exp. (159), e60991, doi:10.3791/60991 (2020).

View Video