Капсула на основе модели для незрелых жесткий тик этапы заражения на лабораторных мышей
Summary
В этом исследовании, система кормления для нимфальных и личиночки этапов жесткого клеща была разработана с помощью капсулы прилагается к лабораторной мыши. Кормовая капсула изготовлена из гибких материалов и остается прочно прикрепленной к мыши в течение по крайней мере одной недели и позволяет комфортно контролировать кормление клещей.
Abstract
Клещи являются обязательными паразитами для кормления крови на всех стадиях развития (кроме яйцеклеток) и признаются переносчиками различных патогенов. Использование моделей мышей в исследованиях клещей имеет решающее значение для понимания их биологии и взаимодействия тик-хозяина-патогена. Здесь мы демонстрируем нетязвую технику кормления незрелых стадий твердых клещей на лабораторных мышах. Преимущество метода заключается в его простоте, короткой продолжительности и способности контролировать или собирать клещей в разные моменты эксперимента. Кроме того, методика позволяет накрепление двух отдельных капсул на одной и той же мыши, что полезно для различных экспериментов, где две разные группы клещей должны питаться одним и тем же животным. Не раздражающая и гибкая капсула изготовлена из легкодоступных материалов и сводит к минимуму дискомфорт экспериментальных животных. Кроме того, эвтаназия не является необходимым, мыши полностью восстановить после эксперимента и доступны для повторного использования.
Introduction
Клещи являются важными переносчиками нескольких патогенов и представляют серьезную опасность для здоровья животных и человека1. Создание эффективной системы питания имеет решающее значение при изучении их биологии, взаимодействия тик-хозяина и патогена или установлении эффективных мер контроля. В настоящее время несколько систем искусственного кормления, которые избегают использования живых животныхдоступны для клещей 2,3,4, и они должны быть использованы всякий раз, когда экспериментальные условия позволяют., Однако в различных экспериментальных условиях эти системы не могут надлежащим образом имитировать специфические физиологические особенности, и использование живых животных необходимо для достижения соответствующих результатов.
Лабораторные мыши обычно используются для изучения многих биологических систем и регулярно используются в качестве хозяев длякормления клещей 5,,6,,7,,8,,9. Два наиболее распространенных метода кормления незрелых клещей на мышах включают бесплатные заражения и использование камер заключения прилагается к мыши. Бесплатные заражения в основном используются для личинок этапов и engorged клещей может упасть в область, где они могут быть восстановлены. Камеры заключения обычно состоят из акриловых или полипропиленовых колпачков, которые приклеены к спине мыши. Первый метод является эффективной естественной системой для кормления клещей, но не позволяет внимательно следить во время эксперимента, потому что отдельные клещи рассредоточены в разных частях тела хозяина. Кроме того, engorged клещей, которые падают в области восстановления может стать загрязненныхкала и мочи 10,11,12,13,14, которые могут серьезно повлиять на тик фитнес или они могут быть повреждены или съедены мышью, если нет разделения между животным и восстановления области15.,, Камерные системы позволяют засовывать клещей в определенную область, однако процесс склеивания трудоемкий и колпачки часто слабо придерживаются клея и поэтому часто отсоединяются во время эксперимента16,,17,,18,,19. Крышки также жесткие, неудобно, и привести к кожным реакциям, которые препятствуют повторному использованию мышей и требует их эвтаназии после эксперимента.
В нашем предыдущем исследовании, мы успешно разработали эффективную систему с использованием камер из этилено-винилового ацетата (EVA) пены для кормления клещей на лабораторныхкроликов 20. В этом случае мы адаптировали эту систему к модели мыши и предлагаем простой и чистый метод подачи незрелых жестких тиковых стадий в закрытых капсулах из ЭВА-пены. В частности, наша система использует эластичные капсулы EVA-пены, приклеенные к бритым мышам обратно с быстрой сушкой (3 мин), не раздражающим латексным клеем. Этот метод позволяет твердое и длительное присоединение капсул к экспериментальной мыши, а также эффективное заражение клещей / сбор в течение всего эксперимента. Плоская капсула изготовлена из гибких материалов и не препятствует манипуляции мышью для сбора крови или других целей. Система подходит в основном для нимфальных стадий клеща, но с небольшим изменением она может быть использована для кормления личинок, а также. Метод может быть завершен одним опытным человеком и обширная подготовка не требуется.
Protocol
Representative Results
Discussion
Наиболее важным шагом в протоколе является твердое склеивания капсулы к коже мыши. Поэтому латексный клей следует однородно нанесите на всю поверхность капсулы ЭВА-пены и следует применять постоянное давление в течение 3 минут, особенно на левую и правую сторону капсулы. Мы также реком…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы признаем техническую помощь Национального института сельскохозяйственных исследований имени Алена Бернье (INRAE) и Окан Ле Биделя (ANSES). Исследование было поддержано DIM One Health – Регион Иль-де-Франс (Акроним проекта: NeuroPaTick). Мыши были приобретены ANSES. Д-р Джеффри Л. Блэр признан за пересмотр более ранней версии рукописи.
Materials
| EVA-foam 2 mm thick, (low density) | Cosplay Shop | EVA-45kg (950/450/2 mm) | It can be ordered also via Amazon (ref. no. B07BLMJDXD) |
| Heat Shrink Tubing Electric Wire Wrap Sleeve | Amazon | B014GMT1AM | Different diameters of Heat Shrink Tubing are available via Amazon. |
| Mice BALB/cByJ | Charles River | Strain code 627 | |
| Mice C57BL/6 | Charles River | Strain code 664 | |
| No-toxic Latex Glue | Tear mender | Fabric & Leather Adhesive | Also available also via Amazon (ref. no. B001RQCTUU) |
| Punch Tool Hand Art Tool | Amazon | B07QPWNGBF | Saled by amazon as Leather Working Tools 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter Working for Belt Strap |
| PVC Binding Covers Transparent | Amazon | B078BNLSNP | Any transparent PVC sheet of ticknes between 0.150 mm to 0.180 mm is suitable |
| Self Adhesive Pad Sponge Double Coated Foam Tape | Amazon | B07RHDZ35J | Saled by amazon as 2 Rolls Double Sided Foam Tape, Super Strong White Mounting Tape Foam |
| Transparent seal stickers (20 mm diameter circles) | Amazon | B01DAA6X66 |
Riferimenti
- Sonenshine, D. E., Roe, M. . Biology of Ticks. , (2014).
- Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
- Bonnet, S., et al. Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).
- Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
- Kohls, G. M., Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. Culture methods for invertebrate animals. , 246-256 (1937).
- Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).
- Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).
- Sonenshine, D. E., Maramorsch, K., Mahmood, F. Maintenance of ticks in the laboratory. Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. , 57-82 (1999).
- Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
- Almazán, C., et al. Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization. Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).
- Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).
- Almazán, C., et al. Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations. Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).
- Levin, M. L., Ross, D. E. Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal. Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).
- Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs. Parasites & Vectors. 6 (5), 26 (2012).
- Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice. Journal of Visualized Experiments. (123), e55286 (2017).
- Wada, T., et al. Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks. Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).
- Saito, T. B., Walker, D. H. A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis. The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).
- Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells. Parasites & Vectors. 2 (1), 47 (2009).
- Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus. Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39 (2013).
- Almazán, C., et al. A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits. Journal of Visualized Experiments. (140), e57994 (2018).
- Zhijun, Y., et al. The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions. Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).
- Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats. Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).
- Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).
- Chen, X., et al. Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA. Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).
- Jin, S. W., et al. Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions. Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).
- Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).
- Breuner, N. E., et al. Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto. Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311 (2020).
