JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Neuroscienze

In Vitro Kile skive Forberedelse for å etterligne In Vivo Neuronal Circuit Connectivity

Published: August 18, 2020
doi:
10.3791/61664
,
1Section on Neuronal Circuitry, National Institute on Deafness and Other Communication Disorders,NIH

Summary

Integrering av ulike synaptiske innganger til nevroner måles best i et preparat som bevarer alle presynaptiske kjerner for naturlig timing og kretsplastisitet, men hjerneskiver som vanligvis bryte mange tilkoblinger. Vi utviklet en modifisert hjerneskive for å etterligne in vivo kretsaktivitet samtidig som in vitro eksperimenteringsevne.

Abstract

In vitro skive elektrofysiologi teknikker måle encellede aktivitet med presis elektrisk og timelig oppløsning. Hjerneskiver må være relativt tynne for å visualisere og få tilgang til nevroner for patch-klemming eller bildebehandling, og in vitro-undersøkelse av hjernekretser er begrenset til bare det som er fysisk tilstede i den akutte skiven. For å opprettholde fordelene med in vitro skive eksperimentering samtidig bevare en større del av presynaptic kjerner, utviklet vi en ny skive forberedelse. Denne “kile skive” ble designet for patch-clamp elektrofysiologi opptak for å karakterisere de ulike monaural, lyddrevne innganger til mediale olivocochlear (MOC) nevroner i hjernestammen. Disse nevronene får sine primære afferent excitatory og hemmende innganger fra nevroner aktivert av stimuli i det kontralaterale øret og tilsvarende cochleakjerne (CN). En asymmetrisk hjerneskive ble designet som er tykkest i rostro-caudal domenet på sidekanten av en halvkule og deretter tynner mot den laterale kanten av motsatt halvkule. Denne skiven inneholder, på den tykke siden, den hørbare nerveroten som formidler informasjon om auditive stimuli til hjernen, de indre CN-kretsene, og både de disynaptiske eksitatoriske og trisynaptiske hemmende afferentbanene som konvergerer på kontralaterale MOC-nevroner. Opptak utføres fra MOC nevroner på den tynne siden av skiven, hvor de visualiseres ved hjelp av DIC optikk for typiske patch-klemme eksperimenter. Direkte stimulering av hørselsnerven utføres når den kommer inn i den hørbare hjernestammen, slik at iboende CN-kretsaktivitet og synaptisk plastisitet kan forekomme ved synapser oppstrøms av MOC-nevroner. Med denne teknikken kan man etterligne in vivo kretsaktivering så nært som mulig i stykket. Dette kileskivepreparatet gjelder for andre hjernekretser der kretsanalyser vil ha nytte av bevaring av oppstrøms tilkobling og langdistanseinnganger, i kombinasjon med de tekniske fordelene med in vitro skive fysiologi.

Introduction

Observasjon av aktiviteten til nevrale kretser er ideelt utført med innfødte sensoriske innganger og tilbakemeldinger, og intakt tilkobling mellom hjerneregioner, in vivo. Men å utføre eksperimenter som gir encellede oppløsning av nevrale kretsfunksjon er fortsatt begrenset av tekniske utfordringer i den intakte hjernen. Mens in vivo ekstracellulær elektrofysiologi eller multiphoton bildemetoder kan brukes til å undersøke aktivitet i intakte nervesystemer, tolke hvordan ulike innganger integrere eller måle subthreshold synaptiske innganger er fortsatt vanskelig. In vivo hele celleopptak overvinner disse begrensningene, men er utfordrende å utføre, selv i hjerneregioner som er lett tilgjengelig. Tekniske utfordringer med encellede oppløsningseksperimenter forsterkes ytterligere i visse nevronpopulasjoner som ligger dypt i hjernen, eller i romlig diffuse populasjoner som krever enten genetiske verktøy for å lokalisere celler in vivo (f.eks. genetisk uttrykk for kanalrhodopsin sammen med optrode-opptak) eller post-hoc histokjemisk identifikasjon etter registrering av stedmerking (f.eks. med nevrotransmisjonsspesifikke markører). Å være plassert diffust nær ventral overflaten av hjernestammen, lider mediale olivocochlear (MOC) nevroner av de ovennevntebegrensningene 1,noe som gjør dem ekstremt vanskelige å få tilgang til for in vivo eksperimentering.

Hjerneskiver (~ 100-500 μm tykkelse) har lenge vært brukt til å studere hjernekretser, inkludert auditive hjernestammekretser, på grunn av fysisk segregering av tilkoblede nevroner som finnes i samme skive2,3,4,5,6,7,8,9. Eksperimenter ved hjelp av mye tykkere skiver (> 1 mm) har blitt brukt i andre laboratorier for å forstå hvordan bilaterale innganger integreres i områder av det overlegne olivary komplekset (SOC), inkludert medial overlegen oliven10,11. Disse skivene ble utarbeidet slik at aksoner av hørselsnerven (AN) forble intakt i skiven og ble elektrisk stimulert til å initiere synaptisk nevrotransmitterutgivelse i CN, etterligne aktiviteten til første orden auditive nevroner som de ville reagere på lyd. En stor ulempe med disse tykke skiver er synlighet av nevroner for patch-klemme elektrofysiologiske opptak (“patching”). Patching blir stadig vanskeligere som de mange aksoner i dette området blir myelinated medalderen 12,13,14,15, noe som gjør vevet optisk tett og skjule nevroner selv i en typisk, tynn hjerneskive. Vårt mål er å skape in vitro-preparater som ligner tettere på kretstilkoblingen til in vivo-opptak, men med høy gjennomstrømning og høyoppløselige opptaksevner av visuelt styrt patch-clamp elektrofysiologi i hjerneskiver.

Laboratoriet vårt undersøker fysiologien til nevroner i det auditive efferent-systemet, inkludert MOC-nevroner. Disse kolinerge nevronene gir efferent tilbakemelding til sneglehuset ved å modulere aktiviteten til ytre hårceller (OHCs)16,17,18,19,20. Tidligere studier har vist at denne moduleringen spiller en rolle i gevinstkontroll i sneglehuset21,22,23,24,25,26 og beskyttelse mot akustisk traumer27,28,29,30,31,32,33. Hos mus er MOC-nevroner diffust plassert i ventral kjernen i trapeskroppen (VNTB) i den auditive hjernestammen1. Vår gruppe har benyttet ChAT-IRES-Cre muselinjen krysset med tdTomato reporter muselinje for å målrette MOC nevroner i hjernestamme skiver under epifluorescent belysning. Vi viste at MOC nevroner får afferent hemmende innspill fra ipsilateral medial kjerne av trapeskroppen (MNTB), som er begeistret, i sin tur, av aksler fra kuleformede buskete celler (GBC) i den kontralaterale cochleakjernen (CN)34,35,36,37,38. I tillegg får MOC-nevroner sannsynligvis sine eksitatoriske innspill fra T-stellate celler i kontralaterale CN39,40,41. Samlet viser disse studiene moc nevroner får både excitatory og hemmende innganger avledet fra samme (kontralaterale) øre. Imidlertid er de presynaptiske nevronene, og deres aksoner som konvergerer på MOC-nevroner, ikke helt nær nok til hverandre til å være helt intakte i et typisk koronarskivepreparat. For å undersøke hvordan integrering av synaptiske innganger til MOC-nevroner påvirker deres virkningspotensiale avfyringsmønstre, med fokus på nylig beskrevet hemming, utviklet vi et preparat der vi kunne stimulere de ulike afferentene til MOC-nevroner fra ett øre på den mest fysiologisk realistiske måten mulig, men med de tekniske fordelene med in vitro hjerneskiver eksperimenter.

Kileskiven er et modifisert tykt stykkepreparat designet for undersøkelse av kretsintegrasjon i MOC-nevroner (skjematisert i figur 1A). På den tykke siden av skiven inneholder kilen de avkuttede aksonene til hørselsnerven (kalt “auditiv nerverot” heretter) når de kommer inn i hjernestammen fra periferien og synapse i CN. Den auditive nerveroten kan stimuleres elektrisk til å fremkalle nevrotransmitterutgivelse og synaptisk aktivering av celler i den helt intakte CN42,43,44,45,46. Dette stimuleringsformatet har flere fordeler for kretsanalyse. Først, i stedet for å direkte stimulere T-stellate og GBC axons som gir afferent inngang til MOC nevroner, stimulerer vi AN for å tillate aktivering av iboende kretser rikelig i CN. Disse kretsene modulere produksjonen av CN nevroner til sine mål i hele hjernen, inkludert MOC nevroner46,47,48,49,50,51. For det andre, polysynaptisk aktivering av afferent kretser fra AN gjennom CN oppstrøms av MOC nevroner gir mer naturlig aktivering timing og for plastisitet å skje på disse synapser som de ville in vivo under auditiv stimulering. For det tredje kan vi variere våre stimuleringsmønstre for å etterligne AN-aktivitet. Til slutt er både excitatory og hemmende monaural projeksjoner til MOC nevroner intakt i kilehæren, og deres integrasjon kan måles ved en MOC neuron med presisjonen av patch-clamp elektrofysiologi. Som helhet gir denne aktiveringsordningen en mer intakt krets til MOC-nevronene sammenlignet med et typisk hjerneskiverpreparat. Denne brainstem kile skive kan også brukes til å undersøke andre auditive områder som mottar hemmende innspill fra ipsilateral MNTB inkludert lateral overlegen oliven, overlegen olivary kjerne og mediale overlegen oliven10,11,52,53,54,55,56. Utover vårt spesifikke preparat kan denne kuttemetoden brukes eller endres til å evaluere andre systemer ved å opprettholde tilkobling av langdistanseinnganger og forbedre visualisering av nevroner for en rekke encellede oppløsning elektrofysiologi eller bildeteknikker.

Denne protokollen krever bruk av et vibratomstadium eller en plattform som kan vippes ca. 15°. Her bruker vi et kommersielt tilgjengelig 2-delt magnetisk stadium hvor “scenen” er en metallplate med en buet bunn plassert i en konkav magnetisk “scenebase”. Scenen kan deretter skiftes for å justere skivevinkelen. Konsentriske sirkler på scenebasen brukes til å estimere vinkelen reproduserbar. Scenen og scenebasen er plassert i kuttekammeret, hvor den magnetiske scenebasen også kan roteres.

Protocol

Alle eksperimentelle prosedyrer ble godkjent av National Institute of Neurological Disorders and Stroke/National Institute on Døvhet og andre kommunikasjonsforstyrrelser Animal Care and Use Committee. 1. Eksperimentelle preparater MERK: Detaljer om skiveforberedelse, inkludert skjæreløsning, skjæretemperatur, skiveinkubasjonstemperatur og apparat (etc.) er spesifikke for hjernestammeforberedelse utført i dette eksperimentet. Slice inkubasjon detaljer kan endres p…

Representative Results

Histologisk undersøkelse av kilehiveFor vår undersøkelse av auditiv hjernestamme neuron funksjon, kile skive preparatet ble designet for å inneholde auditiv nerve rot og CN contralateral til MOC nevroner målrettet for opptak (eksempel skive vist i figur 1B). Innledende histologisk undersøkelse av preparatet er viktig for å bekrefte at skiven inneholder kjernene som er nødvendige for kretsaktivering, og at aksonære projeksjoner er intakte. To celletyper i CN gir …

Discussion

Kutteprosedyren beskrevet her kalt en kile skive er kraftig for å opprettholde intakt presynaptic neuronal kretser, men med tilgjengeligheten av hjernen skive eksperimentering for analyse av nevronal funksjon. Stor forsiktighet må tas i flere innledende trinn for å maksimere nytten av preparatet for kretsanalyse. Dimensjonene på kilen bør bekreftes ved hjelp av histologisk undersøkelse, noe som er integrert for bekreftelse på at både presynaptiske kjerner og deres aksonale projeksjoner finnes i den tilberedte kil…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne forskningen ble støttet av Intramural Research Program av NIH, NIDCD, Z01 DC000091 (CJCW).

Materials

Experimental Preparations
Agar, powder Fisher Scientific BP1423500 4% agar block used to stabilize brain tissue during vibratome sectioning
AlexaFluor Hydrazide 488 Invitrogen A10436 Fluorophore used in internal solution to confirm successful MOC neuron patch
Analytical Balance Geneses Scientific (Intramalls) AV114 Weighing chemicals
Double edged razor blade Ted Pella 121-6 Vibratome cutting blade
Kynurenic acid (5g) Sigma Aldrich K3375-5G Slicing ACSF additive used to reduce neuron activity during dissection and slicing in order to improve tissue health for patch clamping
pH Meter Fisher Scientific (Intramalls) 13-620-451 Solution pH tester
Plastic petri dishes 100mm dia X 20mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-556-002 4% Agar Prep
Stirring Hotplate Fisher Scientific (Intramalls) 11-500-150 Heating for 4% Agar preparation
Dissection and Slicing
Biocytin Sigma Aldrich B4261-250MG Chemical used for axonal tracing (conjugated to Streptavidin 488)
Dissecting Microscope Amscope SM-1BN For precision dissection during brain removal
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11252-20 Fine forceps dissection tool
Economy tweezers #3 WPI 501976 Forceps dissection tool
Glass Petri Dish 150mm dia x 15mm H Fisher Scientific (Intramalls) 08-747E Dissection dish
Interface paper (203 X 254mm PCTE Membrane 10um) Thomas Scientific 1220823 Slice incubation/biocytin application
Leica VT1200S Vibratome Leica 1491200S001 Vibratome for wedge slice sectioning
Mayo scissors Roboz RS-6872 Dissection tool
Single-edged carbon steel blades Fisher Scientific (Intramalls) 12-640 Razor blade for dissection
Specimen disc, orienting Leica 14048142068 Specialized vibratome stage for reproducible tilting
Spoonula FisherSci 14-375-10 Dissection tool
Super Glue Newegg 15187 Used for glueing tissue to vibratome stage
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 91500-09 Dissection tool
Electrophysiology
A1R Upright Confocal Microscope Nikon Instruments Electrophysiology and imaging microscope, can be any microscope compatible with electrophysiology
Electrode Borosilicate glass w/ Filament OD 1.5mm, ID 1.1mm, 10 cm long Sutter Instrument BF150-110-10 Patch clamping pipette glass
Electrode Filler MicroFil WPI CMF20G Patch electrode pipette filler
In-line solution heater Warner Instruments (GSAdvantage) SH-27B Slice perfusion system heater
Multi-Micromanipulator Systems Sutter Intruments MPC-200 with MP285 Micromanipulators for patch clamp and stimulation electrode placement
P-1000 horizontal pipette puller for glass micropipettes Sutter instruments FG-P1000 Patch clamp pipetter puller
Patch-clamp amplifier and Software HEKA EPC-10 / Patchmaster Next Can be any amplifier/software
Recording Chamber Warner Instruments RC26G Slice "bath" during recording
Recording Chamber Harp Warner Instruments 640253 Stablizes slice during electrophysiology recording
Slice Incubation Chamber Custom Build Heated, oxygenated holding chamber for slices during recovery after slicing
Stimulus isolation unit A.M.P.I. Iso-Flex Stimulus isolation unit for electrophysiology
Syringe 60CC Fischer Scientific (Intramalls) 14-820-11 Electrophysiology perfusion fluid handling
Temperature controller Warner Instruments (GSAdvantage) TC-324C Slice perfusion system temperature controller
Tubing 1/8 OD 1/16 ID Fischer Scientific (Intramalls) 14-171-129 Electrophysiology perfusion fluid handling
Tugsten concentric bipolar microelectrode WPI TM33CCINS Stimulating electrode for electrophysiology
Histology
24 well Plate Fisher Scientific (Intramalls) 12-556006 Histology slice collection and immunostaining
Alexa Fluor 488 Streptavidin Jackson Immuno labs 016-540-084 Secondary antibody for biocytin visualization
Corning Orbital Shaker Sigma CLS6780FP Shaker for immunohistochemistry agitation
Cresyl Violet Acetate Sigma Aldrich (Intramalls) C5042-10G Cellular stain for histology
Disposable Microtome Blades Fisher Scientific 22-210-052 Sliding microtome blade
Filter-syringe Nalgene 4mm Cellulose Acetate 0.2um Fisher Scientific (Intramalls) 09-740-34A Syringe filter for filling recording pipettes with internal solution
Fluoromount-G Slide Mounting Medium Fisher Scientific OB100-01 Immunohistochemistry fluorescence mounting medium
glass slide staining dish with rack Fisher Scientific (Intramalls) 08-812 Cresyl Violet staining chamber
Microm HM450 Sliding Microtome ThermoFisher 910020 Freezing microtome for histology
Microscope Cover Glasses: Rectangles 50mm X 24mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-543D Histochemistry slide cover glass
Permount mounting medium Fisher Scientific SP15-100 Cresyl violet section mounting medium
Superfrost Slides Fisher Scientific 22-034980 Histology slides
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Campbell, J. P., Henson, M. M. Olivocochlear neurons in the brainstem of the mouse. Hearing Research. 35 (2-3), 271-274 (1988).
  2. Grothe, B., Sanes, D. H. Synaptic inhibition influences the temporal coding properties of medial superior olivary neurons: An in vitro study. Journal of Neuroscience. 14, 1701-1709 (1994).
  3. Kotak, V. C., Sanes, D. H. Long-lasting inhibitory synaptic depression is age- and calcium-dependent. Journal of Neuroscience. 20 (15), 5820-5826 (2000).
  4. Smith, A. J., Owens, S., Forsythe, I. D. Characterisation of inhibitory and excitatory postsynaptic currents of the rat medial superior olive. The Journal of Physiology. 529 (3), 681-698 (2000).
  5. Scott, L. L., Mathews, P. J., Golding, N. L. Posthearing developmental refinement of temporal processing in principal neurons of the medial superior olive. Journal of Neuroscience. 25 (35), 7887-7895 (2005).
  6. Fischl, M. J., Combs, T. D., Klug, A., Grothe, B., Burger, R. M. Modulation of synaptic input by GABAB receptors improves coincidence detection for computation of sound location. Journal of Physiology. 590 (13), 3047-3066 (2012).
  7. Clause, A., et al. The Precise Temporal Pattern of Prehearing Spontaneous Activity Is Necessary for Tonotopic Map Refinement. Neuron. 82 (4), 822-835 (2014).
  8. Oertel, D. Use of brain slices in the study of the auditory system: Spatial and temporal summation of synaptic inputs in cells in the anteroventral cochlear nucleus of the mouse. Journal of the Acoustical Society of America. 78 (1), 328-333 (1985).
  9. Hermann, J., Pecka, M., Von Gersdorff, H., Grothe, B., Klug, A. Synaptic transmission at the calyx of held under in vivo-like activity levels. Journal of Neurophysiology. 98 (2), 807-820 (2007).
  10. Jercog, P. E., Svirskis, G., Kotak, V. C., Sanes, D. H., Rinzel, J. Asymmetric excitatory synaptic dynamics underlie interaural time difference processing in the auditory system. PLoS Biology. 8 (6), 1000406 (2010).
  11. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. A mechanistic understanding of the role of feedforward inhibition in the mammalian sound localization circuitry. Neuron. 78 (5), 923-935 (2013).
  12. Sinclair, J. L., et al. Sound-evoked activity influences myelination of brainstem axons in the trapezoid body. Journal of Neuroscience. 37 (34), 8239-8255 (2017).
  13. Wang, J., et al. Myelination of the postnatal mouse cochlear nerve at the peripheral-central nervous system transitional zone. Frontiers in Pediatrics. 1, 5-8 (2013).
  14. Long, P., Wan, G., Roberts, M. T., Corfas, G. Myelin development, plasticity, and pathology in the auditory system. Developmental Neurobiology. 78 (2), 80-92 (2018).
  15. Leão, R. M., et al. Presynaptic Na+ channels: Locus, development, and recovery from inactivation at a high-fidelity synapse. Journal of Neuroscience. 25 (14), 3724-3738 (2005).
  16. Fex, J. Efferent Inhibition in the Cochlea Related to Hair-Cell dc Activity: Study of Postsynaptic Activity of the Crossed Olivocochlear Fibres in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 41 (3), 666-675 (1967).
  17. Mountain, D. C. Changes in endolymphatic potential and crossed olivocochlear bundle stimulation alter cochlear mechanics. Science. 210 (4465), 71-72 (1980).
  18. Siegel, J. H., Kim, D. O. Efferent neural control of cochlear mechanics? Olivocochlear bundle stimulation affects cochlear biomechanical nonlinearity. Hearing Research. 6 (2), 171-182 (1982).
  19. Guinan, J. J. Cochlear efferent innervation and function. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 18 (5), 447-453 (2010).
  20. Elgoyhen, A. B., Katz, E. The efferent medial olivocochlear-hair cell synapse. Journal of Physiology-Paris. 106 (1-2), 47-56 (2012).
  21. Galambos, R. Suppression of auditory nerve activity by stimulation of efferent fibers to cochlea. Journal of Neurophysiology. 19 (5), 424-437 (1956).
  22. Desmedt, J. E. Auditory-Evoked Potentials from Cochlea to Cortex as Influenced by Activation of the Efferent OlivoCochlear Bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 34 (9), 1478-1496 (1962).
  23. Wiederhold, M. L., Kiang, N. Y. S. Effects of Electric Stimulation of the Crossed Olivocochlear Bundle on Single Auditory-Nerve Fibers in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 48 (4), 950-965 (1970).
  24. Wiederhold, M. L., Peake, W. T. Efferent Inhibition of Auditory-Nerve Responses: Dependence on Acoustic-Stimulus Parameters. Journal of the Acoustical Society of America. 40 (6), 1427-1430 (1966).
  25. Geisler, D. C. Hypothesis on the function of the crossed olivocochlear bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1908-1909 (1974).
  26. Guinan, J. J., Gifford, M. L. Effects of electrical stimulation of efferent olivocochlear neurons on cat auditory-nerve fibers. III. Tuning curves and thresholds at CF. Hearing Research. 37 (1), 29-45 (1988).
  27. Rajan, R. Involvement of cochlear efferent pathways in protective effects elicited with binaural loud sound exposure in cats. Journal of Neurophysiology. 74 (2), 582-597 (1995).
  28. Rajan, R. Effect of electrical stimulation of the crossed olivocochlear bundle on temporary threshold shifts in auditory sensitivity. II. Dependence on the level of temporary threshold shifts. Journal of Neurophysiology. 60 (2), 569-579 (1988).
  29. Reiter, E. R., Liberman, M. C. Efferent-mediated protection from acoustic overexposure: Relation to slow effects of olivocochlear stimulation. Journal of Neurophysiology. 73 (2), 506-514 (1995).
  30. Taranda, J., et al. A point mutation in the hair cell nicotinic cholinergic receptor prolongs cochlear inhibition and enhances noise protection. PLoS Biology. 7 (1), 1000018 (2009).
  31. Maison, S. F., Usubuchi, H., Liberman, C. M. Efferent feedback minimizes cochlear neuropathy from moderate noise exposure. Journal of Neuroscience. 33 (13), 5542-5552 (2013).
  32. Tong, H., et al. Protection from noise-induced hearing loss by Kv2. 2 potassium currents in the central medial olivocochlear system. Journal of Neuroscience. 33 (21), 9113-9121 (2013).
  33. Boero, L. E., et al. Enhancement of the medial olivocochlear system prevents hidden hearing loss. Journal of Neuroscience. 38 (34), 7440-7451 (2018).
  34. Spirou, G. A., Brownell, W. E., Zidanic, M. Recordings from cat trapezoid body and HRP labeling of globular bushy cell axons. Journal of Neurophysiology. 63 (5), 1169-1190 (1990).
  35. von Gersdorff, H., Borst, J. G. G. Short-term plasticity at the calyx of held. Nature Reviews Neuroscience. 3 (1), 53-64 (2002).
  36. Smith, P. H., Joris, P. X., Carney, L. H., Yin, T. C. T. Projections of physiologically characterized globular bushy cell axons from the cochlear nucleus of the cat. Journal of Comparative Neurology. 304 (3), 387-407 (1991).
  37. Kuwabara, N., DiCaprio, R. A., Zook, J. M. Afferents to the medial nucleus of the trapezoid body and their collateral projections. Journal of Comparative Neurology. 314 (4), 684-706 (1991).
  38. Friauf, E., Ostwald, J. Divergent projections of physiologically characterized rat ventral cochlear nucleus neurons as shown by intra-axonal injection of horseradish peroxidase. Experimental Brain Research. 73 (2), 263-284 (1988).
  39. De Venecia, R. K., Liberman, M. C., Guinan, J. J., Brown, M. C. Medial olivocochlear reflex interneurons are located in the posteroventral cochlear nucleus: A kainic acid lesion study in guinea pigs. Journal of Comparative Neurology. 487 (4), 345-360 (2005).
  40. Darrow, K. N., Benson, T. E., Brown, M. C. Planar multipolar cells in the cochlear nucleus project to medial olivocochlear neurons in mouse. Journal of Comparative Neurology. 520 (7), 1365-1375 (2012).
  41. Brown, M. C., De Venecia, R. K., Guinan, J. J. Responses of medial olivocochlear neurons: Specifying the central pathways of the medial olivocochlear reflex. Experimental Brain Research. 153 (4), 491-498 (2003).
  42. Wang, Y., Manis, P. B. Synaptic transmission at the cochlear nucleus endbulb synapse during age-related hearing loss in mice. Journal of Neurophysiology. 94 (3), 1814-1824 (2005).
  43. Golding, N. L., Robertson, D., Oertel, D. Recordings from slices indicate that octopus cells of the cochlear nucleus detect coincident firing of auditory nerve fibers with temporal precision. Journal of Neuroscience. 15 (4), 3138-3153 (1995).
  44. Ferragamo, M. J., Golding, N. L., Oertel, D. Synaptic inputs to stellate cells in the ventral cochlear nucleus. Journal of Neurophysiology. 79 (1), 51-63 (1998).
  45. Oertel, D. Synaptic responses and electrical properties of cells in brain slices of the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 3 (10), 2043-2053 (1983).
  46. Xie, R., Manis, P. B. Radiate and planar multipolar neurons of the mouse anteroventral cochlear nucleus: Intrinsic excitability and characterization of their auditory nerve input. Frontiers in Neural Circuits. 11, 1-17 (2017).
  47. Wu, S., Oertel, D. Inhibitory circuitry in the ventral cochlear nucleus is probably mediated by glycine. The Journal of Neuroscience. 6 (9), 2691-2706 (1986).
  48. Xie, R., Manis, P. B. Target-specific IPSC kinetics promote temporal processing in auditory parallel pathways. Journal of Neuroscience. 33 (4), 1598-1614 (2013).
  49. Wickesberg, R. E., Oertel, D. Delayed, frequency-specific inhibition in the cochlear nuclei of mice: A mechanism for monaural echo suppression. Journal of Neuroscience. 10 (6), 1762-1768 (1990).
  50. Campagnola, L., Manis, P. B. A map of functional synaptic connectivity in the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 34 (6), 2214-2230 (2014).
  51. Doucet, J. R., Ryugo, D. K. Projections from the ventral cochlear nucleus to the dorsal cochlear nucleus in rats. Journal of Comparative Neurology. 385 (2), 245-264 (1997).
  52. Kopp-Scheinpflug, C., et al. The sound of silence: Ionic mechanisms encoding sound termination. Neuron. 71 (5), 911-925 (2011).
  53. Alamilla, J., Gillespie, D. C. Maturation of Calcium-Dependent GABA, Glycine, and Glutamate Release in the Glycinergic MNTB-LSO Pathway. PLoS One. 8 (9), 0075688 (2013).
  54. Spangler, K. M., Warr, W. B., Henkel, C. K. The projections of principal cells of the medial nucleus of the trapezoid body in the cat. Journal of Comparative Neurology. 238 (3), 249-262 (1985).
  55. Kramer, F., et al. Inhibitory glycinergic neurotransmission in the mammalian auditory brainstem upon prolonged stimulation: Short-term plasticity and synaptic reliability. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-22 (2014).
  56. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. The relative contributions of MNTB and LNTB neurons to inhibition in the medial superior olive assessed through single and paired recordings. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-14 (2014).
  57. Torres Cadenas, L., Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. Synaptic Inhibition of Medial Olivocochlear Efferent Neurons by Neurons of the Medial Nucleus of the Trapezoid Body. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 40 (3), 509-525 (2020).
  58. Brown, M. C., Mukerji, S., Drottar, M., Windsor, A. M., Lee, D. J. Identification of inputs to olivocochlear neurons using transneuronal labeling with pseudorabies virus (PRV). JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 14 (5), 703-717 (2013).
  59. Morest, D. K. The collateral system of the medial nucleus of the trapezoid body of the cat, its neuronal architecture and relation to the olivo-cochlear bundle. Brain Research. 9 (2), 288-311 (1968).
  60. Warr, B. W. Fiber degeneration following lesions in the multipolar and globular cell areas in the ventral cochlear nucleus of the cat. Brain Research. 40 (2), 247-270 (1972).
  61. Osen, K. K. Cytoarchitecture of the cochlear nuclei in the cat. Journal of Comparative Neurology. 136 (4), 453-483 (1969).
  62. Cant, N. B., Morest, D. K. The bushy cells in the anteroventral cochlear nucleus of the cat. A study with the electron microscope. Neuroscienze. 4 (12), 1925-1945 (1979).
  63. Cant, N. B., Morest, D. K. Organization of the neurons in the anterior division of the anteroventral cochlear nucleus of the cat. Light-microscopic observations. Neuroscienze. 4 (12), 1909-1923 (1979).
  64. Lauer, A. M., Connelly, C. J., Graham, H., Ryugo, D. K. Morphological Characterization of Bushy Cells and Their Inputs in the Laboratory Mouse (Mus musculus) Anteroventral Cochlear Nucleus. PLoS One. 8 (8), 1-16 (2013).
  65. Harrison, J. M., Warr, W. B. A study of the cochlear nuclei and ascending auditory pathways of the medulla. Journal of Comparative Neurology. 119 (3), 341-379 (1962).
  66. Robertson, D., Gummer, M. Physiological and morphological characterization of efferent neurones in the guinea pig cochlea. Hearing Research. 20 (1), 63-77 (1985).
  67. Bledsoe, S. C., et al. Ventral cochlear nucleus responses to contralateral sound are mediated by commissural and olivocochlear pathways. Journal of Neurophysiology. 102 (2), 886-900 (2009).
  68. Zhou, J., Zeng, C., Cui, Y., Shore, S. Vesicular glutamate transporter 2 is associated with the cochlear nucleus commissural pathway. JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 11 (4), 675-687 (2010).
  69. Kuenzel, T. Modulatory influences on time-coding neurons in the ventral cochlear nucleus. Hearing Research. 384, 107824 (2019).
  70. Cant, N. B., Gaston, K. C. Pathways connecting the right and left cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 212 (3), 313-326 (1982).
  71. Feliciano, M., Saldana, E., Mugnaini, E. Direct projections from the rat primary auditory neocortex to nucleus sagulum, paralemniscal regions, superior olivary complex and cochlear nuclei. Auditory Neuroscience. 1 (3), 287-308 (1995).
  72. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Evidence for direct cortical innervation of medial olivocochlear neurones in rats. Hearing Research. 144 (1-2), 65-72 (2000).
  73. Schofield, B. R., Coomes, D. L. Pathways from auditory cortex to the cochlear nucleus in guinea pigs. Hearing Research. 216-217 (1-2), 81-89 (2006).
  74. Meltzer, N. E., Ryugo, D. K. Projections from auditory cortex to cochlear nucleus: A comparative analysis of rat and mouse. Anatomical Record – Part A Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 288 (4), 397-408 (2006).
  75. Schofield, B. R., Cant, N. B. Descending auditory pathways: Projections from the inferior colliculus contact superior olivary cells that project bilaterally to the cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 409 (2), 210-223 (1999).
  76. Thompson, A. M., Schofield, B. R. Afferent projections of the superior olivary complex. Microscopy Research and Technique. 51 (4), 330-354 (2000).
  77. Woods, C. I., Azeredo, W. J. Noradrenergic and serotonergic projections to the superior olive: Potential for modulation of olivocochlear neurons. Brain Research. 836 (1-2), 9-18 (1999).
  78. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Morphological relationships of peptidergic and noradrenergic nerve terminals to olivocochlear neurones in the rat. Hearing Research. 144 (1-2), 53-64 (2000).
  79. Thompson, A. M., Thompson, G. C. Light microscopic evidence of serotoninergic projections to olivocochlear neurons in the bush baby (Otolemur garnettii). Brain Research. 695 (2), 263-266 (1995).
  80. Wang, X., Robertson, D. Substance P-induced inward current in identified auditory efferent neurons in rat brain stem slices. Journal of Neurophysiology. 80 (1), 218-229 (1998).
  81. Taberner, A. M., Liberman, M. C. Response properties of single auditory nerve fibers in the mouse. Journal of Neurophysiology. 93 (1), 557-569 (2005).
  82. Galambos, R., Davis, H. The response of single auditory-nerve stimulation. Journal of Neurophysiology. 6 (1), 39-57 (1943).
  83. Sachs, M. B., Abbas, P. J. Rate versus level functions for auditory-nerve fibers in cats: Tone-burst stimuli. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1835-1847 (1974).
  84. Zhang, X., Heinz, M. G., Bruce, I. C., Carney, L. H. A phenomenological model for the responses of auditory-nerve fibers: I. Nonlinear tuning with compression and suppression. The Journal of the Acoustical Society of America. 109 (2), 648-670 (2001).
  85. Zilany, M. S. A., Bruce, I. C., Carney, L. H. Updated parameters and expanded simulation options for a model of the auditory periphery. The Journal of the Acoustical Society of America. 135 (1), 283-286 (2014).
  86. Franken, T. P., Smith, P. H., Joris, P. X. In vivo whole-cell recordings combined with electron microscopy reveal unexpected morphological and physiological properties in the lateral nucleus of the trapezoid body in the auditory brainstem. Frontiers in Neural Circuits. 10, 1-20 (2016).

Tags

In VitroWedge SliceNeuronal Circuit ConnectivityBrain SlicePresynaptic CircuitryPatch Clamp RecordingsPharmacologyActivity ImagingHistologySkullBrain DissectionCranial NervesSpinal CordBrain Fixation
check_url/it/61664?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. In Vitro Wedge Slice Preparation for Mimicking In Vivo Neuronal Circuit Connectivity. J. Vis. Exp. (162), e61664, doi:10.3791/61664 (2020).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image