Transplantation av en 3D Bioprinted Patch i en Murine modell av hjärtinfarkt

Summary

Detta protokoll syftar till att transplantera en 3D-bioprinted patch på epicardium av infarcted möss modellering hjärtsvikt. Den innehåller detaljer om anestesi, kirurgiska bröstet öppning, permanent ligering av vänster främre fallande (LAD) födans gatan och tillämpning av en bioprinted patch på infarcted området i hjärtat.

Abstract

Testa regenerativa egenskaper hos 3D-biotryckta hjärtplåster in vivo med hjälp av murinmodeller av hjärtsvikt via permanent vänster främre fallande (LAD) ligering är ett utmanande förfarande och har en hög dödlighet på grund av sin natur. Vi utvecklade en metod för att konsekvent transplantera biotryckta fläckar av celler och hydrogeler på epikardiet av ett infarcted mushjärta för att testa deras regenerativa egenskaper på ett robust och genomförbart sätt. Först är en djupt sövd mus försiktigt intubated och ventilerad. Efter vänster laterala thoracotomy (kirurgiska öppnandet av bröstet), den exponerade LAD är permanent ligerade och bioprinted patch transplanteras på epicardium. Musen återhämtar sig snabbt från proceduren efter stängning av bröstet. Fördelarna med denna robusta och snabba metod inkluderar en förutspådd 28-dagars dödlighet på upp till 30% (lägre än de 44% som rapporterats av andra studier med hjälp av en liknande modell av permanent LAD-ligering hos möss). Dessutom är det tillvägagångssätt som beskrivs i detta protokoll mångsidigt och skulle kunna anpassas till att testa biotryckta plåster med hjälp av olika celltyper eller hydrogeler där ett stort antal djur behövs för att optimalt driva studier. Sammantaget presenterar vi detta som ett fördelaktigt tillvägagångssätt som kan ändra preklinisk testning i framtida studier för området hjärt regenerering och vävnad engineering.

Introduction

En hjärttransplantation är den gyllene standarden behandling för patienter med slutstadiet hjärtsvikt men det finns en brist på givare organ. Det kräver immunsystemet dämpning för att förhindra transplantat avstötning och ett års dödlighet är 15% i hela världen¹. Därför finns det ett långvarigt incitament att regenerera myokardiet i prekliniska djurmodeller i syfte att översätta till försök^{på människa 2,3,4,5,6,7,8,9}. De senaste framstegen inom 3D-bioprinting av stamceller eller stamceller-härledda hjärtceller har fått uppmärksamhet som en lovande strategi för att regenerera myokardiet^{2,3,9,10,11,12}.

De första mänskliga säkerhetsprövningar tillämpa patchar för att regenerera hjärtat har rapporterats, med autolog benmärg mononukleära celler upphängda i kollagen eller embryonala stamceller-härledda hjärt stamceller stamceller i fibrin, transplanteras till epikarden^7,8,13. Men för en mer exakt, skalbar, automatik och reproducerbar metod, 3D-bioprinting av optimerade hydrogel patchar som skall tillämpas på episslapsial yta i hjärtat är en lovande strategi för att regenerera myokardiet för patienter som annars skulle behöva en hjärttransplantation^2,10,11,12.

Innan översättning till försök på människa kan ske behövs prekliniska djurstudier. Prekliniska in vivo-modeller som bedriver regenerering av hjärtmuskeln har rapporterats hos^{grisar 5},^{får 14},^{råttor 6} och möss⁴. En vanlig modell av hjärtinfarkt (MI) hos möss använder permanent ligatur av vänster främre fallande (LAD) koronarkärl^15,16. Bland de olika stammar av möss som används, permanent LAD ligering i C57BL6 möss har en acceptabel överlevnad och typiskt presenterar konsekvent ombyggnad och hjärt förändringar efter MI¹⁶. I gnagare modeller, flera tillvägagångssätt har beskrivits där hjärtvävnad har tillämpats på hjärtat i jakten på effektiv regenerering av skadade myokardium^4,6,17. Medan stora djur fortfarande utgör en mer kliniskt relevant modell för att testa hjärt regenerativa^{egenskaper 5,14}, mångsidigheten och genomförbarheten av musmodellen lämpar sig för detta snabbrörliga område av studien. Detta kan undvika några av de fallgropar som är typiska för stora djurstudier, inklusive (men inte begränsat till): 1) hög djurdödlighet (om inte diagonala kranskärl är ligerade vilket leder till oförutsägbara segmental infarcts¹⁴, eller den distala änden av LAD är ockluderas följt av reperfusion i stället för permanent ligation⁵); 2) etiska frågor med den relativt ökade skada som orsakas av stora djurprotokoll jämfört med möss¹⁸; 3) ökade kostnader och / eller genomförbarhetsfrågor, till exempel den relativa otillgängligheten av stora djurutrustning såsom MRI-skannrar¹⁴. Det är också viktigt att tänka på att med tanke på den omfattande varaktighet och engagemang som är typisk för stora djurstudier, har de potential att bli föråldrade innan de är färdiga, särskilt med den snabba utvecklingen som är typisk för detta område. Till exempel är det först nyligen som den kritiska roll som inflammatoriska celler och medlare i regleringen av hjärtregenerering har uppstått^19,20. Dessutom har den kritiska roll som prekliniska studier, såsom små djurmodeller, har lyfts fram av en Lancet kommissionen som ett viktigt steg för att få robust kunskap innan de flyttar till mänskliga försök²¹.

För att underlätta framsteg i förståelse mekanismer och optimera villkoren för patch-baserade hjärt regenerering metoder in vivo, presenterar vi en ny metod som beskriver en “scoop och drapera” metod för att tillämpa en 3D-bioprinted alginatit/gelatin hydrogel patch på ytan av infarcted hjärtan i C57BL6 möss. Syftet med detta tillvägagångssätt är att tillhandahålla en mångsidig in vivo-modell för att testa 3D-biotryckta plåster som sannolikt är genomförbara i breda forskningssammanhang för det snabbt föränderliga området hjärtregenerering². Denna metod skulle kunna anpassas till testplåster som genereras av icke-bioprinting metoder, olika hydrogels och autologa eller allergiframkallande stamceller-härledda celler inom plåster in vivo. Men detaljerad hänsyn till bioprinting, hydrogels eller celltyper är utanför ramen för denna studie som fokuserar på kirurgisk transplantation metoden.

Fördelarna med protokollet inkluderar att hjärtinfarkt och tillämpning av en bioprinted patch utförs i ett kirurgiskt ingrepp som kan utföras snabbt, med lättillgängliga, kostnadseffektiva laboratorieverktyg och med en relativt låg dödlighet. Det möjliggör också vanligtvis ett högre antal djur än stora djurmodeller i ett mindre utrymme, vilket möjliggör robust jämförelse av flera experimentella grupper, särskilt användbart för flera gruppjämförelse in vivo. Å andra sidan har detta protokoll de nackdelar som: 1) musmodellen är mer avlägsen från människans hjärta storlek, anatomi och fysiologi än i stora djurmodeller och det inte direkt översätta till människor; 2) den murine LAD grenar proximally, med betydande variabilitet mellan enskilda möss, vilket leder till infarct storlek variabilitet (ett problem som delas med stora djurmodeller); 3) plåstret måste appliceras över hela främre hjärtat yta, vilket är mindre exakt än att tillämpa över en specifik infarct område; och 4) plåstret appliceras omedelbart vid tidpunkten för MI (för humant bruk är det sannolikt att vara mer kliniskt användbart för att utveckla ett plåster för applicering på de kroniskt infarcted sviktande hjärtmånaderna efter den inledande MI¹⁴).

Icke desto mindre, om det väljs på lämpligt sätt enligt hypotesen testas, kan detta protokoll ge kritiska in vivo-data snabbt, med höga n-nummer, på ett sätt som är förenligt med material, budget och expertis som finns i de flesta laboratorier. Jämfört med stora djurmodeller är det en in vivo-modell som är tillräckligt mångsidig för att anpassa sig till nya 3D-bioprintingtekniker (till exempel genom den relativa lättheten att utföra pilotstudier för att testa genomförbarhet och säkerhet innan man går över till större djurmodeller). Det skulle vara väl lämpad för forskare som vill generera in vivo data effektivt och billigt, kanske kör flera jämförelser av 3D-biotryckta patchar med olika bioprinting parametrar, celler eller hydrogeler i plåstrna. Det skulle vara särskilt användbart för att testa interaktioner av olika blandningar av stamceller och stamceller-härledda celler med hydrogeler in vivo utan överskottssvinsage av dyra cell härstamningar eller andra material som kan uppstå om du använder storskaliga fläckar. Att använda en musmodell skulle också underlätta testning av plåster som innehåller artkompatibla celler och stamceller eller celler som härrör från människor, där enhetliga möss med en specifik immunbrist är önskvärda. Dessutom kan testning i genetiskt modifierade musstammar göra det möjligt för forskare att isolera effekterna av specifika gener på signalvägar och i specifika celltyper som är relevanta för hjärt-kärlsjukdom, vilket för närvarande inte skulle vara möjligt i en stor djurmodell.

Protocol

Alla förfaranden som beskrivs i detta experiment godkändes av Djurets etikkommitté vid Northern Sydney Local Health District, NSW, Australien (projektnummer RESP17/55). 1. Anestesi och intubation OBS: Sätt på och sätt upp stereomikroskopet, värmedynan (täckt med ett absorberande ark) och ventilatorsystem. Rengör handskar, operationsområdet, och verktygen med 70% etanol. Väg musen för att beräkna doseringen av anestesi som injiceras av intraperitoneal vägen (ketamin 40 mg/kg, xylazin 5 mg/kg, atropin 0,15 mg/kg) och ge injektionen. När musen når ett djupt plan av anestesi, raka den ventrala vänstra sidan av bröstkorgen med en trimmer. Placera musen i en kammare som innehåller 2% isofluran (säkerställa tillräcklig utsugsventilation i rummet).OBS: Den relativt låga dosen ketamin/xylazininjektion tillsammans med inandning med 2 % isofluran minskar risken för att dö av musen samtidigt som optimal intubation tillåts utan att musen väcks. Placera musen supine och hindra den från dess övre framtänder tänder med en 3,0 sutur tejpade till bänken, som visas i videon. Bekräfta sedering genom att utföra en tå nypa. Placera en högintensiv belysningsanordning ovanför mushalsen så att orofarynxen kan visualiseras.OBS: Alternativt kan musen placeras på stativet från intubationssatsen (t.ex. Kent Mouse Intubation Kit) med ett elastiskt band som är säkrat under de övre framtängarna för att hålla munnen öppen för att identifiera luftstrupen. Använd en böjd spatel för att öppna käken och ett annat par spatlar / trubbiga tåtaningar för att lyfta tungan försiktigt ur vägen. Var noga med att intubera medan du är placerad på eller något under ögonhöjd med musens kropp. Visualisera stämbandens öppning och stängning. När du är öppen, för in den 20 G plastkateter som medföljer intuberingssatsen. Överför försiktigt intuberad musen till en driftsyta utrustad med en värmedyna. Anslut musen till ventilatorn (t.ex. MouseVent) som automatiskt ställer in målvolymen baserat på musvikt. Leverera 1,5-2% isofluran med syre (som automatiskt regleras av ventilatorn: se till att det finns en anslutning från en syrecylinder till den automatiska ventilatorn vid 1-2 L/min flödeshastighet till ventilatorn). Verifiera intubationen genom att kontrollera om det finns bilateralt bröststeg. Verifiera anestesi genom att utföra en tå nypa. Applicera opthalmic salva (t.ex. Puralube Vet Opthalmic Salva) på båda ögonen för att förhindra att de torkar ut. 2. Förbereda operationsfältet Säkra intuberingsröret med tejp på anslutningsstället mellan ventilatorn och andningsröret/katetern. Skär en längre bit tejp och säkra dess vänstra främre fot till operationsytan i ett lätt förhöjt läge. Tejpa också ner de andra extremiteterna. Rengör bröstet med steril 70% isopropanol och povidone jodlösning, rengöring i en cirkulär rörelse som rör sig från centrum till periferi. Verifiera anestesi en gång till med en tå nypa. Administrera 0,08 mg/kg Temvet (buprenorfin) i 0,1 mL på 0,9% saltlösning via subkutan injektion. 3. Vänster lateral thoracotomy Använd finspets-forceps för att försiktigt lyfta huden på en punkt som är ungefär 5 mm till vänster om det framträdande xiphoidbrosket. Använd kirurgisk sax för att skapa ett superomedial snitt i huden från denna punkt uppåt och mot mittlinjen, till nivån för manubrium. Använd böjda tärningar för att varsamt separera hud- och muskelskikten. Öppna muskellagret, efter huden snitt. Identifiera och göra ett snitt i det tredje intercostal utrymmet, efter den naturliga vinkeln på bröstkorgen. Använd ett upprullningsdon för att försiktigt sprida isär 3:e och 4:e revbenen. Ta försiktigt bort det tunna hjärtsäcken med träckor. Om LAD inte visualiseras, tryck försiktigt den vänstra auricle (se Kompletterande Figur 1) uppåt och lokalisera kranskärlen under. 4. Vänster främre fallande (LAD) permanent kranskärlsliger Skär en ~3 mm lång 3-0 siden sutur och lägg detta förstärkande 3-0 siden suturstycke ovanpå LAD i samma riktning som LAD(som visas i videon vid tidpunkt punkt 02:12 – 02:20). Identifiera LAD och passera en 7-0 siden sutur under LAD. Om LAD inte är tydligt visualiseras, sätt nålen 1 mm sämre och mediala till sämre punkt nås av spetsen på vänster auricle under dynamisk rörelse av hjärtat.OBS: Denna struktur är en ljusare färg röd till ventrikulära kamrarna i hjärtat men mörkare än den intilliggande lungan och är bäst visualiseras i videon vid tidpunkt punkt 01:54 – 01:55 där det är synligt bara sämre än den överlägsna armen av upprullningsdonet, överlägsen den vänstra lungan (se Tilläggsfigur 1 för kommenterad video stillbild). Komplettera två kast med suturen med 7-0 siden och stäng den tätt förbi på toppen av den stödjande 3-0 sidensuturen för att säkra LAD. Om ligeringen lyckas kommer det främre ventrikulära området distala från ligaturen att blanchera. Slutföra knut med ett tredje kast i motsatt riktning för att säkra den, se till att ingen uppåtgående dragkraft överförs till suturen. Ytterligare kast krävs inte för att minska risken för skador på myokardiet eller LAD genom suturskärning genom. 5. Transplantation av den biotryckta plåstret på det episkaardium Flytta försiktigt det biotryckta plåstret från en sex brunnsplatta till infarctområdet genom att använda den sterila insidan av ett öppnat kirurgiskt skalpellpaket. Placera försiktigt den biotryckta plåstret på den främre episteriala ytan, där den ska täcka hela ytan och drapera över de sämre och laterala kanterna, som täcker den vänstra ventrikeln och infarctzonen (blancherat område). Stäng försiktigt och ta bort upprullningsdonet utan att rikta skarpa kanter mot hjärtat. Använd 6-0 prolene suturer i ett enkelt avbrutet mönster för att stänga bröstkorgen och muskellagren. Med Sigh Breath-funktionen medan du stänger bröstet med 6-0-prolene suturerna, blåsa upp lungorna för att avlägsna överflödig luft i pleurahålan, som annars skulle fastna i brösthålan och resultera i en lungkollaps. Se till att bröstet är tätt förseglat. Minska isofluranen till 1,0%. Stäng huden med 6-0 prolene suturer i ett enkelt avbrutet mönster. Stäng av isoflurane VAPORIZER. 6. Mus återhämtning Lokalt applicera 2 mg/mL bupivacaine i 0,9% saltlösning till snittet. Administrera också: i) Antisedan (atipamezol) 1 mg/kg; ii) Lasix (furosemide) 8 mg/kg; iii) 600 μL av 0,9% saltlösning via en subkutan injektion.OBS: Antisedan är att vända bedövningen snabbare; furosemide är att avlasta överflödig vätska på grund av hjärtminutvolym kompromiss och ytterligare vätska administreras med läkemedelsinjektioner. Övervaka musen och vänta tills oberoende andning observerats för att ta bort musen från intuberingsröret. När musen visar en tillräcklig bilateral andningsfrekvens och djup och svarar på en tå nypa, placera musen i en ren återhämtning bur placeras på en värmedyna. Förse musen med fuktig mat (fuktad för tuggbarhet), en vattenflaska och näringsämne/återfuktande gel. Övervaka för en överdriven andning ansträngning, överdriven blödning, eller andra potentiellt livshotande komplikationer. Under de kommande tre dagarna administrerar du 0,08 mg/kg Temvet (buprenorfin) i 0, 1 mL på 0, 9 % saltlösning via subkutan eller intraperitoneal injektion, två gånger dagligen, sedan en gång dagligen fram till den femte dagen efter ingreppet. Husmöss i par åtskilda av buravdelare för att förhindra isolering samtidigt som man förhindrar stridsbeteenden. Övervaka möss åtminstone dagligen fram till slutet av experimenten (28 dagar) med stor uppmärksamhet på deras välbefinnande och ökad övervakningsfrekvens om det finns några problem.

Representative Results

Vid transplantation tillät korrigeringsfilens viskositet vid rumstemperatur (utan att ytterligare crosslinker applicerades) att den kunde ‘drapera’ över hjärtats konturer (Figur 1) och röra sig dynamiskt med hjärtcykeln. Efter operationen lämnade vi plåsterna i 28 dagar in vivo som studier har funnit detta vara en lämplig tidsperiod som möjliggör plåster effekter på värd hjärt funktion3,4 (även om det har rapporterats att full funktionella effekter inte kan ses förrän tre månader efter transplantation)22. Fotografiet av ett plåster som visas in situ på ett mushjärta i figur 1 togs omedelbart efter appliceringen, som visar plåstrets förmåga att drapera över hjärtat vid transplantation. Detta representativa resultat visar att hydrogelen tillåter plåstret att forma till konturerna av hjärtat och där överdriven spänning uppstod hydrogel kunde dela som visas av den nakna (hydrogel-fri) trekantiga området i figur 1 (anges av en svart stjärna i bilden). Överlevnadsdata (Kaplan-Meier-överlevnadskurvor) visas i figur 2 jämfört med möss som genomgår ett skenförfarande (passage av en nål och sutur under LAD utan ligering följt av stängning av muskistan). Figur 1: Ett bioprinted hjärtplåster som appliceras på epipiumet hos ett C57BL6-mushjärta. Ett 10 mm x 10 mm x 0,4 mm biotryckt plåster (omedelbart efter transplantation) som innehåller hydrogel (alginate 4% (w/v)/gelatin 8% (w/v) i media) visas draperad över det infarcted området och som håller sig till den epistiella ytan (vita pilspetsar och prickade linjer = gränsen för plåstret). Plåstret viskositet gör det möjligt att mögel till konturerna av hjärtat och där överdriven spänning uppstod vid den överlägsna aspekten plåstret har delat för att göra en triangulär kala området som inte omfattas av hydrogel (svart stjärna). Vänligen klicka här för att visa en större version av denna figur. Figur 2: Kaplan-Meier överlevnadsanalys genom 28 dagar efter MI. Nio möss i procedurgruppen dog (n=38) för att ge en total mortalitet på 24 %. Vänligen klicka här för att visa en större version av denna figur. Kompletterande figur 1: Video stillbild (video tidspunkt 01:54 – 01:55) som visar den vänstra auricle (vänster förmaksbihang). Pilen pekar på den inferomedial spetsen av vänster auricle som är synlig som en triangulär struktur vid den överlägsna vänstra kanten av hjärtat. I fall LAD inte är tydligt visualiseras, spetsen på vänster auricle kan användas som ett landmärke för nål inträde att passera en sutur under LAD. Ingångspunkten är 1 mm sämre och mediala till den inferiormost punkten spetsen av vänster auricle når under dynamiska rörelser i hjärtat (svart pil visar inferomedial spetsen av vänster auricle). Vänligen klicka här för att ladda ner denna siffra.

Discussion

Metoden underlättar för operatören att effektivt transplantera en bioprinted patch genom att applicera den på den epispiska ytan av en infarcted mus hjärta efter permanent LAD ligering. I denna genomförbarhetsfokuserade metod kan vi utföra denna procedur på åtta möss per arbetsdag (inklusive beredning av rummet före och efteråt). En bioprintingkörning som producerar åtta 1 cm^{2 plåster} i brunnar av sex-brunnsplattor tar 2-3 timmar (inklusive tillredningstid före och efter). Vi använde den sterila insidan av en kirurgisk skalpell paket som skopa för vårt plåster, som är lättillgänglig och i allmänhet lägger minimal kostnad, utnyttja den naturliga självhäftande egenskaper alginat/gelatin hydrogel patch att drapera plåstret över den främre infarcted ytan av hjärtat. Enligt vår erfarenhet är protokollet för LAD-ligering hos möss operatörsberoende och en lägre dödlighet på 28 dagar kan uppnås med erfarna operatörer specialiserade på en modell. Van den Borne et al.¹⁶ rapporterade att C57BL6 möss presentera en 44% dödlighet efter permanent LAD ligering vid 28 dagar utan tillämpning av ett plåster, vilket är högre än den övre gränsen på 30% som vi observerade med metoden.

Intubationssteget är kritiskt och i sig kan vara en källa till dödlighet för möss om det inte utförs av en skicklig operatör. Det försvåras på grund av den lilla storleken på luftstrupen, varför förstoringsglas bärs av operatören för detta steg. Vi använder injicerade ketamin/xylazin samt inhalerade isofluoran för induktion av bedövningsmedel så att musen är djupt sövd vid relativt låga doser av varje läkemedel. Därför finns det ingen risk för musen att vakna upp under denna intubation steg men den höga dödligheten i samband med höga enstaka läkemedel doser undviks. Atropin gavs också för att motverka biverkningar såsom bradykardi och hypersalivation. Användningen av en spotlight appliceras på halsen externt lyser upp luftstrupen internt så det är mer synligt och stämbanden måste visualiseras öppning och stängning med musens andningsfrekvens (vanligtvis ~ 120 andetag per minut). Det är viktigt att placera musen perfekt (vilket är anledningen till en hård yta är att föredra snarare än en värmande matta under musen för detta steg) med de två framtänder tänder som innehas av en loopad tråd och tungan indragen extremt försiktigt med trubbiga tångar / par spatlar för att öppna munnen och visualisera luftstrupen. När intubationen är avslutad måste operatören vara försiktig så att röret inte rubbas i överföringen från intubationsområdet till operationssängen (som har en värmematta under den för att förhindra hypotermi). När andningsröret ansluts till ventilatorapparaten är det kritiskt att stabilisera röret med ena handen och ansluta ventilatorkretsen med den andra, så att det sker minimal rörelse hos andningsröret som att trycka in det djupare i luftstrupen när du ansluter slangens ventilatorsegment.

I denna studie använde vi alginat 4% (v/v)/gelatin 8% (w/v) i Dulbeccos Modified Eagle Medium (DMEM). Alginat/gelatin hydrogels är kända för sin biokompatibilitet, låg kostnad och biomekaniska egenskaper vilket gör dem användbara för 3D vävnadstekniska^{strategier 23}. Dessa hydrogeler kan korsas av mild gelation genom att tillsätta kalciumjoner, vilket gör det möjligt att ändra viskositeten. Efter bioprinting applicerade vi kalciumklorid (CaCl 2 )_2%(w/v) i fosfatbuffrad saltlösning (PBS) på plåster och sedan odlade dem i DMEM i sex brunnsplattor i 7-14 dagar innan du transplanterar dem. Detta var det optimala fönstret efter patchar som innehåller hjärtceller började slå i kultur men innan patchar började upplösas. Medan CaCl₂ kunde läggas till regelbundet under hela efter bioprinting fasen för att minska plåster sönderfall, fann vi att den inneboende viskositeten i hydrogel var tillräcklig för plåster för att behålla sin struktur upp till transplantation med endast en initial dos av CaCl₂.

Den metod som tillåts för framgångsrik transplantation utan suturer (som kan skada hjärtat) eller lim (som kan blockera gränssnittet mellan plåstret och hjärtat). Framtida studier kan bekräfta hypotesen att suturlös och limlös transplantation inte negativt påverkar engraftment hos möss eftersom det är kritiskt att plåstret inte glider av hjärtat eller stör lungorna. Andra studier som bedömt engraftation av plåster i permanenta LAD-ligeringsmodeller med patchbaserad reparation³ har mätt engrafted area (mm²) kvar med tid²⁴, den ympade plåstertjockleken (μm) reminering med tid²⁵, kvantifiering av transplanterade celler genom polymeraskedjereaktion (PCR)²⁶ eller bioluminescence fotone utsläpp flux av märkta levande givare celler (ett mått på fotoner som avges per sekund som kan kvantifiera märkta ympade celler överlevande i levande djur över tiden)²⁷. Framtida studier kan använda dessa metoder för att ytterligare utvärdera om suturlös och limlös transplantation påverkar plåsterens engraftment (samt strukturella och funktionella effekter på värddopokardium). Icke desto mindre, macroscopically efter 28 dagar in vivo i våra immunkompetenta möss, de främre mediastinum fram variabel fibrinous material och adhesions. Mekanismen för patch-baserade hjärt regenerering kan vara från stimulering av värd makrofag inflammatoriska svar¹⁹ eller utsöndras immunologiska^{faktorer 20} snarare än numerisk cell påfyllning. Om inflammation spelar en positiv roll, kan förekomsten av främmande hydrogelmaterial vara fördelaktigt. Alternativt, för att minska förekomsten av främmande material kan det vara fördelaktigt om hydrogelkomponenten sönderfaller över tiden. I själva verket, vissa metoder använder biomaterial som stöder celler initialt och sedan sönderfaller, lämnar endast vävnad^28,29. Framtida studier för att fullt ut analysera patch engraftment och bättre förstå mekanismerna bakom patch-baserade hjärt regenerering kan leda till optimerad experimentell design före översättning till mänskliga försök².

Sammantaget är detta protokoll sannolikt att vara allmänt genomförbart och även lämpade för att testa flera grupper av 3D bioprinted patchar, till exempel med olika cellulära innehåll. Framtida riktningar för denna metod inkluderar bioprinting av plåster som innehåller avancerade hydrogels som inte tidigare testats in vivo eller testa effekterna av olika autologa eller allergiframkallande stamceller-härledda celler, för optimering innan du fortsätter till stora djurmodeller.

Materials

3-0 non-absorbable black braided treated silk	Ethicon	232G
6-0, 24” (60 cm) Prolene (polypropylene) suture, blue monofilament	Ethicon	8805H
7-0, 18” (45 cm) silk black braided	Ethicon	768G
Adjustable stereo microscope with 6.4x magnification	Olympus	SZ 3060 STU1
Anitisedan (atipamezole)	Zoetis	N/A
Atropine suplhate 0.6 mg, 1 mL vials, 10 pack	Symbion Pharmacy Services	ATRO S I2
Bupivacaine, 20 mL, 5 vials	Baxter Heathcare	BUPI I C01
Temvet (buprenorphine), 300 µg/mL, 10 mL bottle	Troy Laboratories	TEMV I 10
Curved-tip forceps	Kent Scientific	INS650915-4	Iris dressing forceps, 10 cm-long curved dressing forceps; 0.8 mm serrated tips; stainless steel.
Dissecting scissors for cutting muscle/skin	Kent Scientific	INS600393-G	Dissecting scissors, straight, 10 cm long
Endotracheal intubation kit	Kent Scientific	ETI-MSE	Including intubation catheter/tube (20 G), fibre-optic light source and dental spatula
Fine scissors	Kent Scientific	INS600124	McPherson-Vannas micro scissors, 8 cm long, straight, 0.1 mm tips, 5 mm blades; stainless steel.
Lasix (furosemide) 20 mg, 2 mL, 5 pack	Sigma Company	LASI A 1
Heat pad for animal recovery post-op	Passwell	PAD	Passwell Cosy Heat Pad for Animals – 26cm x 36cm; 10 Watts; Soft PVC Cover
Ketamine 100 mg, 50 mL	CEVA Animal Heath	KETA I 1
Needle holder	Kent Scientific	INS600137	Castroviejo needle holder, serrated, 14 cm long, 1.2 mm jaws with lock
PhysioSuite with MouseVent G500 automatic ventilator	Kent Scientific	PS-MVG
Puralube Vet Opthalmic Ointment (sterile occular lubricant)	Dechra	17033-211-38
Self-retaining toothed mouse retractor	Kent Scientific	INS600240	ALM serrated self-retaining retractor, 7 cm long
Straight forceps	Kent Scientific	INS650908-4	Super fine dressing forceps, 12.5 cm Long, serrated tips, 0.35 x 0.10 mm; stainless steel.
Surgical magnifying glasses	Kent Scientific	SL-001
VetFlo vaporizer	Kent Scientific	VetFlo-1205S-M
Xylazine 100 mg, 50 mL	Randlab	XYLA I R01