Summary

फेफड़ों की बीमारी के इलाज के लिए नवजात कृन्तकों में दवाओं के इंट्राट्रेचियल इंस्टिलेशन के लिए एक न्यूनतम इनवेसिव विधि

Published: August 04, 2021
doi:

Summary

नवजात कृन्तकों की श्वासनली में सीधे दवाओं को डालने की यह तकनीक नवजात फेफड़ों की बीमारियों पर स्थानीय रूप से प्रशासित दवाओं या जैविक पदार्थों के प्रभाव का अध्ययन करने में महत्वपूर्ण है। इसके अतिरिक्त, इस विधि का उपयोग पशु मॉडल में फेफड़ों की चोट को प्रेरित करने के लिए भी किया जा सकता है।

Abstract

श्वासनली में सीधे डाली गई दवाओं के साथ नवजात कृंतक का उपचार स्थानीय रूप से प्रशासित दवा के प्रभाव का अध्ययन करने के लिए एक मूल्यवान उपकरण के रूप में काम कर सकता है। इसका सीधा ट्रांसलेशनल प्रभाव पड़ता है क्योंकि surfactant और दवाओं को फेफड़ों में स्थानीय रूप से प्रशासित किया जाता है। यद्यपि साहित्य में चिकित्सीय प्रयोगों में वयस्क चूहों और चूहों के न्यूनतम इनवेसिव ट्रांसओरल इंटुबैषेण का वर्णन करने वाले कई प्रकाशन हैं, नवजात चूहे के पिल्लों में इस दृष्टिकोण की कमी है। पिल्लों में ओरोट्रेचियल क्षेत्र / ग्रसनी का छोटा आकार स्वरयंत्र लुमेन (मुखर डोरियों) के विज़ुअलाइज़ेशन को मुश्किल बनाता है, जो इंट्राट्रेचियल ड्रग डिलीवरी की चर सफलता दर में योगदान देता है। हम इसके द्वारा नवजात चूहे पिल्ला के प्रभावी मौखिक इंटुबैषेण का प्रदर्शन करते हैं – एक तकनीक जो गैर-दर्दनाक और न्यूनतम-आक्रामक है, ताकि इसका उपयोग दवाओं के सीरियल प्रशासन के लिए किया जा सके। हमने चूहे के नवजात शिशुओं के श्वासनली के उद्घाटन की कल्पना करने के लिए एक रोशनी प्रणाली और एक आवर्धक लेंस के साथ एक ऑपरेटिंग ओटोस्कोप का उपयोग किया। दवा को तब एक पिपेट टिप से जुड़े 1 एमएल सिरिंज का उपयोग करके लगाया जाता है। इवांस ब्लू डाई प्रशासन का उपयोग करके वितरण विधि की सटीकता का प्रदर्शन किया गया था। इस विधि में प्रशिक्षित होना आसान है और श्वासनली में दवाओं को स्थापित करने के लिए एक प्रभावी तरीके के रूप में काम कर सकता है। इस विधि का उपयोग जानवरों में बीमारी की स्थिति का अनुकरण करने के लिए इनोकुलम या एजेंटों के प्रशासन के लिए भी किया जा सकता है और, विभिन्न फेफड़ों की बीमारियों के लिए सेल-आधारित उपचार रणनीतियों के लिए भी।

Introduction

समय से पहले पैदा हुए नवजात शिशुओं में फेफड़ों को खराब रूप से विकसित किया जाता है, जिसमें दीर्घकालिक वेंटिलेशन जैसे कई इंटरवेंशनल उपचारों की आवश्यकता होती है। ये हस्तक्षेप जीवित नवजात शिशुओं को बाद के अनुक्रम1 के उच्च जोखिम पर रखते हैं। प्रयोगात्मक पशु मॉडल विभिन्न रोग स्थितियों का अनुकरण करने, बीमारियों के पैथोबायोलॉजी का अध्ययन करने और चिकित्सीय हस्तक्षेपों का मूल्यांकन करने में एक महत्वपूर्ण उपकरण के रूप में कार्य करते हैं। भले ही चूहों, चूहे और खरगोश से लेकर प्री-टर्म मेमने और सूअरों तक पशु मॉडल की एक विस्तृत श्रृंखला उपलब्ध है, चूहे और चूहे सबसे अधिक उपयोग किए जाते हैं।

चूहों और चूहों का उपयोग करने का प्राथमिक लाभ अपेक्षाकृत कम गर्भावस्था की अवधि और कम लागत है। वे आसानी से उपलब्ध हैं, रोग मुक्त वातावरण में बनाए रखना आसान है, आनुवंशिक रूप से सजातीय है और अपेक्षाकृत कम नैतिक चिंता 2,3 है। कृंतक मॉडल का एक और प्रमुख लाभ यह है कि जन्म के समय नवजात पिल्ला फेफड़ों के विकास के देर से कैनालिकुलर / प्रारंभिक सैकुलर चरण में होता है जो रूपात्मक रूप से ब्रोंकोपल्मोनरी डिसप्लेसिया4 विकसित करने के लिए चल रहे 24 सप्ताह के अपरिपक्व नवजात मानव शिशु के फेफड़ों के बराबर होता है। इसके अलावा, जैसा कि उनके फेफड़ों का विकास तेजी से जीवन के पहले 4 हफ्तों के भीतर पूरा होने के लिए आगे बढ़ता है, एक उचित समय सीमा4 में प्रसव के बाद के फेफड़ों की परिपक्वता का अध्ययन करना संभव है। इन फायदों के बावजूद, चूहों और चूहे के पिल्लों का छोटा आकार विभिन्न हस्तक्षेपों के लिए चिंता का एक स्रोत है, जो अधिकांश शोधकर्ताओं को पिल्ले 5 के बजाय वयस्क जानवरों का उपयोग करने के लिए मजबूर करताहै। नवजात फेफड़े एक विकास के चरण में होते हैं और एक उकसाने वाले एजेंट के लिए एक नवजात शिशु की प्रतिक्रिया एक वयस्क से भिन्न होती है। यह मानव नवजात रोग की स्थिति का अध्ययन करने के लिए नवजात पशु मॉडल का उपयोग करना उचित बनाता है।

फेफड़ों को दवाओं / जैविक एजेंटों को प्रशासित करने के लिए विभिन्न तरीके हैं। इसमें इंट्रानेसल 6,7 या इंट्राट्रैचियल 8,9,10 इंस्टिलेशन के साथ-साथ एयरोसोल इनहेलेशन11,12 शामिल हैं। प्रत्येक दृष्टिकोण की अपनी तकनीकी चुनौतियां, फायदे, साथ ही साथ सीमाएंहैं। चिकित्सीय एजेंटों के प्रशासन के इंट्राट्रेचियल मार्ग को प्रणालीगत प्रभावों को दरकिनार करने वाले अंग में प्रत्यक्ष चिकित्सीय प्रभाव का अध्ययन करने के लिए प्राथमिकता दी जाती है। इस मार्ग का उपयोग उकसाने वाले एजेंटों के कारण फेफड़ों की विकृति का अध्ययन करने के लिए भी किया जा सकता है। ऐसा करने के लिए आक्रामक और न्यूनतम इनवेसिव दोनों तकनीकें हैं और वयस्कों में प्रदर्शन करना आसान है। हालांकि, पिल्लों में, जानवर के छोटे आकार के कारण, इंटुबैषेण प्रक्रिया से जुड़ी तकनीकी चुनौतियां हैं। वर्तमान अध्ययन चूहे के पिल्लों में एक सरल, सुसंगत, गैर-सर्जिकल इंट्राट्रैचियल इंस्टिलेशन (आईटीआई) विधि प्रस्तुत करता है जिसका उपयोग विभिन्न नवजात चिकित्सीय हस्तक्षेपों की प्रभावकारिता का अध्ययन करने के साथ-साथ नवजात श्वसन रोगों का अनुकरण करने वाले पशु मॉडल उत्पन्न करने के लिए किया जा सकता है।

Protocol

सभी प्रयोगों को केस वेस्टर्न रिजर्व यूनिवर्सिटी में संस्थागत पशु देखभाल और उपयोग समिति (प्रोटोकॉल # 2020-0035) द्वारा अनुमोदित किया गया था। सभी जानवरों को प्रयोगशाला जानवरों की देखभाल और उपयोग के लिए एनआईए?…

Representative Results

इवांस ब्लू के instillation सभी फुफ्फुसीय लोब (चित्रा 4A, बी) शामिल डाई के multifocal वितरण का पता चला. जैसा कि चित्र 4 में दिखाया गया है, हमारा परिणाम सभी लोबों के वितरण की प्रभावकारिता को दर्श…

Discussion

इंट्राट्रेचियल इनस्टिलेशन एक उत्कृष्ट विधि है जो श्वसन रोग हस्तक्षेप के साथ-साथ रोग मॉडल विकास के लिए मौजूदा तरीकों पर कई फायदे प्रदान करती है। यह एक त्वरित विधि है और अनुभव के साथ, प्रति जानवर 2-3 मिनट क…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

इस काम को R01HD090887-01A1 द्वारा NICHD से AH तक भाग में समर्थित किया गया था। लेखक डॉ पीटर मैक फर्लेन की प्रयोगशाला द्वारा प्रदान की गई सुविधाओं को भी स्वीकार करते हैं जैसे कि साँस लेना संज्ञाहरण / हीटिंग पैड सिस्टम। सुश्री कैथरीन मेयर की प्रणाली की स्थापना में मूल्यवान सहायता की सराहना की जाती है। अध्ययन के डिजाइन, संग्रह, विश्लेषण और डेटा की व्याख्या या पांडुलिपि लिखने में वित्त पोषण निकाय द्वारा कोई भूमिका नहीं निभाई गई थी।

Materials

Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA 314-13-6 Confirmation of drug administration into lungs
Ketamine Hydrochloride Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA Dispensed from Animal care facility For sedation
Operating Otoscope Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA 21770- 3.5V For visualization of vocal cords
Otoscope Rechargeable Handle Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA 71050-C
Pipette tip (Gel loading) Fisherbrand 02-707-139 Administering the drug
Platform for restraining (inclined plane) Animal care facility Dispensed from Animal care facility Wired roof of mice cage can be used
3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) 3M, St. Paul, MN, USA 1530-2
Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) BD Franklin Lakes, NJ , USA NBD2515 Administering the drug
Xylazine Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA For sedation

Riferimenti

  1. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020)
  2. Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
  3. Pinkerton, K. E., Crapo, J. D., Witschi, H., Brain, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. 95, 259-285 (1985).
  4. Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
  5. Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
  6. Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), 1438-1448 (2007).
  7. Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton’s jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
  8. Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
  9. Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
  10. Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
  11. Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, 1415-1427 (2010).
  12. Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
  13. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
  14. Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
  15. Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
  16. Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
  17. Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
  18. Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
  19. Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
  20. Chen, C. -. M., Chen, Y. -. J., Huang, Z. -. H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
  21. Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), 1146 (1981).
  22. Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
  23. Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
  24. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -. Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
  25. Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
  26. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
  27. Kim, J. -. S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
  28. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
  29. Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
  30. Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
  31. Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
  32. Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
  33. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
  34. Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
  35. Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
  36. Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
  37. Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
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Citazione di questo articolo
Sudhadevi, T., Ha, A. W., Harijith, A. A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease. J. Vis. Exp. (174), e61729, doi:10.3791/61729 (2021).

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