Summary
Lymfødem er ekstremitet hevelse forårsaket av lymfatisk dysfunksjon. Vi beskriver en kronisk murinhalemodell av lymfødem og den nye bruken av vev nanotransfeksjonsteknologi (TNT) for genetisk lastlevering til halen.
Abstract
Lymfødem er ekstremitet hevelse forårsaket av lymfatisk dysfunksjon. Den berørte lemmen forstørres på grunn av opphopning av væske, fett og fibrose. Det finnes ingen kur mot denne sykdommen. En mus hale modell som bruker en fokal full tykkelse hud eksisjon nær bunnen av halen, noe som resulterer i hale hevelse, har blitt brukt til å studere lymfødem. Imidlertid kan denne modellen resultere i vaskulær består og følgelig halenekrose og tidlig hevelse i halen, noe som begrenser den kliniske overførbarheten. Den kroniske murinhale lymfødem modellen induserer vedvarende lymfødem over 15 uker og en pålitelig perfusjon til halen. Forbedringer av den tradisjonelle murin hale lymfødem modellen inkluderer 1) presis full tykkelse eksisjon og lymfatisk klipping ved hjelp av et kirurgisk mikroskop, 2) bekreftelse av postoperativ arteriell og venøs perfusjon ved hjelp av høyoppløselig laser flekk, og 3) funksjonell vurdering ved hjelp av indocyanin grønn nær infrarød laser lymfangiography. Vi bruker også vev nanotransfeksjonsteknologi (TNT) for ny ikke-viral, transkutan, fokal levering av genetisk last til musehalevaskulaturen.
Introduction
Lymfødem er ekstremitet hevelse forårsaket av lymfatisk dysfunksjon. Den berørte lemmen forstørres på grunn av opphopning av væske, fett og fibrose1. Lymfødem rammer 250 millioner mennesker over hele verden2,3,4. Det anslås at 20-40% av pasientene som gjennomgår behandling for faste maligniteter, som brystkreft, melanom, gynekologiske / urologiske svulster eller sarkomer, utvikler lymfødem2,4,5. Morbiditet fra lymfødem inkluderer tilbakevendende infeksjoner, smerte og deformitet6. Det finnes ingen kur mot denne progressive, livslange sykdommen. Nåværende terapier er variaby effektive7 og inkluderer kompresjon, fullstendig dekongesiv terapi av fysioterapeuter, eksisjonsprosedyrer og mikrokirurgiske operasjoner, inkludert vaskulær lymfeknuteoverføring og lymfovenøs bypass7,8,9,10,11,12,13,14. Den ideelle behandlingen for lymfødem er ennå ikke oppdaget.
Å studere mekanismen og terapien av lymfødem har vært begrenset. Det er en gjennomsnittlig forsinket utbrudd av ett år etter lymfatisk skade15,16 og de fleste individer som opplever iatrogene fornærmelse med stråling og kirurgi utvikler ikke lymfødem4,6,17. Selv om store dyremodeller, inkludert hund, sau og gris har blitt beskrevet18,19,20, har musehalemodellen vært den mest brukte på grunn av letthet, kostnad og reproduserbarhet. Musemodeller for å undersøke lymfødem inkluderer en halemodell, diptheria-toksinmediert lymfatisk ablasjon og aksillær eller popliteal lymfeknute disseksjon21,22,23,24,25,26. De fleste halemodeller bruker et fokus, full tykkelse hudeksisjon med lymfatisk kanalklipping som utføres nær bunnen av halen22, noe som resulterer i hale hevelse og histologiske egenskaper som ligner menneskelig lymfødem24,27,28,29. Imidlertid løser standard murinhalemodell vanligvis spontan på så få som 20 dager og ledsages av periodisk halenekrose30. Lymfødem mus hale modellen strekker et vedvarende lymfødem utover 15 uker, demonstrerer bekreftet arteriell og venøs patency, og tillater funksjonell lymfatisk dysfunksjon vurdering.
En murinhalemodell av lymfødem gjør det mulig å evaluere nye terapeutiske behandlinger for å behandle lymfødem. Genbaserte strategier har blitt brukt i musemodellen formidlet av virale vektorer31,32. Vi bruker også en ny vev nanotransfection teknologi (TNT) for genetisk last levering til lymfedematous mus hale. TNT forenkler direkte, transkutan genlevering ved hjelp av en brikke med nanokanal i et hurtigfokusert elektrisk felt33,34,35,36. Modellen inkluderer bruk av TNT2.0 for å tillate brennvidde genlevering av potensielle genbaserte terapeutiske stoffer til lymfatisk skadested for musehalen35.
Protocol
Representative Results
Discussion
Lymfødem er kategorisert som en primær (medfødt) eller sekundær (iatrogene lymfatisk) skade38,39. Sekundært lymfødem består av 99% av tilfellene39. Sekundært lymfødem er oftest forårsaket av infeksjon (filariasis) eller post-onkologisk behandling med lymfadenektomi eller stråling4,39. En translasjonell dyremodell er utfordrende for sekundært lymfødem, da 70% av dyrene …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbeidet ble støttet av tilskuddsmidler fra American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship og Department of Defense W81XWH2110135 til AHH. Estetisk kirurgi Utdanning og forskning Foundation stipend til MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 og R01DK125835 til CKS.
Materials
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps – 1×2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors – Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
Riferimenti
- Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
- Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
- Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
- Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
- Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema–what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
- Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 2237-2249 (2012).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
- Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
- Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 209-218 (2016).
- Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
- Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
- Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 234-241 (2019).
- Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006–a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
- Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
- Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
- Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
- Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
- Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
- Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
- Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
- Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
- Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
- Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
- Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
- Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
- Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
- Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
- Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
- Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
