Bir Murine Kuyruk Lenfödem Modeli
Summary
Lenfödem, lenfatik disfonksiyondan kaynaklanan ekstremite şişmesidir. Lenfödemin kronik bir murine kuyruk modelini ve kuyruğa genetik kargo teslimatı için doku nanotransfeksiyon teknolojisinin (TNT) yeni kullanımını anlatıyoruz.
Abstract
Lenfödem, lenfatik disfonksiyondan kaynaklanan ekstremite şişmesidir. Etkilenen uzuv sıvı, yağ ve fibrozis birikimi nedeniyle büyür. Bu hastalığın tedavisi yoktur. Lenfödem çalışması için kuyruğun tabanına yakın bir odak tam kalınlıkta cilt eksizyonu kullanan ve kuyruk şişmesine neden olan bir fare kuyruk modeli kullanılmıştır. Bununla birlikte, bu model vasküler oluşur ve sonuç olarak kuyruk nekrozu ve erken kuyruk şişmesi çözünürlüğü ile klinik çevrilebilirliğini sınırlayabilir. Kronik murin kuyruk lenfödem modeli, 15 hafta boyunca sürekli lenfödemi ve kuyruğa güvenilir bir perfüzyonu indükler. Geleneksel murine kuyruk lenfödem modelinin geliştirmeleri arasında 1) cerrahi bir mikroskop kullanılarak hassas tam kalınlıkta eksizyon ve lenfatik kupür, 2) yüksek çözünürlüklü lazer benek kullanılarak ameliyat sonrası arteriyel ve venöz perfüzyonun onaylanması ve 3) kızılötesi lazer limphangiografisi yakın indocyanine yeşili kullanılarak fonksiyonel değerlendirme. Ayrıca genetik kargonun fare kuyruğu vaskülatına yeni viral olmayan, transkütan, odaksal teslimatı için doku nanotransfeksiyon teknolojisini (TNT) kullanıyoruz.
Introduction
Lenfödem, lenfatik disfonksiyondan kaynaklanan ekstremite şişmesidir. Etkilenen uzuv sıvı, yağ ve fibrozis birikimi nedeniyle büyür1. Lenfödem dünya çapında 250 milyon kişiyi etkiler2,3,4. Meme kanseri, melanom, jinekolojik/ürolojik tümörler veya sarkomlar gibi katı maligniteler için tedavi gören hastaların %20-40’ında lenfödemgeliştiğitahmin edilmektedir 2,4,5. Lenfödem morbidite tekrarlayan enfeksiyonlar, ağrı ve deformite içerir6. Bu ilerleyici, yaşam boyu süren hastalığın tedavisi yoktur. Mevcut tedaviler variaby etkili7’dir ve kompresyon, fizyoterapistler tarafından komple dekonjestif tedavi, eksizyonel prosedürler ve damarlı lenf nodu transferi ve lenfovenöz bypass 7 , 8 , 9,10,11,12,13,14dahil olmak üzere mikrocerrahi operasyonları içerir. Lenfödem için ideal tedavi henüz keşfedilmedi.
Lenfödem mekanizmasının ve tedavisinin incelenmesi sınırlı olmuştur. Lenfatik yaralanmadan sonra ortalama bir yıl gecikmeli başlangıç vardır15,16 ve radyasyon ve cerrahi ile iyatrojenik hakaret yaşayan çoğu birey lenfödemgeliştirmez 4,6,17. Köpek, koyun ve domuz da dahil olmak üzere büyük hayvan modelleri tanımlanmış olmasına rağmen18,19,20, fare kuyruk modeli kolaylık, maliyet ve çoğaltma nedeniyle en yaygın olarak uygulanmıştır. Lenfödemi araştırmak için fare modelleri bir kuyruk modeli, difteri-toksin aracılı lenfatik ablasyon ve aksiller veya popliteal lenf nodu diseksiyonu21,22,23,24,25,26içerir. Çoğu kuyruk modeli, kuyruğun tabanına yakın gerçekleştirilen lenfatik kanal kırpmalı bir odak, tam kalınlıkta cilt eksizyonu kullanır22, kuyruk şişmesi ve insan lenfödemi benzeri histolojik özelliklerle sonuçlanır24,27,28,29. Bununla birlikte, standart murine kuyruk modeli tipik olarak 20 gün gibi kısa bir sürede kendiliğinden çözülür ve periyodik kuyruk nekrozu30eşlik eder. Lenfödem fare kuyruk modeli, sürekli bir lenfödemi 15 haftanın ötesine uzatır, doğrulanmış arteriyel ve venöz açıklığı gösterir ve fonksiyonel lenfatik disfonksiyon değerlendirmesine izin verir.
Lenfödemin bir murine kuyruk modeli, lenfödemi tedavi etmek için yeni terapötiklerin değerlendirilmesini sağlar. Viral vektörlerin aracılık ettiği fare modelinde gen bazlı stratejiler kullanılmıştır31,32. Lenfömatöz fare kuyruğuna genetik kargo teslimatı için yeni bir doku nanotransfeksiyon teknolojisi (TNT) de kullanıyoruz. TNT, hızlı odaklanmış bir elektrik alanında nanokanelli bir çip kullanarakdoğrudan,transkütan gen iletimini kolaylaştırır33,34,35,36. Model, potansiyel gen bazlı terapötiklerin fare kuyruğunun lenfatik yaralanma bölgesine odak gen teslimatına izin vermek için TNT2.0’ın kullanılmasını içerir35.
Protocol
Representative Results
Discussion
Lenfödem primer (konjenital) veya sekonder (iyatrojenik lenfatik) yaralanma olarak kategorize edilir38,39. sekonder lenfödem olguların %99’unu oluşturur39. sekonder lenfödem en sık lenfadenektomi veya radyasyon ile enfeksiyon (filariasis) veya onkolojik sonrası tedaviden kaynaklanır4,39. Lenfadektomi ve radyasyonla tedavi edilen hayvanların% 70’i lenfödem elde etmediği i…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma, Amerikan Plastik Cerrahlar Birliği Akademik Bursu ve Savunma Bakanlığı W81XWH2110135 tarafından AHH’ye sağlanan hibe finansmanı ile desteklendi. Estetik Cerrahi Eğitim ve Araştırma Vakfı’nın MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 ve R01DK125835’e CKS’ye hibesi.
Materials
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps – 1×2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors – Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
Riferimenti
- Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
- Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
- Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
- Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
- Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema–what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
- Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 2237-2249 (2012).
- Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
- Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
- Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
- Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
- Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 209-218 (2016).
- Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
- Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
- Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 234-241 (2019).
- Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006–a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
- Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
- Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
- Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
- Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
- Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
- Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
- Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
- Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
- Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
- Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
- Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
- Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
- Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
- Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
- Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
- Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
- Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
- Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
- Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
- Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
- Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
- Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
- Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
- Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).
