Summary

Mikrofluidisk modell för att efterlikna inledande händelse av neovaskularisering

Published: April 10, 2021
doi:

Summary

Här tillhandahåller vi ett mikrofluidiskt chip och ett automatiskt kontrollerat, högeffektivt cirkulationsmikrofluidiskt system som rekapitulerar den ursprungliga mikromiljön av neovaskularisering, vilket gör att endotelceller (ECs) kan stimuleras av hög luminal shearstress, fysiologisk nivå av transendotelflöde och olika vaskulär endoteltillväxtfaktor (VEGF) distribution samtidigt.

Abstract

Neovascularization initieras vanligtvis från en befintlig normal vaskulatur och biomekaniska microenvironment av endotelceller (ECs) i det inledande skedet varierar dramatiskt från följande process av neovascularization. Även om det finns gott om modeller för att simulera olika stadier av neovaskularisering, saknas fortfarande en in vitro 3D-modell som kapitulerar den ursprungliga processen för neovaskularisering under motsvarande stimuleringar av normala vaskulaturmikrovironment. Här rekonstruerade vi en in vitro 3D-modell som efterliknar den första händelsen av neovaskularisering (MIEN). MIEN-modellen innehåller ett mikrofluidiskt spirande chip och ett automatiskt styrsystem med hög effektiv cirkulation. En funktionell, perfusable microchannel belagda med endotel bildades och processen att spira simulerades i mikrofluidic spirande chip. Den ursprungligen fysiologiska mikromiljön av neovascularization recapitulated med det mikrofluidiska kontrollsystemet, genom vilket ECs skulle utsättas för hög luminal shear stress, fysiologiska transendotelial flöde och olika vaskulär endotel tillväxtfaktor (VEGF) distributioner samtidigt. MIEN-modellen kan enkelt tillämpas på studier av neovaskulariseringsmekanism och har ett potentiellt löfte som en billig plattform för läkemedelsscreening och toxikologiska tillämpningar.

Introduction

Neovascularization händer i många normala och patologiska processer1,2,3,4, som inkluderar två stora processer hos vuxna, angiogenes och arteriogenesis5. Förutom de mest kända tillväxtfaktorerna, såsom vaskulär endoteltillväxtfaktor (VEGF)6, mekaniska stimuleringar, i synnerhet blodflödet inducerad savspänning, är viktigt vid regleringen av neovaskularisering7. Som vi vet varierar omfattningen och formerna av saxstress dramatiskt och dynamiskt i olika delar av vaskulaturen, vilket resulterar i viktiga effekter påkärlceller 8,9,10,11,12. Tidigare studier har visat att shear stress kan påverka olika aspekter av ECs, inklusive cell fenotypiska förändringar, signaltransduktion, genuttryck, och kommunikationen med muralceller13,14,15,16,17,18,19,20; därför reglera neovaskularisering21,22,23,24.

För att bättre förstå neovaskularisering är det därför viktigt att rekonstruera processen i naturlig cellulär mikromiljö in vitro. Nyligen har många modeller etablerats för att skapa mikrokärl och ge exakt kontroll över mikromiljön25,26,27, och dra nytta av framsteg inom mikrotillverkning och mikrofluidisk teknik. I dessa modeller kan mikrokärl genereras av hydrogel28,29, polydimethylsiloxane (PDMS) mikrofluidiska chips30,31,32 eller 3D bioprinting33,34. Vissa aspekter av mikromiljön, såsom luminal shear stress22,23,35,36, transendotelial flöde37,38,39,40, biokemisk gradient av angiogena faktorer41,42, stam / sträcka43,44,45, och samkulturerad med andra typer av celler32,46 har efterliknats och kontrollerats. Vanligtvis användes en stor reservoar eller sprutpump för att ge perfused medium. Transendotelflödet i dessa modeller skapades av tryckfall mellan reservoaren och mikroröret22,23,38,40. Den mekaniska mikromiljön var dock svår att upprätthålla hela tiden på detta sätt. Transendotelflödet skulle öka och sedan överstiga den fysiologiska nivån om ett högt flöde med hög savspänning användes för perfusion. Tidigare studie visade att vid den första perioden av neovaskularisering är hastigheten på transendotelflödet mycket låg på grund av de intakta ECs och källarmembranet, vanligtvis under 0,05 μm/s8. Under tiden, även om luminal shear stress i vaskulär systemet varierar kraftigt, är det relativt högt med medelvärden på 5-20 dyn/cm2,11,47. För närvarande har hastigheten på transendotelflödet i tidigare verk i allmänhet hållits mellan 0,5-15 μm/s22,38,39,40, och luminal shear stress var vanligtvis under 10 dyn / cm223. Det är fortfarande ett svårt ämne att ständigt utsätta ECs för hög luminal shear stress och fysiologisk nivå av transendotelial flöde samtidigt. 

I den aktuella studien beskriver vi en in vitro 3D-modell för att efterlikna den första händelsen av neovascularization (MIEN). Vi utvecklade ett mikrofluidiskt chip och ett automatiskt styrsystem, mycket effektivt cirkulationssystem för att bilda perfusionsmikrorör och simulera processen med att spira48. Med MIEN-modellen rekapituleras först mikromiljön för ECs som stimulerades vid den första perioden av neovaskularisering. ECs kan stimuleras av hög luminal shear stress, fysiologisk nivå av transendotelial flöde och olika VEGF distribution samtidigt. Vi beskriver stegen för att etablera MIEN-modellen i detalj och de viktigaste punkterna som ska uppmärksammas, i hopp om att ge en referens till andra forskare.

Protocol

1. Wafer förberedelse OBS: Detta protokoll är specifikt för SU-8 2075 negativ fotoresist som används under denna forskning. Rengör silikonskivan 3 till 5 gånger med metanol och isopropanol på en spincoater enligt följande: snurra först i 15 s vid 500 varv/min och snurra sedan i 60 s vid 3 000 varv/min. Överför kiselskivan till en kokplatta, som är förvärmd till 180 °C och grädda skivan i 10 minuter. Ta bort kiselskivan från värmeplattan och kyl d…

Representative Results

In vitro 3D-modellen för att efterlikna den första händelsen av neovascularization (MIEN) som presenteras här bestod av ett mikrofluidiskt spirande chip och ett mikrofluidiskt kontrollsystem. Det mikrofluidiska groddarchipet optimerades från tidigare publikationer22,23,37,40,51,52,53…

Discussion

Under lång tid har realtidsobservation av neovaskularisering varit ett problem. Flera metoder har utvecklats nyligen för att skapa perfused fartyg foder med ECs och intill extracellulär matris för spirande22,32,40,46,54, men den mekaniska mikromiljön är fortfarande svårt att upprätthålla ständigt. Det är fortfarande ett svårt ämne att efterlikna d…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av National Natural Science Research Foundation of China Grants-in-Aid (bidrag nr 11827803, 31971244, 31570947, 11772036, 61533016, U20A20390 och 32071311), Kinas nationella centrala forsknings- och utvecklingsprogram (bidrag nr 2016YFC1101101 och 2016YFC1102202), 111-projektet (B13003) och Beijing Natural Science Foundation (4194079).

Materials

0.25% Trypsin-EDTA Genview GP3108
Collagen I, rat tail Corning 354236
DAPI Sigma-Aldrich D9542
Electromagnetic pinch valve Wokun Technology WK02-308-1/3
Endothelial cell medium (ECM) Sciencell 1001
Fetal bovine serum (FBS) Every Green NA
Fibronectin Corning 354008
FITC-dextran Miragen 60842-46-8
Graphical programming environment Lab VIEW NA
Image editing software PhotoShop NA
Image processing program ImageJ NA
Isopropanol Sigma-Aldrich 91237
Lithography equipment Institute of optics and electronics, Chinese academy of sciences URE-2000/35
Methanol Sigma-Aldrich 82762
Micro-peristaltic pump Lead Fluid BT101L
Micro-syringe pump Lead Fluid TYD01
Oxygen plasma MING HENG PDC-MG
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
PBS (10x) Beyotime ST448
Permanent epoxy negative photoresist Microchem SU-8 2075
Phenol Red sodium salt Sigma-Aldrich P5530
Polydimethylsiloxane (PDMS) Dow Corning Sylgard 184
Poly-D-lysine hydrobromide (PDL) Sigma-Aldrich P7886
Polytetrafluoroethylene Teflon NA
Program software MATLAB NA
Recombinant Human VEGF-165 StemImmune LLC HVG-VF5
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich 1.06498
Stage top incubator Tokai Hit NA
SU-8 developer Microchem NA
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane Sigma-Aldrich 448931
TRITC Phalloidin Sigma-Aldrich P5285

Riferimenti

  1. Potente, M., Gerhardt, H., Carmeliet, P. Basic and therapeutic aspects of angiogenesis. Cell. 146 (6), 873-887 (2011).
  2. Barger, A. C., Beeuwkes, R. D., Lainey, L. L., Silverman, K. J. Hypothesis: vasa vasorum and neovascularization of human coronary arteries. A possible role in the pathophysiology of atherosclerosis. New England Journal of Medicine. 310 (3), 175-177 (1984).
  3. Homan, K. A., et al. Flow-enhanced vascularization and maturation of kidney organoids in vitro. Nature Methods. 16 (3), 255-262 (2019).
  4. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and angiogenesis in tissue engineering: beyond creating static networks. Trends in Biotechnology. 34 (9), 733-745 (2016).
  5. Carmeliet, P. M. J. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nature Medicine. 6 (4), 389-395 (2000).
  6. Yancopoulos, G. D., et al. Vascular-specific growth factors and blood vessel formation. Nature. 407 (6801), 242-248 (2000).
  7. Heil, M., Eitenmüller, I., Schmitz-Rixen, T., Schaper, W. Arteriogenesis versus angiogenesis: similarities and differences. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 10 (1), 45-55 (2006).
  8. Tarbell, J. M., Demaio, L., Zaw, M. M. Effect of pressure on hydraulic conductivity of endothelial monolayers: role of endothelial cleft shear stress. Journal of Applied Physiology. 87 (1), 261 (1999).
  9. Pedersen, J. A., Lichter, S., Swartz, M. A. Cells in 3D matrices under interstitial flow: Effects of extracellular matrix alignment on cell shear stress and drag forces. Journal of Biomechanics. 43 (5), 900-905 (2010).
  10. Pries, A. R., Secomb, T. W., Gaehtgens, P. Biophysical aspects of blood flow in the microvasculature. Cardiovascular Research. 32 (4), 654-667 (1996).
  11. Ballermann, B. J., Dardik, A., Eng, E., Liu, A. Shear stress and the endothelium. Kidney International. 54, 100-108 (1998).
  12. Stone, P. H., et al. Prediction of sites of coronary atherosclerosis progression: In vivo profiling of endothelial shear stress, lumen, and outer vessel wall characteristics to predict vascular behavior. Current Opinion in Cardiology. 18 (6), 458-470 (2003).
  13. Wragg, J. W., et al. Shear stress regulated gene expression and angiogenesis in vascular endothelium. Microcirculation. 21 (4), 290-300 (2014).
  14. Yoshino, D., Sakamoto, N., Sato, M. Fluid shear stress combined with shear stress spatial gradients regulates vascular endothelial morphology. Integrative Biology Quantitative Biosciences from Nano to Macro. 9 (7), 584-594 (2017).
  15. Chistiakov, D. A., Orekhov, A. N., Bobryshev, Y. V. Effects of shear stress on endothelial cells: go with the flow. Acta Physiologica. 219 (2), 382-408 (2016).
  16. Tarbell, J. M. Shear stress and the endothelial transport barrier. Cardiovascular Research. 87 (2), 320-330 (2010).
  17. Hergenreider, E., et al. Atheroprotective communication between endothelial cells and smooth muscle cells through miRNAs. Nature Cell Biology. 14 (3), 249 (2012).
  18. Chien, S. Mechanotransduction and endothelial cell homeostasis: the wisdom of the cell. American Journal of Physiology Heart & Circulatory Physiology. 292 (3), 1209 (2007).
  19. Qi, Y. X., et al. PDGF-BB and TGF-{beta}1 on cross-talk between endothelial and smooth muscle cells in vascular remodeling induced by low shear stress. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (5), 1908-1913 (2011).
  20. Chiu, J. J., Shu, C. Effects of disturbed flow on vascular endothelium: pathophysiological basis and clinical perspectives. Physiological Reviews. 91 (1), 327-387 (2011).
  21. Tressel, S. L., Huang, R. P., Tomsen, N., Jo, H. Laminar shear inhibits tubule formation and migration of endothelial cells by an angiopoietin-2 dependent mechanism. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 27 (10), 2150-2156 (2007).
  22. Song, J. W., Munn, L. L. Fluid forces control endothelial sprouting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (37), 15342-15347 (2011).
  23. Galie, P. A., et al. Fluid shear stress threshold regulates angiogenic sprouting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (22), 7968-7973 (2014).
  24. Pipp, F., et al. Elevated fluid shear stress enhances postocclusive collateral artery growth and gene expression in the pig hind limb. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 24 (9), 1664-1668 (2004).
  25. Islam, M. M., Beverung, S., Steward, R. Bio-Inspired Microdevices that Mimic the Human Vasculature. Micromachines (Basel. 8 (10), (2017).
  26. Warren, K. M., Islam, M. M., Leduc, P. R., Steward, R. 2D and 3D mechanobiology in human and nonhuman systems. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (34), 21869 (2016).
  27. Pellegata, A. F., Tedeschi, A. M., De Coppi, P. Whole organ tissue vascularization: engineering the tree to develop the fruits. Front Bioeng Biotechnol. 6, 56 (2018).
  28. Nguyen, D. H., et al. Biomimetic model to reconstitute angiogenic sprouting morphogenesis in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (17), 6712-6717 (2013).
  29. Osaki, T., Sivathanu, V., Kamm, R. D. Crosstalk between developing vasculature and optogenetically engineered skeletal muscle improves muscle contraction and angiogenesis. Biomaterials. 156, 65-76 (2018).
  30. Ribas, J., et al. Biomechanical strain exacerbates inflammation on a progeria-on-a-chip model. Small. 13 (15), 1603737 (2017).
  31. Song, J. W., Bazou, D., Munn, L. L. Anastomosis of endothelial sprouts forms new vessels in a tissue analogue of angiogenesis. Integrative Biology Quantitative Biosciences from Nano to Macro. 4 (8), 857-862 (2012).
  32. Kim, J., et al. Engineering of a Biomimetic Pericyte-Covered 3D Microvascular Network. PLoS One. 10 (7), 0133880 (2015).
  33. Divito, K. A., Daniele, M. A., Roberts, S. A., Ligler, F. S., Adams, A. A. Microfabricated blood vessels undergo neoangiogenesis. Biomaterials. 138, 142-152 (2017).
  34. Lee, V. K., et al. Creating perfused functional vascular channels using 3D bio-printing technology. Biomaterials. 35 (28), 8092 (2014).
  35. Buchanan, C. F., Verbridge, S. S., Vlachos, P. P., Rylander, M. N. Flow shear stress regulates endothelial barrier function and expression of angiogenic factors in a 3D microfluidic tumor vascular model. Cell Adhesion & Migration. 8 (5), 517-524 (2014).
  36. Jr, S. R., Tambe, D., Hardin, C. C., Krishnan, R., Fredberg, J. J. Fluid shear, intercellular stress, and endothelial cell alignment. American Journal of Physiology Cell Physiology. 308 (8), 657 (2015).
  37. Kim, S., Chung, M., Ahn, J., Lee, S., Jeon, N. L. Interstitial flow regulates the angiogenic response and phenotype of endothelial cells in a 3D culture model. Lab on A Chip. , 4189-4199 (2016).
  38. Shirure, V. S., Lezia, A., Tao, A., Alonzo, L. F., George, S. C. Low levels of physiological interstitial flow eliminate morphogen gradients and guide angiogenesis. Angiogenesis. (6801), 1-12 (2017).
  39. Bazou, D., et al. Flow-induced HDAC1 phosphorylation and nuclear export in angiogenic sprouting. Scientific Reports. 6, 34046 (2016).
  40. Vickerman, V., Kamm, R. D. Mechanism of a flow-gated angiogenesis switch: early signaling events at cell-matrix and cell-cell junctions. Integrative Biology Quantitative Biosciences from Nano to Macro. 4 (8), 863 (2012).
  41. Song, J., et al. Microfluidic platform for single cell analysis under dynamic spatial and temporal stimulation. Biosens Bioelectron. 104, 58-64 (2018).
  42. Jeong, G. S., et al. Sprouting angiogenesis under a chemical gradient regulated by interactions with an endothelial monolayer in a microfluidic platform. Analytical Chemistry. 83 (22), 8454-8459 (2011).
  43. Steward, R. L., Tan, C., Cheng, C. M., Leduc, P. R. Cellular force signal integration through vector logic Gates. Journal of Biomechanics. 48 (4), (2015).
  44. Jing, Z., Niklason, L. E. Microfluidic artificial “vessels” for dynamic mechanical stimulation of mesenchymal stem cells. Integrative Biology Quantitative Biosciences from Nano to Macro. (12), 1487-1497 (2012).
  45. Zheng, W., et al. A microfluidic flow-stretch chip for investigating blood vessel biomechanics. Lab on A Chip. 12 (18), 3441-3450 (2012).
  46. Buchanan, C. F., et al. Three-dimensional microfluidic collagen hydrogels for investigating flow-mediated tumor-endothelial signaling and vascular organization. Tissue Engineering Part C Methods. 20 (1), 64 (2014).
  47. Pries, A. R., Secomb, T. W., Gaehtgens, P. Biophysical aspects of blood flow in the microvasculature. Cardiovascular Research. 32 (4), 654-667 (1996).
  48. Zhao, P., et al. Flow shear stress controls the initiation of neovascularization via heparan sulfate proteoglycans within biomimic microfluidic model. Lab on A Chip. 21, 421-434 (2021).
  49. Yamamura, N., Sudo, R., Ikeda, M., Tanishita, K. Effects of the mechanical properties of collagen gel on the in vitro formation of microvessel networks by endothelial cells. Tissue Engineering. 13 (7), 1443 (2007).
  50. Huxley, V. H., Curry, F. E., Adamson, R. H. Quantitative fluorescence microscopy on single capillaries: alpha-lactalbumin transport. American Journal of Physiology. 252 (1), 188 (1987).
  51. Kim, S., Lee, H., Chung, M., Jeon, N. L. Engineering of functional, perfusable 3D microvascular networks on a chip. Lab on A Chip. 13 (8), 1489-1500 (2013).
  52. Campisi, M., et al. 3D self-organized microvascular model of the human blood-brain barrier with endothelial cells, pericytes and astrocytes. Biomaterials. 180, 117-129 (2018).
  53. Polacheck, W. J., et al. A non-canonical Notch complex regulates adherens junctions and vascular barrier function. Nature. 552 (7684), 258-262 (2017).
  54. Nguyen, D. H., et al. Biomimetic model to reconstitute angiogenic sprouting morphogenesis in vitro. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (17), 6712-6717 (2013).
  55. Huang, C. P., et al. Engineering microscale cellular niches for three-dimensional multicellular co-cultures. Lab on A Chip. 9 (12), 1740-1748 (2009).
  56. Chung, M., Ahn, J., Son, K., Kim, S., Jeon, N. L. Biomimetic model of tumor microenvironment on microfluidic platform. Advanced Healthcare Materials. 6 (15), (2017).
  57. Kakisis, J., Liapis, C., Sumpio, B. Effects of cyclic strain on vascular cells. Endothelium. 11 (1), 17-28 (2004).
  58. Charoenpanich, A., et al. Cyclic tensile strain enhances osteogenesis and angiogenesis in mesenchymal stem cells from osteoporotic donors. Tissue Engineering Part A. 20 (1-2), 67-78 (2014).
  59. Narimiya, T., et al. Orthodontic tensile strain induces angiogenesis via type IV collagen degradation by matrix metalloproteinase. Journal of Periodontal Research. 52 (5), (2017).
check_url/it/62003?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Zhao, P., Zhang, X., Liu, X., Wang, L., Su, H., Wang, L., Zhang, D., Deng, X., Fan, Y. Microfluidic Model to Mimic Initial Event of Neovascularization. J. Vis. Exp. (170), e62003, doi:10.3791/62003 (2021).

View Video