Eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zur Mücken-Elektroantennographie
Summary
Der vorliegende Artikel beschreibt ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für erfolgreiche und rauscharme Elektroantennogramme bei verschiedenen Gattungen von Mücken, einschließlich Weibchen und Männchen.
Abstract
Weibliche Mücken sind die tödlichsten Tiere der Erde und fordern jedes Jahr das Leben von mehr als 1 Million Menschen aufgrund von Krankheitserregern, die sie beim Erwerb einer Blutmahlzeit übertragen. Um einen Wirt zu finden, von dem sie sich ernähren können, verlassen sich Mücken auf eine Vielzahl von sensorischen Reizen, darunter visuelle, mechanische, thermische und olfaktorische. Die Studie beschreibt eine Technik, die Elektroantennographie (EAG), mit der Forscher beurteilen können, ob die Mücken einzelne Chemikalien und Chemikalienmischungen konzentrationsabhängig erkennen können. In Verbindung mit der Gaschromatographie (GC-EAG) ermöglicht diese Technik, die Antennen einem vollständigen Headspace/Komplex-Gemisch auszusetzen und zu bestimmen, welche Chemikalien in der interessierenden Probe vorhanden sind, die die Mücke nachweisen kann. Dies gilt sowohl für Wirtskörpergerüche als auch für pflanzliche Blumensträuße oder andere ökologisch relevante Gerüche (z.B. Eiablagestellen, Geruchsstoffe). Hier haben wir ein Protokoll beschrieben, das eine lange Dauer der Reaktionszeit der Vorbereitung ermöglicht und sowohl auf weibliche als auch auf männliche Mücken aus mehreren Gattungen anwendbar ist, darunter Aedes-, Culex-, Anopheles– und Toxorhynchites-Mücken . Da der Geruchssinn eine wichtige Rolle bei der Interaktion zwischen Mücken und Wirt und der Stechmückenbiologie im Allgemeinen spielt, können EAGs und GC-EAG Verbindungen aufdecken, die für die Entwicklung neuer Strategien zur Bekämpfung von Krankheitsvektoren (z. B. Köder) von Interesse sind. Ergänzt durch Verhaltensassays kann die Wertigkeit (z. B. Lockstoff, Abwehrmittel) jeder Chemikalie bestimmt werden.
Introduction
Moskitos sind die tödlichsten Organismen der Erde, fordern das Leben von mehr als einer Million Menschen pro Jahr und setzen mehr als die Hälfte der Weltbevölkerung dem Risiko aus, den von ihnen übertragenen Krankheitserregern ausgesetzt zu sein, während sie beißen1. Diese Insekten verlassen sich auf eine Vielzahl von Hinweisen (d.h. thermisch, visuell, mechanisch, olfaktorisch, auditiv), um einen Wirt zu finden, von dem sie sich ernähren können (sowohl Pflanzen als auch Tiere), für die Paarung und Eiablage sowie um Fressfeinde sowohl im Larven- als auch im Erwachsenenstadium zu vermeiden 2,3. Unter diesen Sinnen spielt der Geruchssinn eine entscheidende Rolle bei den oben genannten Verhaltensweisen, insbesondere bei der mittel- bis langstreckenweiten Detektion von Geruchsmolekülen 2,3. Gerüche, die von einem Wirt oder einer Eiablagestelle emittiert werden, werden von verschiedenen spezifischen Geruchsrezeptoren (z. B. GRs, ORs, IRs) detektiert, die sich auf den Klischees, den Tarsen und den Antennen 2,3 befinden.
Da der Geruchssinn eine Schlüsselkomponente ihres Verhaltens bei der Suche nach Wirten (Pflanzen und Tieren), der Paarung und der Eiablage ist, stellt er daher ein ideales Ziel dar, um neue Werkzeuge zur Mückenbekämpfung zu entwickeln4. Die Forschung an Repellentien (z. B. DEET, IR3535, Picaridin) und Ködern (z. B. BG Sentinel Human Lure) ist äußerst produktiv5, aber aufgrund der aktuellen Herausforderungen bei der Mückenbekämpfung (z. B. Insektizidresistenz, invasive Arten) ist es wichtig, neue effiziente Bekämpfungsmethoden zu entwickeln, die auf der Mückenbiologie basieren.
Viele Techniken (z. B. Olfaktometer, Landeassays, Elektrophysiologie) wurden verwendet, um die Bioaktivität von Verbindungen oder Mischungen von Verbindungen in Moskitos zu bewerten. Unter ihnen kann die Elektroantennographie (oder Elektroantennogramme (EAGs)) verwendet werden, um festzustellen, ob die Geruchsstoffe von den Mückenantennen erkannt werden. Diese Technik wurde ursprünglich von Schneider6 entwickelt und wurde seitdem in vielen verschiedenen Insektengattungen eingesetzt, darunter Motten 7,8,9, Hummeln 10,11, Honigbienen 12,13 und Fruchtfliegen 14,15, um nur einige zu nennen. Die Elektroantennographie wurde auch unter Verwendung verschiedener Protokolle eingesetzt, einschließlich einzelner oder mehrerer Antennen in Moskitos 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25.
Mücken sind relativ kleine und zarte Insekten mit eher dünnen Antennen. Während die Durchführung von EAGs bei größeren Insekten wie Motten oder Hummeln aufgrund ihrer größeren Größe und dickeren Antennen relativ einfach ist, kann die Durchführung von EAGs bei Mücken eine Herausforderung darstellen. Insbesondere die Aufrechterhaltung eines guten Signal-Rausch-Verhältnisses und eine dauerhaft reaktionsschnelle Aufbereitung sind zwei wesentliche Anforderungen an die Reproduzierbarkeit und Zuverlässigkeit der Daten.
Die hier vorgeschlagene Schritt-für-Schritt-Anleitung für rauscharme EAGs bietet direkt Lösungen für diese Einschränkungen und macht dieses Protokoll auf mehrere Mückenarten aus verschiedenen Gattungen anwendbar, darunter Aedes, Anopheles, Culex und Toxorhynchites, und beschreibt die Technik sowohl für Frauen als auch für Männer. Die Elektroantennographie bietet eine schnelle und dennoch zuverlässige Möglichkeit, bioaktive Verbindungen zu screenen und zu bestimmen, die dann bei der Köderentwicklung genutzt werden können, nachdem die Valenz mit Verhaltensassays bestimmt wurde.
Protocol
Representative Results
Discussion
Geruchsvermitteltes Verhalten wird von vielen Faktoren beeinflusst, einschließlich physiologischer (z. B. Alter, Tageszeit) und umweltbedingter Faktoren (z. B. Temperatur, relative Luftfeuchtigkeit)30. Daher ist es bei der Durchführung von EAGs wichtig, Insekten zu verwenden, die sich im gleichen physiologischen Zustand befinden (d. h. Überwachung auf Alter, Hunger, Paarung)31 und auch eine warme und feuchte Umgebung um das Präparat herum aufrechtzuerhalten, um Austrock…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ich danke Dr. Clément Vinauger und Dr. Jeffrey Riffell für hilfreiche Gespräche. Die folgenden Reagenzien wurden über BEI Resources, NIAID, NIH erhalten: Anopheles stephensi, Stamm STE2, MRA-128, beigesteuert von Mark Q. Benedict; Aedes aegypti, Strain ROCK, MRA-734, beigetragen von David W. Severson; Culex quinquefasciatus, Stamm JHB, Eier, NR-43025. Der Autor dankt Dr. Jake Tu, Dr. Nisha Duggal, Dr. James Weger und Jeffrey Marano für die Bereitstellung von Mückeneiern von Culex quinquefasciatus und Anopheles stephensi (Stamm: Liston). Aedes albopictus und Toxorhynchites rutilus septentrionalis stammen von Feldmücken ab, die der Autor im New River Valley (VA, USA) gesammelt hat. Diese Arbeit wurde von der Abteilung für Biochemie und dem Fralin Life Science Institute unterstützt.
Materials
| Air table Clean Bench | TMC | https://www.techmfg.com/products/labtables/cleanbench63series/accessoriess | Noise reducer |
| Analog-to-digital board | National Instruments | BNC-2090A | |
| Benchtop Flowbuddy Complete | Genesee Scientific | 59-122BC | To anesthesize mosquitoes |
| Borosillicate glass capillary | Sutter Instrument | B100-78-10 | To make the recording and references capillaries |
| Chemicals | Sigma Aldrich | Benzaldehyde: 418099-100 mL; Butyric acid: B103500-100mL; 1-Hexanol: 471402-100mL; Mineral oil: M8410-1L | Chemicals used for the experiments presented here |
| CO2 | Airgas or Praxair | N/A | To anesthesize mosquitoes |
| Cold Light Source | Volpi | NCL-150 | |
| Disposable syringes | BD | 1 mL (309628) / 3 mL (309657) | |
| Electrode cables | World Precision Instruments | 5371 | |
| Electrode gel salt free | Parkerlabs | 12-08-Spectra-360 | |
| Faraday cage | TMC | https://www.techmfg.com/products/electric-and-magnetic-field-cancellation/faradaycages | Noise reducer |
| Flowmeters | Bel-art | 65 mm (H40406-0010) / 150 mm (H40407-0075) | One of each |
| GCMS vials and caps | Thermo-fisher scientific | 2-SVWKA8-CPK | To prepare odorant dilutions |
| Glass syringes (Fortuna) | Sigma Aldrich | Z314307 | For odor delivery to the EAG prep |
| Humbug | Quest Scientific | http://www.quest-sci.com/ | Noise reducer |
| 2 mm Jack Holder, Narrow, 90 deg., With Wire | A-M Systems | 675748 | Electrode holder |
| Magnetic bases | Kanetec | MB-FX | x 2 |
| MATLAB + Toolboxes | Mathworks | https://www.mathworks.com/products/matlab.html | For delivering the pulses |
| Medical air | Airgas or Praxair | N/A | For main airline |
| Microscope | Nikkon | SMZ-800N | |
| Micromanipulators Three-Axis Coarse/Fine Compact Micromanipulator | Narishige | MHW-3 | x 2 |
| Microelectrode amplifier with headstage | A-M Systems | Model 1800 | |
| Mosquito rearing supplies | Bioquip | https://www.bioquip.com/Search/WebCatalog.asp | |
| Needles | BD | 25G (305127) / 21G (305165) | |
| Pasteur pipettes | Fisher Scientific | 13-678-6A | For odor delivery to the EAG prep |
| PTFE Tubing of different diameters | Mc Master Carr | N/A | To connect solenoid valve, flowmeter, airline ect. |
| 30V/5A DC Power Supply | Dr. Meter | PS-305DM | |
| R version 3.5.1 | R project | https://www.r-project.org/ | For data analyses |
| Relay for solenoid valve | N/A | Custom made | |
| Silver wire 0.01” | A-M Systems | 782500 | |
| Solenoid valve (3-way) | The Lee Company | LHDA0533115H | |
| WinEDR software | Strathclyde Electrophysiology Software | WinEDR V3.9.1 | For EAG recording |
| Whatman paper | Cole Parmer | UX-06648-03 | To load chemical in glass syringe / Pasteur pipette |
Riferimenti
- World Health Organization. World health statistics 2019: monitoring health for the SDGs, sustainable development goals. World Health Organization. , (2019).
- Takken, W. The role of olfaction in host-seeking of mosquitoes: a review. International Journal of Tropical Insect Science. 12 (1-2-3), 287-295 (1991).
- Zwiebel, L. J., Takken, W. Olfactory regulation of mosquito-host interactions. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 34 (7), 645-652 (2004).
- Potter, C. J. Stop the biting: targeting a mosquito’s sense of smell. Cell. 156 (5), 878-881 (2014).
- Paluch, G., Bartholomay, L., Coats, J. Mosquito repellents: a review of chemical structure diversity and olfaction. Pest Management Science. 66 (9), 925-935 (2010).
- Schneider, D. Electrophysiological investigation on the antennal receptors of the silk moth during chemical and mechanical stimulation. Experientia. 13 (2), 89-91 (1957).
- Raguso, R. A., Light, D. M., Pickersky, E. Electroantennogram responses of Hyles lineata (Sphingidae: Lepidoptera) to volatile compounds from Clarkia breweri (Onagraceae) and other moth-pollinated flowers. Journal of Chemical Ecology. 22 (10), 1735-1766 (1996).
- Schweitzer, E. S., Sanes, J. R., Hildebrand, J. G. Ontogeny of electroantennogram responses in the moth, Manduca sexta. Journal of Insect Physiology. 22 (7), 955-960 (1976).
- Martel, V., Anderson, P., Hansson, B. S., Schlyter, F. Peripheral modulation of olfaction by physiological state in the Egyptian leaf worm Spodoptera littoralis (Lepidoptera: Noctuidae). Journal of Insect Physiology. 55 (9), 793-797 (2009).
- Spaethe, J., Brockmann, A., Halbig, C., Tautz, J. Size determines antennal sensitivity and behavioral threshold to odors in bumblebee workers. Naturwissenschaften. 94 (9), 733-739 (2007).
- Suchet, C., et al. Floral scent variation in two Antirrhinum majus subspecies influences the choice of naïve bumblebees. Behavioral Ecology and Sociobiology. 65 (5), 1015-1027 (2011).
- De Jong, R., Pham-Delègue, M. H. Electroantennogram responses related to olfactory conditioning in the honeybee (Apis mellifera ligustica). Journal of Insect Physiology. 37 (4), 319-324 (1991).
- Patte, F., Etcheto, M., Marfaing, P., Laffort, P. Electroantennogram stimulus-response curves for 59 odourants in the honeybee, Apis mellifica. Journal of Insect Physiology. 35 (9), 667-675 (1989).
- Alcorta, E. Characterization of the electroantennogram in Drosophila melanogaster and its use for identifying olfactory capture and transduction mutants. Journal of Neurophysiology. 65 (3), 702-714 (1991).
- Park, K. C., Ochieng, S. A., Zhu, J., Baker, T. C. Odor discrimination using insect electroantennogram responses from an insect antennal array. Chemical Senses. 27 (4), 343-352 (2002).
- Du, Y. J., Millar, J. G. Electroantennogram and oviposition bioassay responses of Culex quinquefasciatus and Culex tarsalis (Diptera: Culicidae) to chemicals in odors from Bermuda grass infusions. Journal of Medical Entomology. 36 (2), 158-166 (1999).
- Costantini, C., et al. Electroantennogram and behavioural responses of the malaria vector Anopheles gambiae to human-specific sweat components. Medical and Veterinary Entomology. 15 (3), 259-266 (2001).
- Collins, L. E., Blackwell, A. Electroantennogram studies of potential oviposition attractants for Toxorhynchites moctezuma and T. amboinensis mosquitoes. Physiological Entomology. 23 (3), 214-219 (1998).
- Seenivasagan, T., Sharma, K. R., Sekhar, K., Ganesan, K., Prakash, S., Vijayaraghavan, R. Electroantennogram, flight orientation, and oviposition responses of Aedes aegypti to the oviposition pheromone n-heneicosane. Parasitology Research. 104 (4), 827-833 (2009).
- Puri, S. N., Mendki, M. J., Sukumaran, D., Ganesan, K., Prakash, S., Sekhar, K. Electroantennogram and behavioral responses of Culex quinquefasciatus (Diptera: Culicidae) females to chemicals found in human skin emanations. Journal of Medical Entomology. 43 (2), 207-213 (2014).
- Cooperband, M. F., McElfresh, J. S., Millar, J. G., Carde, R. T. Attraction of female Culex quinquefasciatus Say (Diptera: Culicidae) to odors from chicken feces. Journal of Insect Physiology. 54 (7), 1184-1192 (2008).
- Dekker, T., Ignell, R., Ghebru, M., Glinwood, R., Hopkins, R. Identification of mosquito repellent odours from Ocimum forskolei. Parasites & Vectors. 4 (1), 183 (2011).
- Choo, Y. M., et al. Reverse chemical ecology approach for the identification of an oviposition attractant for Culex quinquefasciatus. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (4), 714-719 (2018).
- Wolff, G. H., Lahondère, C., Vinauger, C., Riffell, J. A. Neuromodulation and differential learning across mosquito species. bioRxiv. , 755017 (2019).
- Lahondère, C., et al. The olfactory basis of orchid pollination by mosquitoes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 117 (1), 708-716 (2020).
- Beyenbach, K., Masia, R. Membrane conductances of principal cells in Malpighian tubules of Aedes aegypti. Journal of Insect Physiology. 48, 375-386 (2002).
- Oesterle, A. . The Pipette Cookbook. , (2018).
- R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. , (2018).
- Afify, A., Betz, J. F., Riabinina, O., Lahondère, C., Potter, C. J. Commonly used insect repellents hide human odors from Anopheles mosquitoes. Current Biology. 29 (21), 3669-3680 (2019).
- Martin, F., Riveron, J., Alcorta, E. Environmental temperature modulates olfactory reception in Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. 57 (12), 1631-1642 (2011).
- Qiu, Y. T., Gort, G., Torricelli, R., Takken, W., van Loon, J. J. Effects of blood-feeding on olfactory sensitivity of the malaria mosquito Anopheles gambiae: application of mixed linear models to account for repeated measurements. Journal of Insect Physiology. 59 (11), 1111-1118 (2013).
- Taylor, B., Jones, M. D. R. The circadian rhythm of flight activity in the mosquito Aedes aegypti (L.): the phase-setting effects of light-on and light off. Journal of Experimental Biology. 51 (1), 59-70 (1969).
- Eilerts, D. F., VanderGiessen, M., Bose, E. A., Broxton, K., Vinauger, C. Odor-specific daily rhythms in the olfactory sensitivity and behavior of Aedes aegypti mosquitoes. Insects. 9 (4), 147 (2018).
- Krishnan, B., Dryer, S. E., Hardin, P. E. Circadian rhythms in olfactory responses of Drosophila melanogaster. Nature. 400 (6742), 375-378 (1999).
- Pelletier, J., Guidolin, A., Syed, Z., Cornel, A. J., Leal, W. S. Knockdown of a mosquito odorant-binding protein involved in the sensitive detection of oviposition attractants. Journal of Chemical Ecology. 36 (3), 245-248 (2010).
