Сердечный ответ на β-адренергическую стимуляцию, определяемый анализом петли давления-объема
Summary
Здесь мы описываем анализ сердечного давления и объема при увеличении доз внутривенно введенного изопротеренола для определения внутренней сердечной функции и β-адренергического резерва у мышей. Мы используем модифицированный подход с открытой грудной клеткой для измерения контура давления-объема, в который мы включаем вентиляцию с положительным давлением в конце выдоха.
Abstract
Определение сердечной функции является надежным анализом конечных точек на животных моделях сердечно-сосудистых заболеваний с целью характеристики воздействия конкретных методов лечения на сердце. Благодаря возможности генетических манипуляций мышь стала наиболее распространенной моделью млекопитающих для изучения сердечной функции и поиска новых потенциальных терапевтических целей. Здесь описан протокол определения сердечной функции in vivo с использованием измерений и анализа цикла давления-объема в базальных условиях и при β-адренергической стимуляции путем внутривенной инфузии повышения концентрации изопротеренола. Мы предоставляем усовершенствованный протокол, включающий поддержку вентиляции с учетом положительного давления в конце выдоха для смягчения негативных эффектов во время измерений с открытой грудной клеткой и мощную анальгезию (бупренорфин), чтобы избежать неконтролируемого стресса миокарда, вызванного болью во время процедуры. Все вместе подробное описание процедуры и обсуждение возможных ловушек позволяет проводить высоко стандартизированный и воспроизводимый анализ контура давления-объема, уменьшая исключение животных из экспериментальной когорты за счет предотвращения возможной методологической предвзятости.
Introduction
Сердечно-сосудистые заболевания обычно влияют на сердечную функцию. Этот вопрос указывает на важность оценки in vivo подробной сердечной функции на моделях болезней животных. Эксперименты на животных окружены рамками трех руководящих принципов Rs (3R) (Reduce/Refine/Replace). В случае понимания сложных патологий, связанных с системными реакциями (т.е. сердечно-сосудистыми заболеваниями) на текущем уровне развития, основным вариантом является уточнение имеющихся методов. Уточнение также приведет к сокращению требуемой численности животных за счет меньшей изменчивости, что повышает мощность анализа и выводов. Кроме того, комбинация измерений сократимости сердца с животными моделями сердечных заболеваний, включая те, которые вызваны нейрогуморальной стимуляцией или перегрузкой давления, такой как полоса аорты, которая имитирует, например, измененные катехоламины / β-адренергические уровни1,2,3,4,обеспечивает мощный метод доклинических исследований. Принимая во внимание, что катетерный метод остается наиболее широко используемым подходом для углубленной оценки сократимости сердца5,мы стремились представить здесь уточненное измерение сердечной функции in vivo у мышей с помощью измерений петли давления-объема (PVL) во время β-адренергической стимуляции на основе предыдущего опыта, включая оценку специфических параметров этого подхода6, 7.
Для определения гемодинамических параметров сердца доступны подходы, которые включают в себя визуализацию или катетерные методы. Оба варианта сопровождаются преимуществами и недостатками, которые необходимо тщательно рассмотреть для соответствующего научного вопроса. Подходы к визуализации включают эхокардиографию и магнитно-резонансную томографию (МРТ); оба были успешно использованы на мышах. Эхокардиографические измерения связаны с высокими первоначальными затратами на высокоскоростной зонд, необходимый для высокой частоты сердечных сокращений мышей; это относительно простой неинвазивный подход, но он варьируется среди операторов, которые в идеале должны иметь опыт распознавания и визуализации сердечных структур. Кроме того, никакие измерения давления не могут быть выполнены напрямую, и расчеты получаются из комбинации величин размера и измерений расхода. С другой стороны, он имеет то преимущество, что несколько измерений могут быть выполнены на одном и том же животном, а сердечная функция может контролироваться, например, во время прогрессирования заболевания. Что касается измерения объема, МРТ является золотым стандартом процедуры, но, подобно эхокардиографии, измерения прямого давления невозможны, и можно получить только параметры, зависящие от предварительной нагрузки8. Ограничивающими факторами также являются доступность, усилия по анализу и эксплуатационные расходы. Здесь катетерные методы измерения сердечной функции являются хорошей альтернативой, которая дополнительно позволяет осуществлять прямой мониторинг внутрисердечного давления и определять независимые от нагрузки параметры сократимости, такие как преднагрузочная рекрутируемая ударная работа (PRSW)9. Тем не менее, желудочковые объемы, измеренные катетером проводимости давления (путем определения проводимости), меньше, чем из МРТ, но групповые различия поддерживаются в том же диапазоне10. Для определения надежных объемных значений требуется соответствующая калибровка, которая является критическим этапом во время измерений PVL. Он сочетает в себе измерения ex vivo проводимости крови в объемно-калиброванных кюветах (преобразование проводимости в объем) с анализом in vivo на параллельную проводимость миокарда при болюсном введении гипертонического физиологического раствора11,12. Кроме того, позиционирование катетера внутри желудочка и правильная ориентация электродов вдоль продольной оси желудочка имеют решающее значение для способности обнаружения окружающего электрического поля, создаваемого ими. Еще при уменьшенных размерах мышиного сердца можно избежать артефактов, образующихся при изменениях внутрижелудочковой ориентации катетера, даже в расширенных желудочках5,10,но артефакты могут развиваться при β-адренергической стимуляции6,13. В дополнение к методам проводимости появилась разработка метода на основе допуска, чтобы избежать этапов калибровки, но здесь объемные значения довольно завышены14,15.
Поскольку мышь является одной из наиболее важных доклинических моделей в сердечно-сосудистых исследованиях, а β–адренергический резерв сердца представляет центральный интерес в физиологии и патологии сердца, мы представляем здесь уточненный протокол для определения in vivo сердечной функции у мышей путем измерений PVL во время β-адренергической стимуляции.
Protocol
Representative Results
Discussion
Здесь мы предоставляем протокол для анализа сердечной функции in vivo у мышей при увеличении β адренергической стимуляции. Процедура может быть использована для решения как исходных параметров сердечной функции, так и адренергического резерва (например, инотропии и хронотропии) у генети…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы благодарны Мануэле Ритцаль, Хансу-Петеру Генсхаймеру, Кристин Рихтер и команде Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) из Гейдельбергского университета за экспертную техническую помощь.
Эта работа была поддержана DZHK (Немецкий центр сердечно-сосудистых исследований), BMBF (Министерство образования и исследований Германии), Федеральным инновационным фондом Земли Баден-Вюртемберг и Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Немецкий исследовательский фонд) Project-ID 239283807 – TRR 152, FOR 2289 и Центром совместных исследований (SFB) 1118.
Materials
| 1.4F SPR-839 catheter | Millar Instruments, USA | 840-8111 | |
| 1 ml syringes | Beckton Dickinson, USA | REF303172 | |
| Bio Amplifier | ADInstruments, USA | FE231 | |
| Bridge-Amplifier | ADInstruments, USA | FE221 | |
| Bovine Serum Albumin | Roth, Germany | 8076.2 | |
| Buprenorphine hydrochloride | Bayer, Germany | 4007221026402 | |
| Calibration cuvette | Millar, USA | 910-1049 | |
| Differential pressure transducer MPX | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 39912 | |
| Dumont Forceps #5/45 | Fine Science tools Inc. | 11251-35 | |
| Dumont Forceps #7B | Fine Science tools Inc. | 11270-20 | |
| Graefe Forceps | Fine Science tools Inc. | 11051-10 | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software | Ver. 8.3.0 | |
| EcoLab-PE-Micotube | Smiths, USA | 004/310/168-1 | |
| Etomidate Lipuro | Braun, Germany | 2064006 | |
| Excel | Microsoft | ||
| Heparin | Ratiopharm, Germany | R26881 | |
| Hot plate and control unit | Labotec, Germany | Hot Plate 062 | |
| Isofluran | Baxter, Germany | HDG9623 | |
| Isofluran Vaporizer | Abbot | Vapor 19.3 | |
| Isoprenalinhydrochloride | Sigma-Aldrich, USA | I5627 | |
| Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID | Smiths Medical International Ltd, UK | Ref. 800/100/100 | |
| MiniVent ventilator for mice | Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany | Type 845 | |
| MPVS Ultra PVL System | Millar Instruments, USA | ||
| NaCl | AppliChem, Germany | A3597 | |
| NaCl 0.9% isotonic | Braun, Germany | 2350748 | |
| Pancuronium-bromide | Sigma-Aldrich, USA | BCBQ8230V | |
| Perfusor 11 Plus | Harvard Apparatus | Nr. 70-2209 | |
| Powerlab 4/35 control unit | ADInstruments, USA | PL3504 | |
| Rechargeable cautery-Set | Faromed, Germany | 09-605 | |
| Scissors | Fine Science tools Inc. | 140094-11 | |
| Software LabChart 7 Pro | ADInstruments, USA | LabChart 7.3 Pro | |
| Standard mouse food | LASvendi GmbH, Germany | Rod18 | |
| Stereo microscope | Zeiss, Germany | Stemi 508 | |
| Surgical suture 8/0 | Suprama, Germany | Ch.B.03120X | |
| Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge | Beckton Dickinson, USA | 393224 | |
| Vessel Cannulation Forceps | Fine Science tools Inc. | 00574-11 | |
| Water bath | Thermo Fisher Scientific, USA | ||
| Syringe filter (Filtropur S 0.45) | Sarstedt, Germany | Ref. 83.1826 |
Riferimenti
- Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
- Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
- Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
- Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
- Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
- Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
- Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
- Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology – stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
- Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
- Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
- Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
- van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
- Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
- Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
- Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
- Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
- Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
- Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings – IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
- Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
- Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
- Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
