JoVE Journal > Behavior
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Comportamento

تحليل مقارن للطرق التجريبية لقياس النشاط الحيواني في نماذج Elegans Caenorhabditis من مرض الميتوكوندريا

Published: April 04, 2021
doi:
10.3791/62244
, , , ,
1Mitochondrial Medicine Frontier Program, Division of Human Genetics, Department of Pediatrics,The Children’s Hospital of Philadelphia, 2Department of Pediatrics,University of Pennsylvania Perelman School of Medicine

Summary

تقدم هذه الدراسة بروتوكولات لنهجين شبه آليين لتحليل النشاط الحركي في C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms ، وهما ZebraLab (وهو مقايسة متوسطة الإنتاجية) وWormScan (وهو مقايسة عالية الإنتاجية) وتوفر تحليلا مقارنا بين مجموعة واسعة من طرق البحث لتحديد سلوك النيماتودا والوظيفة العصبية العضلية المتكاملة.

Abstract

ومن المسلم به على نطاق واسع Caenorhabditis elegans لمرفقه المركزي كنموذج حيواني ترجمي لاستجواب بكفاءة آليات وعلاجات الأمراض البشرية المتنوعة. الديدان هي مناسبة بشكل خاص للشاشات الوراثية والأدوية عالية الإنتاجية للحصول على نظرة أعمق في الأهداف والعلاجات العلاجية من خلال استغلال دورة التنمية السريعة ، وحجم الحضنة الكبيرة ، والعمر القصير ، والشفافية المجهرية ، وانخفاض تكاليف الصيانة ، ومجموعة قوية من الأدوات الجينية ، والمستودعات المتحولة ، والمنهجيات التجريبية لاستجواب كل من فيزيولوجيا الجسم الحي والفيفو السابق. يمثل النشاط الحركي للديدان النمط الظاهري ذي الصلة بشكل خاص والذي غالبا ما يضعف في مرض الميتوكوندريا ، وهو غير متجانس للغاية في الأسباب والمظاهر ولكنه يشترك بشكل جماعي في قدرة ضعيفة على إنتاج الطاقة الخلوية. في حين يمكن استخدام مجموعة من المنهجيات المختلفة لاستجواب سلوك الدودة ، فإن هذه تختلف اختلافا كبيرا في التكاليف التجريبية والتعقيد والفائدة للشاشات الجينومية أو الدوائية عالية الإنتاجية. هنا، تمت مقارنة الإنتاجية النسبية، والمزايا، والقيود المفروضة على 16 منهجية مختلفة لتحليل النشاط التي تحدد حركة النيماتودا، والضرب، والضخ البلعومي، و / أو chemotaxis في الديدان المفردة أو مجموعات الديدان من C. elegans في مراحل مختلفة، والأعمار، والمدد التجريبية. وقد تم عرض بروتوكولات مفصلة لطرق شبه آلية لقياس النشاط الحركي النيماتودا التي تمثل تطبيقات جديدة لأدوات البرمجيات المتاحة، وهما ZebraLab (نهج متوسط الإنتاجية) وWormScan (نهج عالي الإنتاجية). أظهرت البيانات من تطبيق هذه الطرق درجات مماثلة من انخفاض النشاط الحيواني وقعت في مرحلة L4 اليرقات، وتقدم في اليوم 1 البالغين، في الميتوكوندريا المعقدة I المرض (الغاز-1(fc21)) الديدان المتحولة بالنسبة إلى البرية من نوع (N2 بريستول) C. elegans. هذه البيانات تؤكد فائدة لهذه التطبيقات الجديدة من استخدام ZebraLab أو WormScan أدوات البرمجيات لقياس النشاط الحركي دودة بكفاءة وموضوعية، مع قدرة متغيرة لدعم فحص المخدرات عالية الإنتاجية على سلوك دودة في نماذج الحيوانات قبل السريرية من مرض الميتوكوندريا.

Introduction

ومن المسلم به على نطاق واسع Caenorhabiditis elegans كنموذج بارز في علم الأعصاب على أساس وجود 302 الخلايا العصبية التي تنسق جميع السلوكيات دودة, بما في ذلك التزاوج, تغذية, وضع البيض, التغوط, السباحة, والحركة على وسائل الإعلام الصلبة1. وتستخدم هذه الديدان الخيطية hermaphroditic أيضا على نطاق واسع لفهم مجموعة واسعة من آليات الأمراض البشرية، التي جعلت من الممكن من قبل الجينوم لها تتميز جيدا والهوولوجيا عالية من الجينات ~ 80٪ بين C. elegans والبشر2،3،4. وقد استخدمت منذ فترة طويلة C. elegans لاستجواب مرض الميتوكوندريا البشري5,6,7,8,9,10, وهو مجموعة غير متجانسة وراثيا للغاية و phenotypically من الاضطرابات الأيضية الموروثة التي تشترك في ضعف القدرة على توليد الطاقة الخلوية وغالبا ما تكون موجودة سريريا مع ضعف كبير في الوظائف العصبية والعضلية, ممارسة التعصب, والتعب11 ،12،13،14. وتحقيقا لهذه الغاية، فإن استخدام نماذج C. elegans يمكن النمذجة قبل السريرية للجوانب الكمية للنشاط الحيواني والوظيفة العصبية العضلية في أنواع فرعية وراثية مختلفة من مرض الميتوكوندريا، فضلا عن استجابتها للعلاجات المرشحة التي قد تحسن وظيفتها العصبية والعضلية والنشاط العام.

النشاط العصبي العضلي في C. elegans قابل للقياس موضوعيا من خلال مجموعة من المنهجيات التجريبية ، بما في ذلك النهج اليدوية وشبه الآلية التي تسمح بإجراء تحليلات وظيفية في الوسائط الصلبة أو السائلة (الجدول 1)1،15. وقد ثبت كمية دقيقة من النشاط C. elegans المهم لتمكين الاكتشافات المتعلقة وظيفة وتطوير الجهاز العضلي والعصبي16،17،18. تلخص هذه الدراسة وتقارن المتطلبات التجريبية والمزايا والقيود المفروضة على 17 مقايسة مختلفة يمكن إجراؤها في مختبرات الأبحاث لتقييم الوظيفة والنشاط العصبي العضلي على أربع نتائج رئيسية في نماذج أمراض C. elegans ، سواء عند خط الأساس في مجموعة من مراحل النمو والأعمار وكذلك استجابة للعلاجات المرشحة (الجدول 1 ). في الواقع ، تقدم الدراسة لمحة عامة مفصلة عن مجموعة من النهج التجريبية المتاحة لتوصيف معدلات سحق C. elegans (الانحناءات الجسم في الدقيقة الواحدة) ، والنشاط الحركي ، والضخ البلعومي ، وchemtaxis في كل حالة تحديد المنهجية التجريبية والتحليلية المستخدمة ، ومزايا وقيود كل طريقة ، والمعدات والبرمجيات اللازمة لأداء وتحليل كل المقايسة ، وقدرة الإنتاجية لكل طريقة لدعم استخدامها لأغراض فحص وراثية أو أدوية عالية الإنتاجية. توصف قدرة الإنتاجية لكل مقايسة بأنها منخفضة أو متوسطة أو عالية استنادا إلى تعقيد البروتوكول التجريبي ، بما في ذلك صيانة الدودة ، ووقت المعالجة ، واستخدام لوحات أحادية أو متعددة الآبار ، و / أو وقت المجرب اللازم لإكمال الإعداد التجريبي وتحليل البيانات.

التحليلات اليدوية لسحق19، النشاط الحركي20، ضخ البلعوم17،21، وchemocis22،23 هي منهجيات راسخة لتقييم نشاط الدودة التي تتطلب منظار مجسم24. في حين أن قياس نشاط سحق الديدان يتطلب تحليلا في الوسائط السائلة لتحديد وتيرة الانحناءات الجسم في الدقيقة الواحدة، يمكن قياس النشاط الحركي دودة إما على وسائل الإعلام الصلبة أو في وسائل الإعلام السائلة. ومع ذلك، فإن التحليلات اليدوية لنشاط الدودة الفردية تستغرق بطبيعتها وقتا طويلا وتنطوي على تحيز لا يمكن تجنبه من قبل المستخدم. أتمتة تحليلات نشاط الفيروس المتنقل يقلل من التحيز الذي يولده المستخدم ويمكن أن يزيد بشكل كبير من الإنتاجية التجريبية25. يمكن تحليل تسجيلات الفيديو لنشاط سحق دودة في وسائل الإعلام السائلة باستخدام wrMTrck ، وهو البرنامج المساعد ImageJ26. ومع ذلك ، فإن الإعدادات التجريبية الأصلية التي تم تطويرها لwrMTrck حدت من فائدتها ، لأن الكثير من الديدان في قطرة سائلة واحدة أدت إلى تداخل الديدان التي جعلت التتبع الدقيق صعبا. في حين تم حل هذا القيد التجريبي27، فإن طريقة wrMTrck غير قادرة على دعم الفحص عالي الإنتاجية.

توجد مجموعة من الطرق لقياس النشاط الحركي للديدان عند خط الأساس واستجابة للعلاجات المرشحة في نماذج مرض الميتوكوندريا C. elegans. وتشمل هذه ZebraLab (ViewPoint علوم الحياة), تيربسي تعقب28, واسعة مجال الرؤية منصة تتبع النيماتودا (WF-NTP)29, WormMotel, WormWatcher30, WormLab31, إنفينيتي تشيب32, وWMicrotracker واحد33 (الجدول 1). وتتيح هذه الأساليب التحليل المتزامن للحركة في سلالات أو حالات دودة متعددة، عادة على لوحات متعددة الآبار، مما يدعم تطبيقات فحص الأدوية ذات الإنتاجية العالية. وبعض هذه الأساليب لها اعتبارات فريدة قد تحد من فائدتها العامة أو تعززها، مثل الحاجة إلى معدات باهظة الثمن مقابل برمجيات الوصول المفتوح، وسهولة متفاوتة في تنفيذ البروتوكولات التجريبية. وعموما، لا يوجد نظام تجريبي واحد أو بروتوكول مناسب بشكل مثالي لجميع تجارب النشاط الحركي C. elegans. بل من المهم أن تختار بعناية الطريقة الأنسب للأهداف والمتطلبات التجريبية للمحقق المحدد.

يمثل ضخ البلعوم نتيجة هامة أخرى لتقييم النشاط العصبي العضلي في C. elegans. يتكون البلعوم C. elegans من 20 خلايا العضلات, 20 الخلايا العصبية, و 20 الخلايا الأخرى التي تمكن ابتلاع الإشريكية القولونية (E. coli) في الطرف الأمامي من الجهاز الهضمي للدودة34,35,36. وقد تم إنشاء عدة طرق يدوية لتحديد معدلات ضخ البلعوم17،21،37،38. وتستند معظم الأساليب على استخدام مجسم وكاميرا لتصور وتسجيل تردد ضخ البلعوم مع العد المباشر من قبل المراقب التجريبي21. تحليل معدل الضخ البلعومي الآلي ممكن من خلال إجراء تسجيل خارج الخلية يطلق عليه مخطط كهربية (EPG) ، والذي يوفر معلومات إضافية عن مدة كل مضخة39. تحليل معدل الضخ البلعومي ممكن أيضا في نظام microfluidic ، WormSpa ، حيث يتم احتجاز الديدان الفردية في الغرف40،41. وهناك طريقة تجارية متاحة لتسهيل تحليل معدل مضخة البلعوم هو نظام ScreenChip (InVivo Biosystems) ، الذي يقيس ويتصور ويحلل الجوانب العصبية والعضلية لسلوك التغذية في دودة واحدة معطلة في رقاقة مخصصة. ويمكن استخدام هذا النهج الكمية ضخ البلعوم لتقييم كل من الاستجابات العصبية والفسيولوجية للأدوية, الشيخوخة, وغيرها من العوامل42,43,44,45.

يصف Chemotaxis حركة C. elegans استجابة لرائحة وضعت بعيدا عن الديدان في منطقة محددة من وسائل الإعلام نمو النيماتودا (NGM) لوحة. تقييم الاستجابة chemotaxis يوفر مقياسا متكاملا للنشاط العصبي العصبي العصبي العصبي العضلي الدودة التي يمكن قياسها من خلال مراقبة وقياس المسافة المادية التي قطعتها الديدان نحو الرائحة في فترة زمنية محددة46. تعقب الديدان المتعددة هو طريقة تلقائية يمكن استخدامها لتحسين الكفاءة التجريبية لتحديد المسافة التي قطعتها الديدان نحو الجذاب أو منطارد 47.

هنا، يتم وصف البروتوكول التفصيلي ل طريقتين جديدتين شبه آليتين تم إنشاؤهما لقياس نشاط الدودة كميا. النهج الأول يستخدم ZebraLab البرمجيات التجارية التي وضعت أصلا لدراسة نشاط السباحة من دانيو rerio (حمار وحشي), لتطبيق رواية متوسطة الإنتاجية لتحديد النشاط الحركي العام في وسائل الإعلام السائلة من C. elegans على أساس التغيرات بكسل أثناء الحركة (الجدول 1, الشكل 1). يتم الحصول على إخراج البيانات بسرعة من عدد كبير من الشروط والعينات المتزامنة التي تم تحليلها على شريحة زجاجية ، على الرغم من أن هذه الطريقة ليست مناسبة لتنسيق لوحة متعددة الآبار. النهج الثاني هو التكيف رواية منهجية WormScan48،49 ( الشكل2) ، والذي يستخدم ماسح ضوئي مسطح لخلق صورة تفاضلية من اثنين من عمليات المسح المتتالية التي يمكن استخدامها بشكل متنوع مع البرمجيات مفتوحة المصدر لتمكين التحليل الكمي شبه الآلي للنتائج الفسيولوجية المتكاملة مثل البراز والبقاء على قيد الحياة. هنا ، تم تطوير تكييف جديد عالي الإنتاجية لمنهجية WormScan لتحديد النشاط الحركي للديدان في الوسائط السائلة في مجموعات من خمسة عشر دودة من المرحلة الرابعة (L4) من اليرقات لكل بئر من لوحة مسطحة القاع ذات 96 بئرا. يمكن تكييف هذه المنهجية WormScan شبه الآلية والمنخفضة التكلفة بسهولة مع شاشات الأدوية عالية الإنتاجية ، وكذلك لتحليل المراحل الحيوانية المختلفةوالأعمار 48،49.

هنا، بروتوكول وفعالية تحليل النشاط الحركي C. elegans باستخدام كل من ZebraLab وWormScan أساليب شبه الآلي هو موضح في نموذج C. elegans راسخة لمرض الميتوكوندريا المعقدة I، الغاز-1(fc21). gas-1 (K09A9.5 جين) هو تقويم العظام من NDUFS2 الإنسان (NADH: ubiquinone oxidoreductase الأساسية (بروتين الحديد والكبريت) وحدة فرعية 2) (الشكل 3). C. elegans gas-1(fc21) سلالة متحولة يحمل طفرة missense p.R290K homozygous في تقويم العظام البشري من NDUFS250, مما تسبب في انخفاض كبير في البراز والعمر, ضعف الفوسفور التأكسدي سلسلة الجهاز التنفسي (OXPHOS) قدرة51, فضلا عن انخفاض كتلة الميتوكوندريا وإمكانات الغشاء معزيادةالإجهاد التأكسدي 5,8 . على الرغم من استخدامه الراسخ على مدى العقدين الماضيين لدراسة مرض الميتوكوندريا ، لم يتم الإبلاغ عن النشاط الحركي للغاز -1(fc21)المسوخ من قبل. هنا، تم تطبيق ZebraLab وWormScan أساليب لتحديد النشاط الحركي بشكل مستقل من الغاز-1(fc21)بالمقارنة مع البرية نوع (WT، N2 بريستول) الديدان، سواء كوسيلة للتحقق من صحة الأساليب وكذلك لإثبات فائدتها المقارنة وكفاءة البروتوكولات التجريبية وتحليلات المعلوماتية. سمح برنامج ZebraLab بكمية سريعة للعديد من الحالات المتزامنة للنشاط الحركي للديدان في نماذج مرض الميتوكوندريا C. elegans ، مع إمكانية التطبيق لفحص الأدوية المستهدفة أو دراسات التحقق من الصحة. تحليل WormScan ، على وجه الخصوص ، مناسب تماما لتمكين شاشات الأدوية عالية الإنتاجية للمكتبات المركبة وتحديد أولويات الخيوط التي تحسن وظيفة الأعصاب العضلية الحيوانية والنشاط الحركي في نماذج C. elegans قبل السريرية لمرض الميتوكوندريا الأولي.

Protocol

1. دودة تحليل النشاط الحركي في وسائل الإعلام السائلة على الشرائح الزجاجية باستخدام برنامج ZebraLab نمو النيماتودا والتعامل معها تنمو C. elegans على لوحات بيتري التي تحتوي على وسائل الإعلام نمو النيماتودا (NGM) وانتشرت مع Escherichia القولونية OP50 كمصدر للغذاء. الحفاظ على ثقافة الدودة ع…

Representative Results

تحليل النشاط الحركي C. elegans في وسائل الإعلام السائلة يمكن بسهولة التقاط النمط الظاهري المتكامل لنماذج دودة مرض الميتوكوندريا التي قد لا تكون قابلة للقياس الكمي بسهولة على وسائل الإعلام الصلبة. تم استخدام ZebraLab لقياس النشاط الحركي لمجمع الميتوكوندريا الراسخ I مرض الغاز-1(fc21)سل…

Discussion

هنا، لخصت الدراسة معلومات مفصلة والأساس المنطقي لدراسة النشاط العصبي العضلي C. elegans على مستوى النتائج المتنوعة، بما في ذلك سحق الديدان، والحركة، وضخ البلعوم، وchemocis. أجريت مقارنة 16 منهجية مختلفة لتحليل النشاط من حيث الإنتاجية النسبية والمزايا والقيود المفروضة على أنشطة النيماتودا ال…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ونحن ممتنون لأنتوني روزنر، دكتوراه، بدعمه التنظيمي للتحضير المبكر لهذا المشروع، وإيرين هاوس للمساهمة في تحليل البروتوكول. تم تمويل هذا العمل من قبل صندوق جولييت لأبحاث أمراض الميتوكوندريا علاج FBXL4، وصندوق أبحاث جاكسون فلينت C12ORF65، والمعاهد الوطنية للصحة (R01-GM120762، R01-GM120762-08S1، R35-GM134863، و T32-NS007413). المحتوى هو مسؤولية المؤلفين فقط ولا يمثل بالضرورة وجهات النظر الرسمية للممولين أو المعاهد الوطنية للصحة.

Materials

C. elegans wild isolate  Caenorhabditis Genetics Center (CGC) N2 Bristol
Camera Olympus DP73
gas-1(fc-21) CGC CW152
Microscope slides ThermoFisher 4951PLUS
Nematode Growth Medium (NGM) Research Products International Corp. N81800-1000.0
OP50 Escherichia coli CGC Uracil auxotroph E. coli strain
Petri dishes (60 mm)  VWR international 25373-085
S. Basal VWR 5.85 g NaCl, 1 g K2 HPO4, 6 g KH2PO4, and 5 mg cholesterol, in 1 l H2O VWR 101175-162, 103467-156, EM1.09828.1000, 97061-660
Scanner EPSON V800
Stereomicroscope Olympus MVX10 microscope
96-well flat bottom  VWR international 29442-056
WormScan software Mathew et al. 45 S1 Standalone Java platform Software for automation of difference image of scanned plates
ZebraLab software ViewPoint Software for automated quantization and tracking of zebrafish behavior, designed by ViewPoint (http://www.viewpoint.fr/en/p/software/zebralab-zebrafish-behavior-screening) and here applied to C. elegans. This system is applicable for high-throughput behavioral analysis
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. Keeping track of worm trackers. WormBook. , 1-17 (2013).
  2. Shaye, D. D., Greenwald, I. OrthoList: a compendium of C. elegans genes with human orthologs. PLoS One. 6 (5), 20085 (2011).
  3. van Ham, T. J., et al. C. elegans model identifies genetic modifiers of alpha-synuclein inclusion formation during aging. PLoS Genetics. 4 (3), 1000027 (2008).
  4. Kim, W., Underwood, R. S., Greenwald, I., Shaye, D. D. OrthoList 2: A new comparative genomic analysis of human and Caenorhabditis elegans genes. Genetica. 210 (2), 445-461 (2018).
  5. Dingley, S., et al. Mitochondrial respiratory chain dysfunction variably increases oxidant stress in Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 10 (2), 125-136 (2010).
  6. Polyak, E., Zhang, Z., Falk, M. J. Molecular profiling of mitochondrial dysfunction in Caenorhabditis elegans. Methods in Molecular Biology. 837, 241-255 (2012).
  7. McCormick, E., Place, E., Falk, M. J. Molecular genetic testing for mitochondrial disease: from one generation to the next. Neurotherapeutics. 10 (2), 251-261 (2013).
  8. McCormack, S., et al. Pharmacologic targeting of sirtuin and PPAR signaling improves longevity and mitochondrial physiology in respiratory chain complex I mutant Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 22, 45-59 (2015).
  9. Polyak, E., et al. N-acetylcysteine and vitamin E rescue animal longevity and cellular oxidative stress in pre-clinical models of mitochondrial complex I disease. Molecular Genetics and Metabolism. 123 (4), 449-462 (2018).
  10. Guha, S., et al. Pre-clinical evaluation of cysteamine bitartrate as a therapeutic agent for mitochondrial respiratory chain disease. Human Molecular Genetics. 28 (11), 1837-1852 (2019).
  11. Gorman, G. S., et al. Prevalence of nuclear and mitochondrial DNA mutations related to adult mitochondrial disease. Annals of Neurology. 77 (5), 753-759 (2015).
  12. Mancuso, M., Orsucci, D., Filosto, M., Simoncini, C., Siciliano, G. Drugs and mitochondrial diseases: 40 queries and answers. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 13 (4), 527-543 (2012).
  13. Gai, X., et al. Mutations in FBXL4, encoding a mitochondrial protein, cause early-onset mitochondrial encephalomyopathy. American Journal of Human Genetics. 93 (3), 482-495 (2013).
  14. Dillin, A., et al. Rates of behavior and aging specified by mitochondrial function during development. Science. 298 (5602), 2398-2401 (2002).
  15. Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes. Nature Methods. 10 (9), 877-879 (2013).
  16. Bargmann, C. I., Avery, L. Laser killing of cells in Caenorhabditis elegans. Methods in Cell Biology. 48, 225-250 (1995).
  17. Avery, L., Horvitz, H. R. Effects of starvation and neuroactive drugs on feeding in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 253 (3), 263-270 (1990).
  18. Chalfie, M., et al. The neural circuit for touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. Journal of Neuroscience. 5 (4), 956-964 (1985).
  19. Ghosh, R., Emmons, S. W. Episodic swimming behavior in the nematode C. elegans. Journal of Experimental Biology. 211 (23), 3703-3711 (2008).
  20. Rankin, C. H., Beck, C. D., Chiba, C. M. Caenorhabditis elegans: a new model system for the study of learning and memory. Behavioural Brain Research. 37 (1), 89-92 (1990).
  21. Avery, L. Motor neuron M3 controls pharyngeal muscle relaxation timing in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 175, 283-297 (1993).
  22. Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70 (3), 817-821 (1973).
  23. Bargmann, C. I., Thomas, J. H., Horvitz, H. R. Chemosensory cell function in the behavior and development of Caenorhabditis elegans. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. 55, 529-538 (1990).
  24. Anne, C. H. Behavior. WormBook: The Online Review of C. elegans Biology. 2005-2018, (2006).
  25. Biston, M. C., et al. An objective method to measure cell survival by computer-assisted image processing of numeric images of Petri dishes. Physics in Medicine & Biology. 48 (11), 1551-1563 (2003).
  26. Nussbaum-Krammer, C. I., Neto, M. F., Brielmann, R. M., Pedersen, J. S., Morimoto, R. I. Investigating the spreading and toxicity of prion-like proteins using the metazoan model organism C. elegans. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e52321 (2015).
  27. Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay. Lab on a Chip. 8 (9), 1432-1435 (2008).
  28. Javer, A., et al. An open-source platform for analyzing and sharing worm-behavior data. Nature Methods. 15 (9), 645-646 (2018).
  29. Koopman, M., et al. Assessing motor-related phenotypes of Caenorhabditis elegans with the wide field-of-view nematode tracking platform. Nature Protocols. 15 (6), 2071-2106 (2020).
  30. Churgin, M. A., et al. Longitudinal imaging of Caenorhabditis elegans in a microfabricated device reveals variation in behavioral decline during aging. eLife. 6, 26652 (2017).
  31. Angstman, N. B., Kiessling, M. C., Frank, H. G., Schmitz, C. High interindividual variability in dose-dependent reduction in speed of movement after exposing C. elegans to shock waves. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 9, 12 (2015).
  32. Rahman, M., et al. NemaLife chip: a micropillar-based microfluidic culture device optimized for aging studies in crawling C. elegans. Scientific Reports. 10 (1), 16190 (2020).
  33. Bianchi, J. I., Stockert, J. C., Buzzi, L. I., Blazquez-Castro, A., Simonetta, S. H. Reliable screening of dye phototoxicity by using a Caenorhabditis elegans fast bioassay. PLoS One. 10 (6), 0128898 (2015).
  34. Albertson, D. G., Thomson, J. N. The pharynx of Caenorhabditis elegans. Philososophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 275 (938), 299-325 (1976).
  35. Raizen, D. M., Avery, L. Electrical activity and behavior in the pharynx of Caenorhabditis elegans. Neuron. 12 (3), 483-495 (1994).
  36. Avery, L., You, Y. J. C. elegans feeding. WormBook. , 1-23 (2012).
  37. Morck, C., Rauthan, M., Wagberg, F., Pilon, M. pha-2 encodes the C. elegans ortholog of the homeodomain protein HEX and is required for the formation of the pharyngeal isthmus. Biologia dello sviluppo. 272 (2), 403-418 (2004).
  38. Song, B. M., Avery, L. Serotonin activates overall feeding by activating two separate neural pathways in Caenorhabditis elegans. TheJournal of Neuroscience. 32 (6), 1920-1931 (2012).
  39. Avery, L., Raizen, D., Lockery, S. Electrophysiological methods. Methods in Cell Biology. 48, 251-269 (1995).
  40. Kopito, R. B., Levine, E. Durable spatiotemporal surveillance of Caenorhabditis elegans response to environmental cues. Lab in a Chip. 14 (4), 764-770 (2014).
  41. Lee, K. S., et al. Serotonin-dependent kinetics of feeding bursts underlie a graded response to food availability in C. elegans. Nature Communications. 8, 14221 (2017).
  42. Brinkmann, V., Ale-Agha, N., Haendeler, J., Ventura, N. The Aryl Hydrocarbon Receptor (AhR) in the aging process: Another puzzling role for this highly conserved transcription factor. Frontiers in Physiology. 10, 1561 (2019).
  43. Huang, C., et al. Intrinsically aggregation-prone proteins form amyloid-like aggregates and contribute to tissue aging in Caenorhabditis elegans. eLife. 8, 43059 (2019).
  44. Zhu, B., et al. Functional analysis of epilepsy-associated variants in STXBP1/Munc18-1 using humanized Caenorhabditis elegans. Epilepsia. 61 (4), 810-821 (2020).
  45. Weeks, J. C., Robinson, K. J., Lockery, S. R., Roberts, W. M. Anthelmintic drug actions in resistant and susceptible C. elegans revealed by electrophysiological recordings in a multichannel microfluidic device. International Journal of Parasitology. Drugs and Drug Resistance. 8 (3), 607-628 (2018).
  46. Haroon, S., et al. Multiple molecular mechanisms rescue mtDNA disease in C. elegans. Cell Reports. 22 (12), 3115-3125 (2018).
  47. Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. High-throughput behavioral analysis in C. elegans. Nature Methods. 8 (7), 592-598 (2011).
  48. Mathew, M. D., Mathew, N. D., Ebert, P. R. WormScan: a technique for high-throughput phenotypic analysis of Caenorhabditis elegans. PLoS One. 7 (3), 33483 (2012).
  49. Mathew, M. D., et al. Using C. elegans forward and reverse genetics to identify new compounds with anthelmintic activity. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (10), 0005058 (2016).
  50. Kayser, E. B., Morgan, P. G., Hoppel, C. L., Sedensky, M. M. Mitochondrial expression and function of GAS-1 in Caenorhabditis elegans. Journal Biological Chemistry. 276 (23), 20551-20558 (2001).
  51. Falk, M. J., Kayser, E. B., Morgan, P. G., Sedensky, M. M. Mitochondrial complex I function modulates volatile anesthetic sensitivity in C. elegans. Current Biology. 16 (16), 1641-1645 (2006).
  52. Kwon, Y. J., Guha, S., Tuluc, F., Falk, M. J. High-throughput BioSorter quantification of relative mitochondrial content and membrane potential in living Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 40, 42-50 (2018).
  53. Hirsh, D., Oppenheim, D., Klass, M. Development of the reproductive system of Caenorhabditis elegans. Biologia dello sviluppo. 49 (1), 200-219 (1976).
  54. Steele, W. B., Mole, R. A., Brooks, B. W. Experimental protocol for examining behavioral response profiles in larval fish: Application to the Neuro-stimulant caffeine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e57938 (2018).
  55. Carlsson, G., Blomberg, M., Pohl, J., Orn, S. Swimming activity in zebrafish larvae exposed to veterinary antiparasitic pharmaceuticals. Environmental Toxicology and Pharmacology. 63, 74-77 (2018).
  56. Yang, X., et al. High-throughput screening in larval zebrafish identifies novel potent sedative-hypnotics. Anesthesiology. 129 (3), 459-476 (2018).

Tags

Keywords: Caenorhabditis ElegansMitochondrial DiseaseLocomotor ActivityMotility AssaySemiautomated AssayLiquid MediumZebraLab SoftwareVideo RecordingActivity DetectionWorm BehaviorDrug Screening
check_url/it/62244?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Lavorato, M., Mathew, N. D., Shah, N., Nakamaru-Ogiso, E., Falk, M. J. Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease. J. Vis. Exp. (170), e62244, doi:10.3791/62244 (2021).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image