Komparativ analyse av eksperimentelle metoder for å kvantifisere dyreaktivitet i Caenorhabditis elegans Modeller av mitokondriesykdom
Summary
Denne studien presenterer protokoller for to halvautomatiske lokomotoriske aktivitetsanalyser i C. elegans kompleks I sykdom gass-1(fc21) ormer, nemlig ZebraLab (en middels gjennomstrømningsanalyse) og WormScan (en høy gjennomstrømningsanalyse) og gir komparativ analyse blant et bredt spekter av forskningsmetoder for å kvantifisere nematodeadferd og integrert nevromuskulær funksjon.
Abstract
Caenorhabditis elegans er allment anerkjent for sin sentrale nytte som en translasjonell dyremodell for effektivt å forhøre mekanismer og terapier av ulike menneskelige sykdommer. Ormer er spesielt godt egnet for genetiske skjermer og legemiddelskjermer med høy gjennomstrømning for å få dypere innsikt i terapeutiske mål og terapier ved å utnytte deres raske utviklingssyklus, stor brødstørrelse, kort levetid, mikroskopisk transparens, lave vedlikeholdskostnader, robust pakke med genomiske verktøy, mutante depoter og eksperimentelle metoder for å forhøre både in vivo og ex vivo fysiologi. Orm lokomotorisk aktivitet representerer en spesielt relevant fenotype som ofte svekkes ved mitokondriesykdom, som er svært heterogen i årsaker og manifestasjoner, men som samlet deler en svekket kapasitet til å produsere cellulær energi. Mens en pakke med forskjellige metoder kan brukes til å forhøre ormadferd, varierer disse sterkt i eksperimentelle kostnader, kompleksitet og verktøy for genomiske eller narkotika high-throughput skjermer. Her ble den relative gjennomstrømningen, fordelene og begrensningene til 16 forskjellige aktivitetsanalysemetoder sammenlignet som kvantifiserer nematode-bevegelse, thrashing, faryngeal pumping og / eller chemotaxis i enkelt ormer eller ormpopulasjoner av C. elegans på forskjellige stadier, aldre og eksperimentelle varigheter. Detaljerte protokoller ble demonstrert for to halvautomatiske metoder for å kvantifisere nematode lokomotorisk aktivitet som representerer nye anvendelser av tilgjengelige programvareverktøy, nemlig ZebraLab (en middels gjennomstrømningstilnærming) og WormScan (en tilnærming med høy gjennomstrømning). Data fra å anvende disse metodene viste lignende grader av redusert dyreaktivitet på L4 larvalstadiet, og utviklet seg på dag 1 voksne, i mitokondriekompleks I sykdom (gass-1(fc21)mutante ormer i forhold til wild-type (N2 Bristol) C. elegans. Disse dataene validerer verktøyet for disse nye applikasjonene ved bruk av ZebraLab- eller WormScan-programvareverktøy for å kvantifisere orm lokomotorisk aktivitet effektivt og objektivt, med variabel kapasitet til å støtte høygjennomstrømningsmedisin screening på ormadferd i prekliniske dyremodeller av mitokondriesykdom.
Introduction
Caenorhabiditis elegans er allment anerkjent som en fremragende modell innen nevrovitenskap basert på at den har 302 nevroner som koordinerer all ormadferd, inkludert parring, fôring, egglegging, avføring, svømming og bevegelse på faste medier1. Disse hermafrodittiske nematodene er også mye brukt til å forstå et bredt spekter av menneskelige sykdomsmekanismer, muliggjort av sitt godt karakteriserte genom og høye homologi av ~ 80% gener mellom C. elegans og mennesker2,3,4. C. elegans har lenge vært brukt til å forhøre menneskelig mitokondriesykdom5,6,7,8,9,10, som er en svært genetisk og fenotypisk heterogen gruppe arvelige metabolske forstyrrelser som deler nedsatt kapasitet til å generere cellulær energi og ofte klinisk tilstede med betydelig nedsatt nevromuskulær funksjon, treningsintoleranse og tretthet11 ,12,13,14. For dette formål muliggjør bruk av C. elegans-modeller preklinisk modellering av kvantitative aspekter av dyreaktivitet og nevromuskulær funksjon i forskjellige genetiske undertyper av mitokondriesykdom, samt deres respons på kandidatterapier som kan forbedre deres nevromuskulære funksjon og generell aktivitet.
Nevromuskulær aktivitet i C. elegans er objektivt målbar ved en rekke eksperimentelle metoder, inkludert både manuelle og halvautomatiske tilnærminger som tillater funksjonelle analyser i enten faste eller flytende medier (Tabell 1)1,15. Nøyaktig kvantitet av C. elegans aktivitet har vist seg viktig for å muliggjøre funn knyttet til funksjon og utvikling av muskel- og nervesystemet16,17,18. Denne studien oppsummerer og sammenligner eksperimentelle krav, fordeler og begrensninger ved 17 ulike analyser som kan utføres i forskningslaboratorier for å evaluere nevromuskulær funksjon og aktivitet på fire nøkkelutfall i C. elegans sykdomsmodeller, både ved baseline ved en rekke utviklingsstadier og aldre, samt som svar på kandidatterapier ( Tabell 1 elegans sykdomsmodeller, både ved baseline i en rekke utviklingsstadier og aldre, samt som svar på kandidatterapier (Tabell 1 ). Faktisk gir studien en detaljert oversikt over utvalget av tilgjengelige eksperimentelle tilnærminger for å karakterisere rater av C. elegans thrashing (kroppsbøyninger per minutt), lokomotorisk aktivitet, faryngeal pumping og chemotaxis-i hvert tilfelle som spesifiserer eksperimentell og analytisk metodikk som brukes, fordelene og begrensningene ved hver metode, utstyret og programvaren som trengs for å utføre og analysere hver analyse, og gjennomstrømningskapasiteten til hver metode for å støtte bruken til genetiske eller narkotikascreeningsformål med høy gjennomstrømning. Gjennomstrømningskapasiteten til hver analyse beskrives som lav, middels eller høy basert på den eksperimentelle protokollkompleksiteten, inkludert ormvedlikehold, behandlingstid, bruk av enkeltplater eller flerbrønnplater og/eller eksperimenteringstid som trengs for å fullføre eksperimentelle innstillings- og dataanalyser.
Manuelle analyser av thrashing19, lokomotorisk aktivitet20, farynngeal pumping17,21og chemotaxis22,23 er veletablerte metoder for å evaluere ormaktivitet som krever et stereomikroskop24. Mens måling av thrashing aktivitet av ormer krever analyse i flytende medier for å bestemme frekvensen av kroppsbøyninger per minutt, orm locomotor aktivitet kan måles enten på faste medier eller i flytende medier. Manuelle analyser av individuell ormaktivitet er imidlertid iboende tidkrevende og innebærer uunngåelig brukergenerert skjevhet. Automatisering av ormaktivitetsanalyser minimerer brukergenererte skjevheter og kan i stor grad øke eksperimentell gjennomstrømning25. Videoopptak av orm thrashing aktivitet i flytende medier kan analyseres ved hjelp av wrMTrck, en ImageJ plugin26. Imidlertid begrenset de opprinnelige eksperimentelle innstillingene som ble utviklet for wrMTrck sitt verktøy, siden for mange ormer i en enkelt væskedråpe førte til overlapping av ormer som gjorde nøyaktig sporing vanskelig. Selv om denne eksperimentelle begrensningen er løst27, kan ikke wrMTrck -metoden støtte screening med høy gjennomstrømning.
Det finnes en rekke metoder for å kvantifisere orm lokomotorisk aktivitet ved baseline og som svar på kandidatbehandlinger i C. elegans mitokondrie sykdomsmodeller. Disse inkluderer ZebraLab (ViewPoint Life Sciences), Tierpsy Tracker28, wide field-of-view nematode tracking platform (WF-NTP)29, WormMotel, WormWatcher30, WormLab31, Infinity Chip32og WMicrotracker One33 (Tabell 1). Disse metodene muliggjør samtidig analyse av bevegelse i flere ormstammer eller forhold, vanligvis på multi-brønnplater, og støtter dermed applikasjoner for narkotikascreening med høyere gjennomstrømning. Noen av disse metodene har unike hensyn som kan begrense eller forbedre deres generelle verktøy, for eksempel behovet for dyrt utstyr kontra programvare med åpen tilgang, og varierende enkel utførelse av eksperimentelle protokoller. Totalt sett er ingen enkelt eksperimentelt system eller protokoll ideelt egnet for alle C. elegans lokomotoriske aktivitetseksperimenter. Snarere er det viktig å nøye velge hvilken metode som passer best til den spesifikke undersøkerens eksperimentelle mål og krav.
Pharyngeal pumping representerer et annet viktig resultat for å vurdere nevromuskulær aktivitet i C. elegans. C. elegans pharynx består av 20 muskelceller, 20 nevroner og 20 andre celler som muliggjør inntak av Escherichia coli (E. coli) i den fremre enden av ormens fordøyelseskanal34,35,36. Det er etablert flere manuelle metoder for å bestemme pharyngeal pumpehastigheter17,21,37,38. De fleste metoder er basert på bruk av et stereomikroskop og kamera for å visualisere og registrere faryngeal pumpefrekvens med direkte telling av den eksperimentelle observatøren21. Automatisert pharyngeal pumpehastighetsanalyse er mulig ved å utføre en ekstracellulær registrering kalt elektropharyngeogram (EPG), som gir ytterligere informasjon om varigheten av hver pumpe39. Pharyngeal pumpehastighetsanalyse er også mulig i et mikrofluidisk system, WormSpa, hvor individuelle ormer er begrenset i kamre40,41. En kommersiell metode tilgjengelig for å lette analysen av pharyngeal pumpehastigheten er ScreenChip System (InVivo Biosystems), som måler, visualiserer og analyserer de nevromuskulære aspektene ved fôringsadferd i en enkelt orm som er immobilisert i en tilpasset brikke. Denne pharyngeal pumpende kvantumstilnærmingsmetoden kan brukes til å vurdere både nevronale og fysiologiske responser på narkotika, aldring og andre faktorer42,43,44,45.
Chemotaxis beskriver bevegelsen av C. elegans som svar på en luktstoff plassert vekk fra ormene i et definert område av nematode vekstmediene (NGM) plate. Vurdering av chemotaxis-responsen gir et integrert mål på orm nevronal og nevromuskulær aktivitet som kan kvantifiseres ved å observere og måle den fysiske avstanden som er reist av ormer mot luktstoffet i en definert tidsperiode46. Multi-Worm Tracker er en automatisk metode som kan brukes til å forbedre den eksperimentelle effektiviteten ved å kvantifisere avstanden som er reist av ormer mot en tiltrekningskraft eller fra en avstøtende47.
Her beskrives den detaljerte protokollen for to nye, halvautomatiske metoder etablert for kvantifisering av ormaktivitet. Den første tilnærmingen benytter ZebraLab en kommersiell programvare som opprinnelig ble utviklet for å studere svømmeaktivitet av Danio rerio (sebrafisk), for en ny medium-gjennomstrømningsapplikasjon for å kvantifisere generell lokomotorisk aktivitet i flytende medier av C. elegans basert på pikselendringer under bevegelse (Tabell 1, figur 1). Datautgang hentes raskt fra et stort antall samtidige forhold og prøver analysert på et glasssklie, selv om denne metoden ikke er egnet for et multi-brønns plateformat. Den andre tilnærmingen er en ny tilpasning av WormScan-metoden48,49 ( figur2), som bruker en planskanner til å lage et differensialbilde av to sekvensielle skanninger som kan brukes med åpen kildekode-programvare for å muliggjøre halvautomatisk kvantitativ analyse av integrerte fysiologiske resultater som fecundity og overlevelse. Her ble det utviklet en ny høygjennomstrømningstilpasning av WormScan-metoden for å kvantifisere orm lokomotorisk aktivitet i flytende medier i populasjoner av femten larvaltrinn 4 (L4) ormer per brønn av en 96-brønns, flatbunnplate. Denne halvautomatiske og rimelige WormScan-metodikken kan lett tilpasses høygjennomstrømningsmedisinske skjermer, samt til analyser av ulike dyrestadier og alder48,49.
Her demonstreres protokollen og effekten av å analysere C. elegans lokomotorisk aktivitet ved hjelp av både ZebraLab og WormScan halvautomatiske metoder i en veletablert C. elegans-modell for mitokondriekompleks I sykdom, gass-1(fc21). gas-1 (K09A9,5 gen) er en ortolog av humant NDUFS2 (NADH: ubiquinone oxidoreductase core (jern-svovelprotein) subenhet 2) (Figur 3). C. elegans gas-1(fc21) mutantstamme bærer en homozygot p.R290K missense mutasjon i den menneskelige ortologen av NDUFS250, forårsaker betydelig redusert fecundity og levetid, nedsatt respiratorisk kjede oksidativ fosforylering (OXPHOS) kapasitet51, samt redusert mitokondriemasse og membranpotensial med økt oksidativ stress5,8 , . Til tross for sin veletablerte bruk de siste to tiårene for å studere mitokondriesykdom, ble lokomotorisk aktivitet av gass-1(fc21) mutanter ikke tidligere rapportert. Her ble ZebraLab- og WormScan-metoder brukt til uavhengig kvantifisere den lokomotoriske aktiviteten til gass-1(fc21) sammenlignet med wild-type (WT, N2 Bristol) ormer, både som en måte å validere metodene på, samt å demonstrere deres komparative nytte og effektivitet av eksperimentelle protokoller og informatikkanalyser. ZebraLab programvare tillot rask kvantitet av flere samtidige forhold av orm locomotorisk aktivitet i C. elegans mitokondrie sykdom modeller, med potensiell anvendelse for målrettet narkotika screening eller validering studier. Spesielt WormScan-analyse er godt egnet til å enkelt muliggjøre høygjennomstrømningsmedisinske skjermer av sammensatte biblioteker og prioritere ledninger som forbedrer dyrets nevromuskulære funksjon og lokomotorisk aktivitet i prekliniske C. elegans-modeller av primær mitokondriesykdom.
Protocol
Representative Results
Discussion
Her oppsummerte studien detaljert informasjon og begrunnelser for å studere C. elegans nevromuskulær aktivitet på nivået av forskjellige resultater, inkludert orm thrashing, bevegelse, faryngeal pumping og chemotaxis. Sammenligningen av 16 forskjellige aktivitetsanalysemetoder ble utført når det gjelder relativ gjennomstrømning, fordeler og begrensninger ved kvantifisere nematodeaktiviteter i en enkelt orm- eller ormpopulasjoner i forskjellige aldre og eksperimentelle varigheter. Blant disse ble to nye ti…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi er takknemlige til Anthony Rosner, PhD., med hans organisatoriske støtte til den tidlige utarbeidelsen av dette prosjektet, og til Erin Haus for å bidra til protokollanalyse. Dette arbeidet ble finansiert av Juliet’s Cure FBXL4 Mitochondrial Disease Research Fund, Jaxson Flynt C12ORF65 Research Fund og National Institutes of Health (R01-GM120762, R01-GM120762-08S1, R35-GM134863 og T32-NS007413). Innholdet er utelukkende forfatternes ansvar og representerer ikke nødvendigvis de offisielle synspunktene til funderne eller National Institutes of Health.
Materials
| C. elegans wild isolate | Caenorhabditis Genetics Center (CGC) | N2 Bristol | |
| Camera | Olympus | DP73 | |
| gas-1(fc-21) | CGC | CW152 | |
| Microscope slides | ThermoFisher | 4951PLUS | |
| Nematode Growth Medium (NGM) | Research Products International Corp. | N81800-1000.0 | |
| OP50 Escherichia coli | CGC | Uracil auxotroph E. coli strain | |
| Petri dishes (60 mm) | VWR international | 25373-085 | |
| S. Basal | VWR 5.85 g NaCl, 1 g K2 HPO4, 6 g KH2PO4, and 5 mg cholesterol, in 1 l H2O | VWR 101175-162, 103467-156, EM1.09828.1000, 97061-660 | |
| Scanner | EPSON | V800 | |
| Stereomicroscope | Olympus | MVX10 microscope | |
| 96-well flat bottom | VWR international | 29442-056 | |
| WormScan software | Mathew et al. 45 | S1 Standalone Java platform | Software for automation of difference image of scanned plates |
| ZebraLab software | ViewPoint | Software for automated quantization and tracking of zebrafish behavior, designed by ViewPoint (http://www.viewpoint.fr/en/p/software/zebralab-zebrafish-behavior-screening) and here applied to C. elegans. This system is applicable for high-throughput behavioral analysis |
Riferimenti
- Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. Keeping track of worm trackers. WormBook. , 1-17 (2013).
- Shaye, D. D., Greenwald, I. OrthoList: a compendium of C. elegans genes with human orthologs. PLoS One. 6 (5), 20085 (2011).
- van Ham, T. J., et al. C. elegans model identifies genetic modifiers of alpha-synuclein inclusion formation during aging. PLoS Genetics. 4 (3), 1000027 (2008).
- Kim, W., Underwood, R. S., Greenwald, I., Shaye, D. D. OrthoList 2: A new comparative genomic analysis of human and Caenorhabditis elegans genes. Genetica. 210 (2), 445-461 (2018).
- Dingley, S., et al. Mitochondrial respiratory chain dysfunction variably increases oxidant stress in Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 10 (2), 125-136 (2010).
- Polyak, E., Zhang, Z., Falk, M. J. Molecular profiling of mitochondrial dysfunction in Caenorhabditis elegans. Methods in Molecular Biology. 837, 241-255 (2012).
- McCormick, E., Place, E., Falk, M. J. Molecular genetic testing for mitochondrial disease: from one generation to the next. Neurotherapeutics. 10 (2), 251-261 (2013).
- McCormack, S., et al. Pharmacologic targeting of sirtuin and PPAR signaling improves longevity and mitochondrial physiology in respiratory chain complex I mutant Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 22, 45-59 (2015).
- Polyak, E., et al. N-acetylcysteine and vitamin E rescue animal longevity and cellular oxidative stress in pre-clinical models of mitochondrial complex I disease. Molecular Genetics and Metabolism. 123 (4), 449-462 (2018).
- Guha, S., et al. Pre-clinical evaluation of cysteamine bitartrate as a therapeutic agent for mitochondrial respiratory chain disease. Human Molecular Genetics. 28 (11), 1837-1852 (2019).
- Gorman, G. S., et al. Prevalence of nuclear and mitochondrial DNA mutations related to adult mitochondrial disease. Annals of Neurology. 77 (5), 753-759 (2015).
- Mancuso, M., Orsucci, D., Filosto, M., Simoncini, C., Siciliano, G. Drugs and mitochondrial diseases: 40 queries and answers. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 13 (4), 527-543 (2012).
- Gai, X., et al. Mutations in FBXL4, encoding a mitochondrial protein, cause early-onset mitochondrial encephalomyopathy. American Journal of Human Genetics. 93 (3), 482-495 (2013).
- Dillin, A., et al. Rates of behavior and aging specified by mitochondrial function during development. Science. 298 (5602), 2398-2401 (2002).
- Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes. Nature Methods. 10 (9), 877-879 (2013).
- Bargmann, C. I., Avery, L. Laser killing of cells in Caenorhabditis elegans. Methods in Cell Biology. 48, 225-250 (1995).
- Avery, L., Horvitz, H. R. Effects of starvation and neuroactive drugs on feeding in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 253 (3), 263-270 (1990).
- Chalfie, M., et al. The neural circuit for touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. Journal of Neuroscience. 5 (4), 956-964 (1985).
- Ghosh, R., Emmons, S. W. Episodic swimming behavior in the nematode C. elegans. Journal of Experimental Biology. 211 (23), 3703-3711 (2008).
- Rankin, C. H., Beck, C. D., Chiba, C. M. Caenorhabditis elegans: a new model system for the study of learning and memory. Behavioural Brain Research. 37 (1), 89-92 (1990).
- Avery, L. Motor neuron M3 controls pharyngeal muscle relaxation timing in Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Zoology. 175, 283-297 (1993).
- Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70 (3), 817-821 (1973).
- Bargmann, C. I., Thomas, J. H., Horvitz, H. R. Chemosensory cell function in the behavior and development of Caenorhabditis elegans. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. 55, 529-538 (1990).
- Anne, C. H. Behavior. WormBook: The Online Review of C. elegans Biology. 2005-2018, (2006).
- Biston, M. C., et al. An objective method to measure cell survival by computer-assisted image processing of numeric images of Petri dishes. Physics in Medicine & Biology. 48 (11), 1551-1563 (2003).
- Nussbaum-Krammer, C. I., Neto, M. F., Brielmann, R. M., Pedersen, J. S., Morimoto, R. I. Investigating the spreading and toxicity of prion-like proteins using the metazoan model organism C. elegans. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e52321 (2015).
- Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay. Lab on a Chip. 8 (9), 1432-1435 (2008).
- Javer, A., et al. An open-source platform for analyzing and sharing worm-behavior data. Nature Methods. 15 (9), 645-646 (2018).
- Koopman, M., et al. Assessing motor-related phenotypes of Caenorhabditis elegans with the wide field-of-view nematode tracking platform. Nature Protocols. 15 (6), 2071-2106 (2020).
- Churgin, M. A., et al. Longitudinal imaging of Caenorhabditis elegans in a microfabricated device reveals variation in behavioral decline during aging. eLife. 6, 26652 (2017).
- Angstman, N. B., Kiessling, M. C., Frank, H. G., Schmitz, C. High interindividual variability in dose-dependent reduction in speed of movement after exposing C. elegans to shock waves. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 9, 12 (2015).
- Rahman, M., et al. NemaLife chip: a micropillar-based microfluidic culture device optimized for aging studies in crawling C. elegans. Scientific Reports. 10 (1), 16190 (2020).
- Bianchi, J. I., Stockert, J. C., Buzzi, L. I., Blazquez-Castro, A., Simonetta, S. H. Reliable screening of dye phototoxicity by using a Caenorhabditis elegans fast bioassay. PLoS One. 10 (6), 0128898 (2015).
- Albertson, D. G., Thomson, J. N. The pharynx of Caenorhabditis elegans. Philososophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 275 (938), 299-325 (1976).
- Raizen, D. M., Avery, L. Electrical activity and behavior in the pharynx of Caenorhabditis elegans. Neuron. 12 (3), 483-495 (1994).
- Avery, L., You, Y. J. C. elegans feeding. WormBook. , 1-23 (2012).
- Morck, C., Rauthan, M., Wagberg, F., Pilon, M. pha-2 encodes the C. elegans ortholog of the homeodomain protein HEX and is required for the formation of the pharyngeal isthmus. Biologia dello sviluppo. 272 (2), 403-418 (2004).
- Song, B. M., Avery, L. Serotonin activates overall feeding by activating two separate neural pathways in Caenorhabditis elegans. TheJournal of Neuroscience. 32 (6), 1920-1931 (2012).
- Avery, L., Raizen, D., Lockery, S. Electrophysiological methods. Methods in Cell Biology. 48, 251-269 (1995).
- Kopito, R. B., Levine, E. Durable spatiotemporal surveillance of Caenorhabditis elegans response to environmental cues. Lab in a Chip. 14 (4), 764-770 (2014).
- Lee, K. S., et al. Serotonin-dependent kinetics of feeding bursts underlie a graded response to food availability in C. elegans. Nature Communications. 8, 14221 (2017).
- Brinkmann, V., Ale-Agha, N., Haendeler, J., Ventura, N. The Aryl Hydrocarbon Receptor (AhR) in the aging process: Another puzzling role for this highly conserved transcription factor. Frontiers in Physiology. 10, 1561 (2019).
- Huang, C., et al. Intrinsically aggregation-prone proteins form amyloid-like aggregates and contribute to tissue aging in Caenorhabditis elegans. eLife. 8, 43059 (2019).
- Zhu, B., et al. Functional analysis of epilepsy-associated variants in STXBP1/Munc18-1 using humanized Caenorhabditis elegans. Epilepsia. 61 (4), 810-821 (2020).
- Weeks, J. C., Robinson, K. J., Lockery, S. R., Roberts, W. M. Anthelmintic drug actions in resistant and susceptible C. elegans revealed by electrophysiological recordings in a multichannel microfluidic device. International Journal of Parasitology. Drugs and Drug Resistance. 8 (3), 607-628 (2018).
- Haroon, S., et al. Multiple molecular mechanisms rescue mtDNA disease in C. elegans. Cell Reports. 22 (12), 3115-3125 (2018).
- Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. High-throughput behavioral analysis in C. elegans. Nature Methods. 8 (7), 592-598 (2011).
- Mathew, M. D., Mathew, N. D., Ebert, P. R. WormScan: a technique for high-throughput phenotypic analysis of Caenorhabditis elegans. PLoS One. 7 (3), 33483 (2012).
- Mathew, M. D., et al. Using C. elegans forward and reverse genetics to identify new compounds with anthelmintic activity. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (10), 0005058 (2016).
- Kayser, E. B., Morgan, P. G., Hoppel, C. L., Sedensky, M. M. Mitochondrial expression and function of GAS-1 in Caenorhabditis elegans. Journal Biological Chemistry. 276 (23), 20551-20558 (2001).
- Falk, M. J., Kayser, E. B., Morgan, P. G., Sedensky, M. M. Mitochondrial complex I function modulates volatile anesthetic sensitivity in C. elegans. Current Biology. 16 (16), 1641-1645 (2006).
- Kwon, Y. J., Guha, S., Tuluc, F., Falk, M. J. High-throughput BioSorter quantification of relative mitochondrial content and membrane potential in living Caenorhabditis elegans. Mitochondrion. 40, 42-50 (2018).
- Hirsh, D., Oppenheim, D., Klass, M. Development of the reproductive system of Caenorhabditis elegans. Biologia dello sviluppo. 49 (1), 200-219 (1976).
- Steele, W. B., Mole, R. A., Brooks, B. W. Experimental protocol for examining behavioral response profiles in larval fish: Application to the Neuro-stimulant caffeine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e57938 (2018).
- Carlsson, G., Blomberg, M., Pohl, J., Orn, S. Swimming activity in zebrafish larvae exposed to veterinary antiparasitic pharmaceuticals. Environmental Toxicology and Pharmacology. 63, 74-77 (2018).
- Yang, X., et al. High-throughput screening in larval zebrafish identifies novel potent sedative-hypnotics. Anesthesiology. 129 (3), 459-476 (2018).
