JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Ricerca sul cancro

Динамическая визуализация Т-клеток рецептора химерного антигена с помощью [18F]Тетрафтороборатно-позитронно-эмиссионной томографии/компьютерной томографии

Published: February 17, 2022
doi:
10.3791/62334
, , , , , , , , , ,
1T Cell Engineering,Mayo Clinic, 2Division of Hematology,Mayo Clinic, 3Department of Radiology,Mayo Clinic, 4Regenerative Sciences PhD,Mayo Clinic, 5Department of Molecular Medicine,Mayo Clinic, 6Department of Immunology,Mayo Clinic

Summary

Этот протокол описывает методологию неинвазивного отслеживания Т-клеток, генетически модифицированных для экспрессии рецепторов химерного антигена in vivo с помощью клинически доступной платформы.

Abstract

Т-клетки, генетически модифицированные для экспрессии рецепторов химерного антигена (CAR), показали беспрецедентные результаты в ключевых клинических испытаниях для пациентов со злокачественными новообразованиями В-клеток или множественной миеломой (ММ). Однако многочисленные препятствия ограничивают эффективность и запрещают широкое использование терапии Т-клетками CAR из-за плохого трафика и инфильтрации в опухолевые участки, а также отсутствия персистенции in vivo. Кроме того, опасные для жизни токсичные вещества, такие как синдром высвобождения цитокинов или нейротоксичность, являются основными проблемами. Эффективная и чувствительная визуализация и отслеживание Т-клеток CAR позволяет оценить трафик, расширение и характеристику Т-клеток in vivo и позволяет разработать стратегии для преодоления текущих ограничений терапии Т-клетками CAR. В данной работе описывается методология включения симпортера йодида натрия (NIS) в Т-клетки CAR и визуализации Т-клеток CAR с использованием [18F]тетрафторборат-позитронно-эмиссионной томографии ([18F]TFB-PET) в доклинических моделях. Методы, описанные в этом протоколе, могут быть применены к другим конструкциям CAR и генам-мишеням в дополнение к тем, которые используются для этого исследования.

Introduction

Клеточная терапия химерным антигенным рецептором Т (CAR T) является быстро развивающимся и потенциально излечительным подходом при гематологических злокачественных новообразованиях1,2,3,4,5,6. Сообщалось о экстраординарных клинических исходах после CD19-направленной CAR T (CART19) или антигена созревания В-клеток (BCMA) CAR T-клеточной терапии2. Это привело к одобрению Управлением по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов США (FDA) клеток CART19 для агрессивной В-клеточной лимфомы (axicabtagene ciloleucel (Axi-Cel)4, тизагенлеклюцела (Tisa-Cel)3 и лизокабтагена маралеуцеля)7, острого лимфобластного лейкоза (Tisa-Cel)5,8, лимфомы мантийных клеток (brexucabtagene autoleuce)9 и фолликулярной лимфомы (Axi-Cel)10 . Совсем недавно FDA одобрило BCMA-направленную CAR T-клеточную терапию у пациентов с множественной миеломой (MM) (idecabtagene vicleucel)11. Кроме того, CAR T-клеточная терапия хронического лимфоцитарного лейкоза (ХЛЛ) находится на поздней стадии клинической разработки и, как ожидается, получит одобрение FDA в течение следующих трех лет1.

Несмотря на беспрецедентные результаты ТЕРАПИИ Т-клетками CAR, ее широкое применение ограничено 1) недостаточным расширением Т-клеток CAR in vivo или плохой транспортировкой к опухолевым участкам, что приводит к снижению показателей длительного ответа12,13 и 2) развитием опасных для жизни нежелательных явлений, включая синдром высвобождения цитокинов (CRS)14,15 . Отличительные признаки CRS включают не только иммунную активацию, приводящую к повышенным уровням воспалительных цитокинов / хемокинов, но и массивную пролиферацию Т-клеток после инфузии Т-клеток CAR15,16. Таким образом, разработка валидированной стратегии клинического уровня для изображения Т-клеток CAR in vivo позволит 1) отслеживать Т-клетки CAR в режиме реального времени in vivo для мониторинга их перемещения в опухолевые участки и выявления потенциальных механизмов резистентности и 2) мониторинга расширения Т-клеток CAR и потенциального прогнозирования их токсичности, такой как развитие CRS.

Клиническими особенностями легкой СВК являются высокая температура, усталость, головная боль, сыпь, диарея, артралгия, миалгия и недомогание. При более тяжелой СВК у пациентов может развиться тахикардия/гипотония, капиллярная утечка, сердечная дисфункция, почечная/печеночная недостаточность и диссеминированная внутрисосудистая коагуляция17,18. В целом, было показано, что степень повышения цитокинов, включая интерферон-гамма, гранулоцитарно-макрофагальный колониестимулирующий фактор, интерлейкин (IL)-10 и IL-6, коррелирует с тяжестью клинических симптомов17,19. Тем не менее, широкое применение мониторинга цитокинов сыворотки «в режиме реального времени» для прогнозирования CRS затруднено из-за высокой стоимости и ограниченной доступности. Чтобы использовать полезные характеристики ТЕРАПИИ Т-клетками CAR, неинвазивная визуализация приемных Т-клеток может быть потенциально использована для прогнозирования эффективности, токсичности и рецидива после инфузии Т-клеток CAR.

Несколько исследователей разработали стратегии использования радионуклидной визуализации с позитронно-эмиссионной томографией (ПЭТ) или однофотонной эмиссионной компьютерной томографией (ОФЭКТ), которая обеспечивает высокое разрешение и высокую чувствительность20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 для визуализация in vivo и мониторинг незаконного оборота Т-клеток CAR. Среди этих стратегий визуализации на основе радионуклидов был разработан симпортер йодида натрия (NIS) в качестве чувствительного метода к клеткам изображения и вирусам с использованием ПЭТ-сканирования31,32. Визуализация Т-клеток NIS+CAR с помощью [18F]TFB-PET является чувствительной, эффективной и удобной технологией для оценки и диагностики расширения, трафика и токсичности Т-клеток CAR30. Этот протокол описывает 1) разработку Т-клеток NIS+CAR посредством двойной трансдукции с высокой эффективностью и 2) методологию визуализации Т-клеток NIS+CAR с помощью [18F]TFB-ПЭТ-сканирования. Т-клетки BCMA-CAR для MM используются в качестве экспериментальной модели для описания NIS в качестве репортера для визуализации Т-клеток CAR. Однако эти методологии могут быть применены к любой другой терапии Т-клетками CAR.

Protocol

Протокол следует руководящим принципам Совета по институциональному обзору клиники Майо, Институционального комитета по биобезопасности и Комитета по институциональному уходу за животными и их использованию клиники Майо. 1. Производство Т-клеток NIS+ BCMA-CAR <p class="jov…

Representative Results

На рисунке 1 показаны этапы генерации Т-клеток NIS+BCMA-CAR. На 0-й день изолируйте НБМК, а затем изолируйте Т-клетки путем отрицательного отбора. Затем стимулируют Т-клетки шариками против CD3/CD28. На 1-й день трансдукция Т-клеток с помощью лентивирусов NIS и BCMA-CAR. В дни 3, 4 и 5 п?…

Discussion

В данной работе описывается методология включения NIS в Т-клетки CAR и визуализации инфузионных CAR T-клеток in vivo через [18F]TFB-PET. В качестве доказательства концепции, Т-клетки NIS + BCMA-CAR были сгенерированы с помощью двойной трансдукции. Недавно мы сообщили, что включение NIS в CAR T-?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была частично поддержана через трубопровод Mayo Clinic K2R (SSK), Центр индивидуализированной медицины клиники Майо (SSK) и Фонд Предолина (RS). Рисунки 1, 2 и 4 были созданы с BioRender.com.

Materials

22 Gauge needle Covidien 8881250206
28 gauge insulin syringe BD 329461
96 well plate Corning 3595
Anti-human (ETNL) NIS Imanis REA009 ETNL antibody binds the cytosolic C-terminus of NIS
Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7 BioLegend 357507 Flow antibody
Anti-human CD45, clone HI30, BV421 BioLegend 304032 Flow antibody
Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7 BioLegend 103116 Flow antibody
Anti-rabbit IgG R&D F0110 Secondary antibody for NIS staining
BCMA-CAR construct, second generation IDT, Coralville, IA
BD Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution Kit BD 554714
CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscience Invitrogen 12-0037-42
CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28 Gibco 40203D
CytoFLEX System  B5-R3-V5 Beckman Coulter C04652 flow cytometer
Dimethyl sulfoxide Millipore Sigma D2650-100ML
Disposable Syringes with Luer-Lok Tips BD 309646
D-Luciferin, Potassium Salt Gold Biotechnology LUCK-1G
D-PBS (Dulbecco's phosphate-buffered saline) Gibco 14190-144
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144
Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator) Applied Biosystems A13346
Easy 50 EasySep Magnet STEMCELL Technologies 18002
EasySep Human T Cell Isolation Kit STEMCELL Technologies 17951 negative selection magnetic beads; 17951RF includes tips and buffer
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 Invitrogen A-21235
Inveon Multiple Modality PET/CT scanner Siemens Medical Solutions USA, Inc. 10506989 VFT 000 03
Isoflurane liquid Piramal Critical Care 66794-017-10
IVIS Lumina S5 Imaging System PerkinElmer CLS148588
IVIS® Spectrum In Vivo Imaging System PerkinElmer  124262
Lipofectamine 3000 Transfection Reagent Invitrogen L3000075
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Lymphoprep STEMCELL Technologies 07851
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterile Thermo Scientific 450-0020
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterile Thermo Scientific 450-0045
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ Jackson laboratory 05557
OPM-2 DSMZ CRL-3273 multiple myeloma cell line
pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro) Addgene 80389 lentiviral vector encoding luciferase-GFP
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
PMOD software PMOD PBAS and P3D
Pooled Human AB Serum Plasma Derived Innovative Research IPLA-SERAB-H-100ML
Puromycin Dihydrochloride MP Biomedicals, Inc. 0210055210
RoboSep-S STEMCELL Technologies 21000 Fully Automated Cell Separator
RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium) Gibco 21870-076
SepMate-50 (IVD) STEMCELL Technologies 85450 density gradient separation tubes
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
T175 flask Corning 353112
Terrell (isoflurane, USP) Piramal Critical Care Inc 66794-019-10
Webcol Alcohol Prep Covidien 6818
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), (2015).
  2. Raje, N., et al. Anti-BCMA CAR T-cell therapy bb2121 in relapsed or refractory multiple myeloma. New England Journal of Medicine. 380 (18), 1726-1737 (2019).
  3. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  4. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  5. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  6. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: a systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  7. Abramson, J. S., et al. Lisocabtagene maraleucel for patients with relapsed or refractory large B-cell lymphomas (TRANSCEND NHL 001): a multicentre seamless design study. Lancet. 396 (10254), 839-852 (2020).
  8. Shah, B. D., et al. KTE-X19 for relapsed or refractory adult B-cell acute lymphoblastic leukaemia: phase 2 results of the single-arm, open-label, multicentre ZUMA-3 study. Lancet. 398 (10299), 491-502 (2021).
  9. Wang, M., et al. KTE-X19 CAR T-cell therapy in relapsed or refractory mantle-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 382 (14), 1331-1342 (2020).
  10. Jacobson, C. A., et al. Axicabtagene ciloleucel in relapsed or refractory indolent non-Hodgkin lymphoma (ZUMA-5): a single-arm, multicentre, phase 2 trial. Lancet Oncology. 23 (1), 91-103 (2022).
  11. Munshi, N. C., et al. Idecabtagene Vicleucel in Relapsed and Refractory Multiple Myeloma. New England Journal of Medicine. 384 (8), 705-716 (2021).
  12. Sakemura, R., Cox, M. J., Hefazi, M., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Resistance to CART cell therapy: lessons learned from the treatment of hematological malignancies. Leukemia & Lymphoma. , 1-18 (2021).
  13. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  14. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  15. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy: Insights Into Mechanisms and Novel Therapies. Frontiers in Immunology. 11, 1973 (2020).
  16. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  17. Hay, K. A., et al. Kinetics and biomarkers of severe cytokine release syndrome after CD19 chimeric antigen receptor-modified T-cell therapy. Blood. 130 (21), 2295-2306 (2017).
  18. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  19. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  20. Krekorian, M., et al. Imaging of T-cells and their responses during anti-cancer immunotherapy. Theranostics. 9 (25), 7924-7947 (2019).
  21. Wei, W., Jiang, D., Ehlerding, E. B., Luo, Q., Cai, W. Noninvasive PET imaging of T cells. Trends in Cancer. 4 (5), 359-373 (2018).
  22. Volpe, A., et al. Spatiotemporal PET imaging reveals differences in CAR-T tumor retention in triple-negative breast cancer models. Molecular Therapy. 28 (10), 2271-2285 (2020).
  23. Minn, I., et al. Imaging CAR T cell therapy with PSMA-targeted positron emission tomography. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Keu, K. V., et al. Reporter gene imaging of targeted T cell immunotherapy in recurrent glioma. Science Translational Medicine. 9 (373), (2017).
  25. Moroz, M. A., et al. Comparative analysis of T cell imaging with human nuclear reporter genes. Journal of Nuclear Medicine. 56 (7), 1055-1060 (2015).
  26. Sellmyer, M. A., et al. Imaging CAR T cell trafficking with eDHFR as a PET reporter gene. Molecular Therapy. 28 (1), 42-51 (2019).
  27. Weist, M. R., et al. PET of adoptively transferred chimeric antigen receptor T cells with (89)Zr-oxine. Journal of Nuclear Medicine. 59 (89), 1531-1537 (2018).
  28. Vedvyas, Y., et al. Longitudinal PET imaging demonstrates biphasic CAR T cell responses in survivors. JCI Insight. 1 (19), 90064 (2016).
  29. Sakemura, R., Can, I., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. In vivo CART cell imaging: Paving the way for success in CART cell therapy. Molecular Therapy Oncolytics. 20, 625-633 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Development of a Clinically Relevant Reporter for Chimeric Antigen Receptor T-cell Expansion, Trafficking, and Toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  31. Penheiter, A. R., Russell, S. J., Carlson, S. K. The sodium iodide symporter (NIS) as an imaging reporter for gene, viral, and cell-based therapies. Current Gene Therapy. 12 (1), 33-47 (2012).
  32. Msaouel, P., et al. Clinical trials with oncolytic measles virus: current status and future prospects. Current Cancer Drug Targets. 18 (2), 177-187 (2018).
  33. Kalled, S. L., Hsu, Y. -. M. . Anti-BCMA antibodies. , (2010).
  34. Carpenter, R. O., et al. B-cell maturation antigen is a promising target for adoptive T-cell therapy of multiple myeloma. Clinical Cancer Research. 19 (8), 2048-2060 (2013).
  35. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  36. Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
  37. Absher, M., Kruse, P. F., Patterson, M. K. . Tissue Culture: Methods and Applications. , 395-397 (1973).
  38. Janakiraman, V., Forrest, W. F., Chow, B., Seshagiri, S. A rapid method for estimation of baculovirus titer based on viable cell size. Journal of Virological Methods. 132 (1-2), (2006).
  39. Smith, E. L., et al. GPRC5D is a target for the immunotherapy of multiple myeloma with rationally designed CAR T cells. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  40. Sakemura, R., et al. Targeting Cancer-Associated Fibroblasts in the Bone Marrow Prevents Resistance to CART-Cell Therapy in Multiple Myeloma. Blood. , (2022).
  41. Jiang, H., et al. Synthesis of 18F-tetrafluoroborate via radiofluorination of boron trifluoride and evaluation in a murine C6-glioma tumor model. Journal of Nuclear Medicine. 57 (9), 1454-1459 (2016).
  42. Dispenzieri, A., et al. Phase I trial of systemic administration of Edmonston strain of measles virus genetically engineered to express the sodium iodide symporter in patients with recurrent or refractory multiple myeloma. Leukemia. 31 (12), 2791-2798 (2017).
  43. Ravera, S., Reyna-Neyra, A., Ferrandino, G., Amzel, L. M., Carrasco, N. The sodium/iodide symporter (NIS): molecular physiology and preclinical and clinical applications. Annual Review of Physiology. 79, 261-289 (2017).
  44. Varettoni, M., et al. Incidence, presenting features and outcome of extramedullary disease in multiple myeloma: a longitudinal study on 1003 consecutive patients. Annals of Oncology. 21 (2), 325-330 (2010).
  45. Bladé, J., et al. Soft-tissue plasmacytomas in multiple myeloma: incidence, mechanisms of extramedullary spread, and treatment approach. Journal of Clinical Oncology. 29 (28), 3805-3812 (2011).
  46. Brunton, B., et al. New transgenic NIS reporter rats for longitudinal tracking of fibrogenesis by high-resolution imaging. Scientific Reports. 8 (1), 14209 (2018).
  47. Dohán, O., et al. The sodium/iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocrine Reviews. 24 (1), 48-77 (2003).
  48. Jiang, H., DeGrado, T. R. 18F]Tetrafluoroborate ([18F]TFB) and its analogs for PET imaging of the sodium/iodide symporter. Theranostics. 8 (14), 3918-3931 (2018).
  49. Ahn, B. -. C. Sodium iodide symporter for nuclear molecular imaging and gene therapy: from bedside to bench and back. Theranostics. 2 (4), 392-402 (2012).
  50. Gust, J., et al. Endothelial activation and blood-brain barrier disruption in neurotoxicity after adoptive immunotherapy with CD19 CAR-T cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
  51. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  52. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  53. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A Concise Review of Neurologic Complications Associated with Chimeric Antigen Receptor T-cell Immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  54. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).

Tags

CAR T-cellsPET ImagingNIS ReporterT-cell TraffickingT-cell ExpansionPBMC IsolationT-cell IsolationCell Culture[18F]tetrafluoroborate
check_url/it/62334?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Sakemura, R., Cox, M. J., Bansal, A., Roman, C. M., Hefazi, M., Vernon, C. J., Glynn, D. L., Pandey, M. K., DeGrado, T. R., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography. J. Vis. Exp. (180), e62334, doi:10.3791/62334 (2022).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image