Uso de Crystal Violet para melhorar a leitura baseada em efeito citopático visual para titulação viral usando ensaios TCID50
Summary
Este protocolo mostra uma abordagem precisa e objetiva para visualizar as titulações virais usando violeta cristalina, comparando-a com microscopia óptica e coloração imunocitômica.
Abstract
A titulação viral é um ensaio fundamental para a pesquisa de virologia. A detecção do efeito citopático (CPE) via ensaios TCID50 e ensaios de unidades formadoras de placas (PFU) são os dois principais métodos para calcular o título de um estoque de vírus e muitas vezes são baseados na detecção de microscopia ou coloração celular para visualização. No caso do ensaio TCID50, a visualização objetiva é comumente baseada na coloração imunocytoquímica (ICC) do vírus intracelular para calcular titers combinados com a detecção visual de CPE via microscopia. No entanto, a coloração do ICC é cara e demorada. Neste estudo, comparamos a observação visual do CPE por meio de microscopia, coloração de ICC e coloração violeta cristalina para determinar os de dois vírus formadores de CPE, o vírus influenza A (IAV) de origem suína e o vírus da Síndrome Reprodutiva e Respiratória Porcine (PRRSV). Mostramos que tanto as manchas de cristal violeta quanto a icc são mais precisas do que a detecção visual de CPE, apresentando níveis quase idênticos de precisão tanto no IAV quanto no PRRSV. Por essa razão, aqui apresentamos a coloração violeta cristalina como uma maneira mais rápida e acessível de determinar as titulações virais em um ensaio TCID50 para vírus formadores de CPE titulados em linhas celulares.
Introduction
A titulação viral via ensaio TCID50 é uma técnica comumente utilizada em pesquisas de doenças infecciosas1. Embora as variações na matemática por trás desse método tenham sido propostas ao longo do tempo1,2,3,4, os métodos atualmente aplicados de detecção de infecções dependem da confirmação visual através da presença de efeito citopático (CPE) utilizando microscopia5. Para confirmar a visualização do CPE de forma mais objetiva nos ensaios do TCID50, a coloração intracelular imunocytoquímica (ICC) direcionada às proteínas do vírus é um dos métodos mais utilizados6, pois diferentes vírus podem produzir formas variadas de CPE. No nosso caso, as alterações morfológicas celulares são semelhantes quando infectadas tanto com o vírus influenza A (IAV) quanto com o Vírus da Síndrome Reprodutiva e Respiratória porcina (PRRSV), onde as células infectadas se põem e se desprendem da placa. No caso do PRRSV, causa um CPE conhecido como “destruição total”, onde todas as células acabam se desprendendo do poço. O IAV, por outro lado, pode apresentar destruição total e um CPE adicional conhecido como “destruição subtotal” onde um pequeno número de células não se desprendem após a infecção7. No entanto, essa técnica é demorada para ser exetoada e requer o uso de reagentes relativamente caros. É importante notar que o ICC não rotula CPE, mas sim o número de células infectadas com sucesso pelo vírus. Isso implica que as células que foram infectadas com sucesso ao final da incubação serão vistas como positivas mesmo que a infecção ainda não tenha causado CPE e, portanto, um percentual maior de células positivas do ICC em comparação com o CPE é esperado. Por essa razão, neste estudo descrevemos um método complementar de detecção visual de CPE em um ensaio TCID50 baseado em violeta cristalina, um produto químico com uma carga positiva que se liga às membranas celulares e é usado para manchar células aderentes. O violeta cristalina é frequentemente utilizado em pesquisas de virologia para medir unidades formadoras de placas, entre outros8.
Neste estudo, comparamos a sensibilidade da detecção de CPE de microscopia não manchada com a coloração violeta cristalina e a coloração imunocitômica baseada no reconhecimento de proteínas virais, que é conhecida por ser mais objetiva devido à sua alta sensibilidade. Este estudo mostra que tanto as manchas cristalinas e imunocitômicas são mais precisas do que a detecção de CPE baseada em microscopia visual e podem ser usadas para identificar objetivamente poços infectados em uma titulação TCID50. Dada a sua capacidade de atingir um nível quase idêntico de precisão nos vírus citopáticos testados em linhas celulares, o cristal violeta é apresentado como uma maneira mais rápida e acessível de determinar as titulações virais em um ensaio TCID50. O método proposto utilizando coloração violeta cristalina leva um tempo total de 40 minutos para ser realizado, com 15 min para incubação de paraformaldeído (PFA), 5 min para incubação violeta cristalina e um máximo de 15 minutos para preparação do material, lavagem tampão e secagem. O protocolo de imunocitoquímica aplicado para comparação leva um tempo médio de 4h 30 min e foi realizado como descrito anteriormente9,10. O método proposto visa ajudar a visualizar uma titulação viral completa. Os tempos de infecção e incubação podem ser realizados com layout diferente, dependendo do vírus. Aqui testamos dois vírus de RNA com efeito citopático nas linhas celulares.
Protocol
Representative Results
Discussion
As titulações virais são rotineiramente utilizadas em pesquisas de virologia, com detecção de PFU e ensaios TCID50 mais comumente utilizados1,2,3,4. Ambos os métodos dependem da detecção de CPE em células infectadas, e mesmo que possam ser avaliados visualmente via microscopia, uma coloração geralmente é aplicada para obter um resultado mais objetivo ou até mesmo reduzir o…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Os autores gostariam de reconhecer o Dr. Frank Scholle por seus comentários úteis no manuscrito, Chloe Mariant por sua ajuda com as imagens de microscopia e Teresa M. Tiedge por sua revisão útil em inglês.
Materials
| 96-well cell culture plates | Genesee | 25-221 | Clear, flat bottom |
| AEC solution | Thermo Fisher | 1122 | |
| Crystal violet | Thermo Fisher | C581-25; C581-100 | |
| DMEM | Corning | 10-017-CV | |
| Fetal bovine serum | BioWest | S1480 | |
| Paraformaldehide | Thermo Fisher | J19943 | |
| Primary Influenza Antibody | Bioss | BS-0344R | |
| Primary PRRSV Antibody | Bioss | BS-10043R | |
| Saponin | Thermo Scientific | AAA1882014 | |
| Secondaty antibody | Invitrogen | 31460 | |
| Tris Hydrochloride | Thermo Scientific | AM9856 |
Riferimenti
- Kärber, G. Contribution to the collective treatment of pharmacological series experiments. Naunyn-Schmiedeberg’s Archive for Experimental Pathology and Pharmacology. 162 (4), 480-483 (1931).
- Ramakrishnan, M. A. Determination of 50% endpoint titer using a simple formula. World Journal of Virology. 5 (2), 85-86 (2016).
- Reed, L. J., Muench, H. A simple method of estimating fifty per cent endpoints. American Journal of Epidemiology. 27 (3), 493-497 (1938).
- Spearman, C. The method of right and wrong cases (constant stimuli) without Gauss’s formulae. British Journal of Psychology. 2 (3), 227 (1908).
- Darling, A. J., Boose, J. A., Spaltro, J. Virus assay methods: accuracy and validation. Biologicals. 26 (2), 105-110 (1998).
- Kim, J., Chae, C. A comparison of virus isolation, polymerase chain reaction, immunohistochemistry, and in situ hybridization for the detection of porcine circovirus 2 and porcine parvovirus in experimentally and naturally coinfected pigs. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 16 (1), 45-50 (2004).
- Suchman, E., Blair, C. Cytopathic effects of viruses protocols. American Society of Microbiology. , (2007).
- Karakus, U., Crameri, M., Lanz, C., Yángüez, E. . Influenza Virus. , 59-88 (2018).
- Tingstedt, J. -. E., Nielsen, J. Cellular immune responses in the lungs of pigs infected in utero with PRRSV: an immunohistochemical study. Viral Immunology. 17 (4), 558-564 (2004).
- Guarner, J., et al. Immunohistochemical and in situ hybridization studies of influenza A virus infection in human lungs. American Journal of Clinical Pathology. 114 (2), 227-233 (2000).
- Nicholls, J. M., et al. Detection of highly pathogenic influenza and pandemic influenza virus in formalin fixed tissues by immunohistochemical methods. Journal of Virological Methods. 179 (2), 409-413 (2012).
