생체 외 내측 전두엽 피질에서 외측 내후각 피질까지의 장거리 시냅스 전달 및 가소성에 대한 광유전학적 심문
Summary
여기서 우리는 급성 설치류 뇌 조각에서 시냅스 특이적 전기생리학적 특성을 허용하기 위해 광유전학적 구조를 가진 분리된 뇌 영역의 바이러스 형질도입을 설명하는 프로토콜을 제시합니다.
Abstract
뇌의 특정 시냅스의 생리적 특성과 소성 변화를 겪는 방법을 연구하는 것은 현대 신경 과학의 핵심 과제입니다. 전통적인 체외 전기 생리 학적 기술은 전기 자극을 사용하여 시냅스 전달을 불러 일으 킵니다. 이 방법의 주요 단점은 비특이적 특성입니다. 자극 전극 영역의 모든 축삭이 활성화되어 특정 구 심성 연결에 영향을 미치기가 어렵습니다. 이 문제는 전기 자극을 광유전학 기반 자극으로 대체함으로써 극복할 수 있습니다. 우리는 광유전학을 시험관 내 패치 클램프 기록과 결합하는 방법을 설명합니다. 이것은 정확한 해부학 적으로 정의 된 시냅스 연결의 기저 시냅스 전달과 시냅스 가소성 모두를 연구하기위한 강력한 도구이며 뇌의 거의 모든 경로에 적용 할 수 있습니다. 여기에서는 설치류 뇌의 시냅스 전 관심 영역(내측 전전두엽 피질)에 외과적 주사를 위한 채널로돕신 단백질을 코딩하는 바이러스 벡터의 준비 및 처리와 하류 표적 영역(측면 entorhinal cortex)의 급성 절편을 만드는 방법에 대해 설명합니다. 장단기 시냅스 가소성을 연구하기 위해 패치 클램프 기록과 광 자극에 의한 시냅스 활성화를 결합하는 자세한 절차도 제시됩니다. 우리는 광유전학과 Cre 의존성 세포 표지를 결합하여 경로 및 세포 특이성을 달성하는 실험의 예를 논의합니다. 마지막으로, 관심 전 시냅스 영역의 조직학적 확인은 시냅스 후 세포의 바이오사이틴 표지와 함께 설명되어, 정확한 위치 및 세포 유형의 추가 식별을 가능하게 한다.
Introduction
시냅스의 생리학과 시냅스가 어떻게 소성 변화를 겪는지를 이해하는 것은 건강한 뇌에서 뇌 네트워크가 어떻게 기능하는지1,그리고 뇌 장애에서 어떻게 오작동하는지 이해하는 데 필수적입니다. 급성 생체 외 뇌 슬라이스를 사용하면 전체 세포 패치 클램프 기록을 사용하여 신호 대 잡음비가 높은 단일 뉴런에서 시냅스의 전기적 활동을 기록 할 수 있습니다. 막 전위의 제어와 간단한 약리학 적 조작은 수용체 아형의 분리를 가능하게합니다. 이러한 기록은 층류 및 하위 영역위치 2, 세포 형태3, 분자 마커의 존재4, 구 심성 투영5, 또는 최근에 활성화 된 경우에도6을 포함하는 시냅스 후 뉴런을 식별하기 위해 절묘한 특이성으로 이루어질 수 있습니다.
그러나 시냅스 전 입력의 특이성을 달성하는 것은 다소 어렵습니다. 종래의 방법은 특정 층에서 실행되는 축삭을 흥분시키기 위해 자극 전극을 사용했습니다. 이것의 예는 지층 반경의 국소 자극이 CA3에서 CA1 하위 필드7로 투사하는 시냅스를 활성화시키는 해마입니다. 이 경우, 시냅스 전 특이성은 CA3 입력이 CA1 피라미드 세포8에 투영되는 지층 반경 내에 위치한 유일한 흥분성 입력을 나타내기 때문에 달성됩니다. 그러나 CA3-CA1 축삭의 종래의 전기적 시냅스 전 활성화로 달성 할 수있는이 높은 수준의 입력 특이성은이 시냅스가 겪은 강렬한 연구에 반영된 예외입니다. 다른 뇌 영역에서는 여러 구 심성 경로의 축삭이 동일한 층, 예를 들어 신피질9의 층 1에 공존하므로 기존의 자극 전극으로는 입력 특이 적 시냅스 전 자극이 불가능합니다. 이것은 다른 시냅스 입력이 다양한 생리적 특성을 가질 수 있기 때문에 문제가 됩니다. 따라서, 이들의 공동 자극은 시냅스 생리학의 잘못된 특성화로 이어질 수 있습니다.
channelrhodopsin-2 (ChR2)와 같은 감광성 막 단백질 (opsins)의 유전 적 암호화 인 광유전학의 출현은 뇌 영역10,11 사이의 고립 된 시냅스 투영을 연구 할 수있는 가능성을 크게 확장 할 수있게했습니다. 여기에서는 장거리 시냅스 생리학 및 가소성을 연구하기위한 일반화 가능하고 저렴한 솔루션을 설명합니다. 광유전학적 구축물은 바이러스 벡터를 사용하여 매우 특이적인 방식으로 전달되어 관심 전 시냅스 영역을 매우 정밀하게 제어할 수 있습니다. 원심성 돌기는 표적 영역에서 이들 섬유의 활성화를 허용하는 광 활성화 채널을 표현할 것이다. 따라서, 전통적, 비특이적, 전기 자극에 의해 독립적으로 활성화 될 수없는 장거리, 해부학 적으로 확산 된 경로가 연구 될 수있다.
우리는 흥분성 양이온 채널 옵신을 암호화하는 아데노 관련 바이러스 (AAV)를 사용한 내측 전두엽 피질 (mPFC)의 형질 도입을 예로 들어 설명합니다. 그런 다음 측면 내 후각 피질 (LEC)의 급성 절편 준비, 5 층 LEC 피라미드 뉴런의 패치 클램프 기록 및 글루탐산 성 mPFC-LEC 투영의 광 유발 활성화에 대해 설명합니다 (그림 1). 우리는 또한 관심 있는 시냅스 전 영역의 위치를 확인하고 시냅스 후 세포 형태를 식별하기 위해 주사 부위의 조직학적 평가를 설명합니다.
Protocol
모든 동물 절차는 영국 동물 과학 절차법 (1986) 및 관련 지침 및 지역 기관 지침에 따라 수행되었습니다. 1. 정위 바이러스 주사 참고: 현재 프로토콜은 해부학적이지만 시냅스 후 세포 유형, 특이성은 필요하지 않습니다. 적절한 동물을 선택하십시오. 수컷 야생형 리스터 후드 래트를 이 프로토콜에 사용하였다(300-350 g, 대략 3개월령).</l…
Representative Results
이 프로토콜에서는 광유전학적 구조물의 바이러스 전달을 사용하여 장거리 시냅스 생리학 및 가소성을 연구하는 방법을 설명합니다. 이 프로토콜은 뇌의 거의 모든 장거리 연결을 연구하는 데 매우 쉽게 적용 할 수 있습니다. 예를 들어, 옵신을 암호화하는 AAV를 쥐 mPFC에 주입하고, LEC에서 급성 절편을 준비하고, 레이어 5 LEC 피라미드 뉴런에서 패치 클램프 기록하고, LEC에서 mPFC 말단의 광 유발 활…
Discussion
여기에 제시된 프로토콜은 광유전학적 구조를 암호화하는 AAV를 전달하기 위한 정위 수술과 급성 뇌 절편에서 전기생리학의 조합을 사용하여 고도로 특이적인 장거리 시냅스 투영을 탐색하는 방법을 설명합니다(그림 1). 이러한 기술은 함께 기존의 비특이적 전기 자극을 사용하여 이전에는 접근 할 수 없었던 장거리 및 해부학 적으로 확산 된 경로에서 높은 정밀도로 뇌 회?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작업은 Wellcome 보조금 206401/Z/17/Z의 지원을 받습니다. 전문가 멘토링을 해주신 Zafar Bashir 님과 원고에 대한 기술 지원 및 의견을 주신 Clair Booth 박사에게 감사드립니다.
Materials
| 0.2 mL tube | Fisher Scientific Ltd | 12134102 | |
| 10 µL pipette | Gilson | FD10001 | |
| 24 well plate | SARSTEDT | 83.3922 | |
| 3 way luer valve | Cole-Parmer | WZ-30600-02 | |
| 3,3′-Diaminobenzidine (DAB) substrate | Vector Laboratories | SK-4105 | |
| 40x objective | Olympus | LUMPLFLN40XW | |
| 4-aminopyridine | Hello Bio | HB1073 | |
| 4x objective | Olympus | PLN4X/0.1 | |
| AAV9-CaMKiia-hChR2(E123T/T159C)-mCherry | Addgene | 35512 | Viral titre: 3.3×1013 GC/ml |
| Achromatic lens | Edmund Optics | 49363 | Focusses visual spectrum and near-IR |
| Benchtop microcentrifuge | Benchmark Scientific | C1005* | |
| Biocytin | Sigma-Aldrich | B4261 | |
| Borosillicate glass capillary | Warner Instruments | G150F-6 | |
| Burr | Fine science tools | 19008-07 | |
| CaCl2 | Sigma-Aldrich | C5670 | |
| Camera – Qimaging Retiga Electro | Photometrics | 01-ELECTRO-M-14-C | |
| Carbachol | Tocris | 2810 | |
| Chlorhexidine surgical scrub | Vetasept | XHG008 | |
| Clippers | Andis | 22445 | AGC Super 2-Speed Detachable Blade Clipper |
| Collimation condenser lens | ThorLabs | ACL2520-A | |
| Coverslips | Fisher Scientific Ltd | 10011913 | |
| Cryostat | Leica | CM3050 S | |
| CsMeSO4 | Sigma-Aldrich | C1426 | |
| Cyanoacrylate glue | Rapid Electronics Ltd | 84-4557 | |
| Data acquisition device | National Instruments | USB-6341 BNC | |
| D-glucose | Sigma-Aldrich | G8270 | |
| Dichroic mirror 500 nm long-pass | Edmund Optics | 69899 | |
| Dichroic mirror 600 nm long-pass | Edmund Optics | 69901 | |
| Dichroic mirror cube | ThorLabs | CM1-DCH/M | |
| EGTA | Millpore | 324626 | |
| Electrode holder with side port | HEKA | 895150 | |
| Emission filter | Chroma | 59022m | |
| Excitation filter | Chroma | ET570/20x | |
| Eye gel | Dechra | Lubrithal | |
| Fine paint brush | Scientific Laboratory Supplies | BRU2052 | |
| Guillotine | World Precision Instruments | DCAP | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375 | |
| Hydrogen peroxide solution | Sigma-Aldrich | H1009 | 30% (w/w) |
| Isoflurane | Henry Schein | 988-3245 | |
| Isopentane | Sigma-Aldrich | M32631 | |
| KCl | Sigma-Aldrich | P3911 | |
| k-gluconate | Sigma-Aldrich | G4500 | |
| Kinematic fluorescence filter cube | ThorLabs | DFM1T1 | |
| LED driver | ThorLabs | LEDD1B | |
| Lidocaine ointment | Teva | 80007150 | |
| MgATP | Sigma-Aldrich | A9187 | |
| MgCl | Sigma-Aldrich | M2670 | |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich | M7506 | |
| Micro drill | Harvard Apparatus | 75-1887 | |
| Microelectrode puller | Sutter instruments | P-87 | |
| Microinjection syringe | Hamilton | 7634-01/00 | |
| Microinjection syringe needle | Hamilton | 7803-05 | Custom specification: gauge 33, length 15mm, point style 4 – 12° |
| Microinjection syringe pump | World Precision Instruments | UMP3T-1 | |
| Mounted blue LED | ThorLabs | M470L5 | |
| Mounted green LED | ThorLabs | M565L3 | |
| Na2HPO4.7H2O | Sigma-Aldrich | S9390 | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S9888 | |
| NaGTP | Sigma-Aldrich | G8877 | |
| NaH2PO4 | Sigma-Aldrich | S0751 | |
| NaH2PO4.H2O | Sigma-Aldrich | S9638 | |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich | S5761 | |
| NIR LED | OSRAM | SFH4550 | Used for refracted IR imaging of slice, differential interference contrast (DIC) optics is another commonly used method |
| OCT medium | VWR International | RAYLLAMB/OCT | Optimal cutting temperature medium |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 158127 | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | P6148 | |
| Patch clamp amplifier | Molecular Devices | 700A | |
| Peristaltic pump | World Precision Instruments | Ministar | |
| Poly-L-lysine coated microscope slides | Fisher Scientific Ltd | 23-769-310 | |
| Recording chamber | Warner Instruments | RC-26G | |
| Scalpel blade | Swann Morton | #24 | |
| Slice anchor | Warner Instruments | SHD-26-GH/15 | |
| Stereotaxic frame | Kopf | Model 902 | |
| Stereotaxic holder for micro drill | Harvard Apparatus | 75-1874 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S0389 | |
| Surgical Microscope | Carl Zeiss | OPMI 1 FR pro | |
| Suture | Ethicon | W577H | |
| Syringe filter for intracellular recording solution | Thermo Scientific Nalgene | 171-0020 | |
| Tetrodotoxin citrate | Hello Bio | HB1035 | |
| Transfer pipettes | Fisher Scientific Ltd | 10458842 | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | X100 | |
| Upright fluorescence microscope | Leica | DM6 B | |
| VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI | Vector Laboratories | H-1200-10 | |
| VECTASTAIN ABC-HRP kit | Vector Laboratories | PK-4000 | |
| Vibratome | Campden Instruments | 7000smz-2 | |
| WinLTP | https://www.winltp.com/ | Version 2.32 | Data acquisition software |
| Solution | |||
| aCSF | |||
| sucrose cutting solution | |||
| PFA | |||
| Intracellular? |
Riferimenti
- Martin, S., Grimwood, P., Morris, R. Synaptic plasticity and memory: an evaluation of the hypothesis. Annual Review of Neuroscience. 23, 649-711 (2000).
- Poorthuis, R. B., et al. Layer-specific modulation of the prefrontal cortex by nicotinic acetylcholine receptors. Cerebral Cortex. 23 (1), 148-161 (2013).
- Scala, F., et al. Layer 4 of mouse neocortex differs in cell types and circuit organization between sensory areas. Nature Communications. 10 (1), 4174 (2019).
- Nassar, M., et al. Diversity and overlap of parvalbumin and somatostatin expressing interneurons in mouse presubiculum. Frontiers in Neural Circuits. 9, 20 (2015).
- Dembrow, N. C., Chitwood, R. A., Johnston, D. Projection-specific neuromodulation of medial prefrontal cortex neurons. Journal of Neuroscience. 30 (50), 16922-16937 (2010).
- Whitaker, L. R., et al. Bidirectional modulation of intrinsic excitability in rat prelimbic cortex neuronal ensembles and non-ensembles after operant learning. Journal of Neuroscience. 37 (36), 8845-8856 (2017).
- Skrede, K. K., Westgaard, R. H. The transverse hippocampal slice: a well-defined cortical structure maintained in vitro. Brain Research. 35 (2), 589-593 (1971).
- van Strien, N. M., Cappaert, N. L., Witter, M. P. The anatomy of memory: an interactive overview of the parahippocampal-hippocampal network. Nature Reviews Neuroscience. 10 (4), 272-282 (2009).
- Cruikshank, S. J., et al. Thalamic control of layer 1 circuits in prefrontal cortex. Journal of Neuroscience. 32 (49), 17813-17823 (2012).
- Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
- Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
- Berndt, A., et al. High-efficiency channelrhodopsins for fast neuronal stimulation at low light levels. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (18), 7595-7600 (2011).
- Cetin, A., Komai, S., Eliava, M., Seeburg, P. H., Osten, P. Stereotaxic gene delivery in the rodent brain. Nature Protocols. 1 (6), 3166-3173 (2006).
- Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), (2016).
- Booker, S. A. Preparing acute brain slices from the dorsal pole of the hippocampus from adult rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (163), (2020).
- Anderson, W. W., Collingridge, G. L. Capabilities of the WinLTP data acquisition program extending beyond basic LTP experimental functions. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 346-356 (2007).
- Basu, J., et al. Gating of hippocampal activity, plasticity, and memory by entorhinal cortex long-range inhibition. Science. 351 (6269), (2016).
- Zhang, Y. P., Oertner, T. G. Optical induction of synaptic plasticity using a light-sensitive channel. Nature Methods. 4 (2), 139-141 (2007).
- Banks, P. J., Warburton, E. C., Bashir, Z. I. Plasticity in prefrontal cortex induced by coordinated synaptic transmission arising from reuniens/rhomboid nuclei and hippocampus. Cerebral Cortex Communications. 2 (2), (2021).
- Petreanu, L., Mao, T., Sternson, S. M., Svoboda, K. The subcellular organization of neocortical excitatory connections. Nature. 457 (7233), 1142-1145 (2009).
- Swietek, B., Gupta, A., Proddutur, A., Santhakumar, V. Immunostaining of biocytin-filled and processed sections for neurochemical markers. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), (2016).
- Jones, B. F., Witter, M. P. Cingulate cortex projections to the parahippocampal region and hippocampal formation in the rat. Hippocampus. 17 (10), 957-976 (2007).
- Anastasiades, P. G., Collins, D. P., Carter, A. G. Mediodorsal and ventromedial thalamus engage distinct L1 circuits in the prefrontal cortex. Neuron. 109 (2), 314-330 (2021).
- Prakash, R., et al. Two-photon optogenetic toolbox for fast inhibition, excitation and bistable modulation. Nature Methods. 9 (12), 1171-1179 (2012).
- Mattis, J., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature Methods. 9 (2), 159-172 (2011).
- Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
- Hochbaum, D. R., et al. All-optical electrophysiology in mammalian neurons using engineered microbial rhodopsins. Nature Methods. 11 (8), 825-833 (2014).
- Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Methods in Molecular Biology. 1183, 221-242 (2014).
- Marshel, J. H., et al. Cortical layer-specific critical dynamics triggering perception. Science. 365 (6453), (2019).
- Castle, M. J., Gershenson, Z. T., Giles, A. R., Holzbaur, E. L., Wolfe, J. H. Adeno-associated virus serotypes 1, 8, and 9 share conserved mechanisms for anterograde and retrograde axonal transport. Human Gene Therapy. 25 (8), 705-720 (2014).
- Aschauer, D. F., Kreuz, S., Rumpel, S. Analysis of transduction efficiency, tropism and axonal transport of AAV serotypes 1, 2, 5, 6, 8 and 9 in the mouse brain. PLoS One. 8 (9), 76310 (2013).
- Nathanson, J. L., Yanagawa, Y., Obata, K., Callaway, E. M. Preferential labeling of inhibitory and excitatory cortical neurons by endogenous tropism of adeno-associated virus and lentivirus vectors. Neuroscienze. 161 (2), 441-450 (2009).
- Dimidschstein, J., et al. A viral strategy for targeting and manipulating interneurons across vertebrate species. Nature Neuroscience. 19 (12), 1743-1749 (2016).
- Lavin, T. K., Jin, L., Lea, N. E., Wickersham, I. R. Monosynaptic tracing success depends critically on helper virus concentrations. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 12, 6 (2020).
- Paxinos, G., Watson, C. . The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 7th edn. , (2013).
- Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . Paxinos and Franklin’s the Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, Compact. 5th edn. , (2019).
- Nabavi, S., et al. Engineering a memory with LTD and LTP. Nature. 511 (7509), 348-352 (2014).
- Jackman, S. L., Beneduce, B. M., Drew, I. R., Regehr, W. G. Achieving high-frequency optical control of synaptic transmission. Journal of Neuroscience. 34 (22), 7704-7714 (2014).
- Xia, S. H., et al. Cortical and Thalamic Interaction with Amygdala-to-Accumbens Synapses. Journal of Neuroscience. 40 (37), 7119-7132 (2020).
- Anisimova, M., et al. Spike-timing-dependent plasticity rewards synchrony rather than causality. BioRxiv. , (2021).
- Takeuchi, T., et al. Locus coeruleus and dopaminergic consolidation of everyday memory. Nature. 537 (7620), 357-362 (2016).
Citazione di questo articolo
Kinnavane, L., Banks, P. J. Ex Vivo Optogenetic Interrogation of Long-Range Synaptic Transmission and Plasticity from Medial Prefrontal Cortex to Lateral Entorhinal Cortex. J. Vis. Exp. (180), e63077, doi:10.3791/63077 (2022).