Steril perikarditis i Aachener Minipigs Som model for atriemopati og atrieflimren
Summary
Vi beskriver en steril perikarditismodel i minigrise for at studere atrieflimren og atrieflimren (AF). Vi præsenterer kirurgiske og anæstetiske teknikker, strategier for vaskulær adgang og en protokol til at studere inducerbarheden af AF.
Abstract
Atrieflimren (AF) er den mest almindelige arytmi forårsaget af strukturel ombygning af atrierne, også kaldet atrie myopati. Nuværende terapier er kun rettet mod de elektriske abnormiteter og ikke den underliggende atrielle myopati. Til udvikling af nye terapier er en reproducerbar stordyrsmodel af atriel myopati nødvendig. Dette papir præsenterer en model af steril perikarditis-induceret atriel myopati i Aachener minipigs. Steril perikarditis blev induceret ved sprøjtning af sterilt talkum og efterlade et lag sterilt gasbind over den atrielle epikardieoverflade. Dette førte til betændelse og fibrose, to afgørende komponenter i patofysiologien af atriel myopati, hvilket gør atrierne modtagelige for induktion af AF. To pacemakerelektroder blev placeret epikardialt på hvert atrium og forbundet til to pacemakere fra forskellige producenter. Denne strategi tillod gentagen ikke-invasiv atriel programmeret stimulering for at bestemme inducerbarheden af AF på bestemte tidspunkter efter operationen. Forskellige protokoller til test af AF-inducerbarhed blev anvendt. Fordelene ved denne model er dens kliniske relevans med AF-inducerbarhed og hurtig induktion af inflammation og fibrose – begge til stede i atriel myopati – og dens reproducerbarhed. Modellen vil være nyttig i udviklingen af nye terapier rettet mod atriel myopati og AF.
Introduction
Atrieflimren (AF) er den mest udbredte hjertearytmi, hvilket fører til betydelig sygelighed, dødelighed og sundhedsudgifter1. I mange tilfælde er AF blot det elektriske symptom på den underliggende atrielle myopati, som er defineret ved strukturel, elektrisk, autonom og kontraktil ombygning af atrierne. Denne atrielle myopati kan føre til AF og slagtilfælde 2,3. De fleste terapier er kun rettet mod den elektriske ombygning, men er ikke rettet mod de underliggende strukturelle ændringer i atrierne (inflammation og fibrose)4,5,6,7. Dette er sandsynligvis en af grundene til, at de nuværende terapier kun er marginalt effektive, især i mere avanceret atriel myopati8.
En reproducerbar dyremodel er afgørende for at målrette mod inflammation og fibrose, der er til stede i atriel myopati. Atrielle tachypacing modeller er blevet udviklet i flere store dyrearter 9,10,11,12. I disse modeller paces det atriale væv kontinuerligt i lange perioder for at fremkalde elektriske og til sidst strukturelle ændringer. De største ulemper ved tachypacing modeller er den lange varighed, før strukturelle tegn på atriel myopati forekommer, og deres relevans kun for kliniske syndromer, hvor elektriske abnormiteter udvikler sig før atriel myopati. En teoretisk risiko er pacing-bly fiasko på grund af fibrose under lang opfølgning9.
I modeller af steril perikarditis sprøjtes sterilt talkum over atriernes epikardieoverflade for at fremkalde en akut inflammatorisk og fibrotisk reaktion, hvilket resulterer i atriel myopati13,14. Grise har hjerteanatomi og fysiologi svarende til menneskers, og derfor har svinemodeller høj translationel relevans. Fordelene ved at bruge minigrise er, at de er lettere at håndtere på grund af deres mindre størrelse end konventionelle svinestammer og kan opretholdes i lang tid uden nogen signifikant stigning i kropsvægt10. Alle disse grunde gør steril perikarditis hos minipigs til en fremragende model til undersøgelse af atrieflimren og flimmer. Denne protokol og video har til formål at lette opsætningen af denne model i forskellige forskningsfaciliteter og standardisere protokoller for at studere AF’s inducerbarhed.
Protocol
Representative Results
Discussion
En pålidelig stordyrsmodel er et stort aktiv for studiet af atriel myopati og AF og udviklingen af nye terapier til AF. Implantation af pacemakerledninger på det atrielle epikardium tillod en langsgående opfølgning og gentagen elektrofysiologisk test, hvilket er vanskeligt hos små dyr. Minigrise er nemme at håndtere, og deres hjerter ligner strukturelt og fysiologisk det menneskelige hjerte10.
Den sterile perikarditismodel er relativt ligetil sammenlignet med kont…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbejde blev støttet af en Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) forskningsbevilling (PID34923) og en Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) bevilling (PID36444) fra Universitetet i Antwerpen; af et Senior Clinical Investigator-stipendium (til VFS) og forskningsbevillinger fra Fonden for Videnskabelig Forskning Flandern (ansøgningsnummer 1842219N, G021019N, G0D0520N og G021420N); ved en forskningsbevilling fra ERA.Net RUS Plus (2018, projektkonsortium 278); af et Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) tilskud (20-VLIR-iBOF-027). Vi takker firmaerne Abbott og Boston Scientific for at sponsorere en stor del af pacemakerne og firmaerne, Medtronic og Biotronik, for lånet af en pacemakerprogrammør. Vi takker dyrepersonalet på University of Antwerp dyrefacilitet for deres fremragende pleje af dyrene.
Materials
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
Riferimenti
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528 (2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021)
- Swindle, M. M., Smith, A. C. . Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. , (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021)
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652 (2011).
