Steril perikardit hos Aachener Minipigs som modell för förmaksmyopati och förmaksflimmer
Summary
Vi beskriver en steril perikarditmodell i minipigs för att studera förmaksmyopati och förmaksflimmer (AF). Vi presenterar kirurgiska och anestetiska tekniker, strategier för vaskulär åtkomst och ett protokoll för att studera inducerbarheten av AF.
Abstract
Förmaksflimmer (AF) är den vanligaste arytmin som orsakas av strukturell ombyggnad av förmaken, även kallad förmaksmaksmaksopati. Nuvarande terapier riktar sig endast mot de elektriska avvikelserna och inte den underliggande förmaksmaksmaksopatin. För utveckling av nya terapier är en reproducerbar stor djurmodell av förmaks myopati nödvändig. Denna uppsats presenterar en modell av steril perikarditinducerad förmaksmyopati hos Aachener-minipigs. Steril perikardit inducerades genom sprutning av steril talk och lämnade ett lager steril gasbindning över förmaksepikardiell yta. Detta ledde till inflammation och fibros, två viktiga komponenter i patofysiologin för förmaks myopati, vilket gjorde förmaken mottaglig för induktion av AF. Två pacemakerelektroder placerades epikardiellt på varje atrium och kopplades till två pacemakers från olika tillverkare. Denna strategi möjliggjorde upprepad icke-invasiv förmaksprogrammerad stimulering för att bestämma inducerbarheten av AF vid angivna tidpunkter efter operationen. Olika protokoll för att testa AF-inducerbarhet användes. Fördelarna med denna modell är dess kliniska relevans, med AF-inducerbarhet och snabb induktion av inflammation och fibros – båda närvarande i förmaks myopati – och dess reproducerbarhet. Modellen kommer att vara användbar vid utveckling av nya terapier riktade mot förmaksmaksmaksopati och AF.
Introduction
Förmaksflimmer (AF) är den vanligaste hjärtarytmin, vilket leder till betydande sjuklighet, dödlighet och sjukvårdskostnader1. I många fall är AF bara det elektriska symptomet på den underliggande förmaksmaksmaksopatin, som definieras av strukturell, elektrisk, autonom och kontraktil ombyggnad av förmaken. Denna förmaksmaksmaksopati kan leda till AF och stroke 2,3. De flesta terapier riktar sig endast mot den elektriska ombyggnaden men riktar sig inte mot de underliggande strukturella förändringarna i förmaken (inflammation och fibros)4,5,6,7. Detta är förmodligen en av anledningarna till att nuvarande terapier endast är marginellt effektiva, särskilt vid mer avanceradförmaksmaksmaksmaksopati 8.
En reproducerbar djurmodell är avgörande för att rikta inflammation och fibros som finns i förmaks myopati. Förmaks takypacingmodeller har utvecklats i flera stora djurarter 9,10,11,12. I dessa modeller är förmaksvävnaden kontinuerligt tempo under långa perioder för att inducera elektriska och så småningom strukturella förändringar. De största nackdelarna med takypacingmodeller är den långa varaktigheten innan strukturella tecken på förmaks myopati uppträder och deras relevans endast för kliniska syndrom där elektriska abnormiteter utvecklas före förmaks myopati. En teoretisk risk är pacing-lead failure på grund av fibros under lång uppföljning9.
I modeller av steril perikardit sprutas steril talk över förmakens epikardiella yta för att inducera en akut inflammatorisk och fibrotisk reaktion, vilket resulterar i förmaksmyopati13,14. Grisar har hjärtanatomi och fysiologi som liknar människans, och därför har svinmodeller hög translationell relevans. Fördelarna med att använda minigrisar är att de är lättare att hantera på grund av sin mindre storlek än konventionella grisstammar och kan bibehållas under en lång period utan någon signifikant ökning av kroppsvikt10. Alla dessa skäl gör steril perikardit hos minipriggar till en utmärkt modell för undersökning av förmaksmyopati och flimmer. Detta protokoll och video syftar till att underlätta installationen av denna modell i olika forskningsanläggningar och standardisera protokoll för att studera INDUCERBARHETEN AV AF.
Protocol
Representative Results
Discussion
En tillförlitlig stordjursmodell är en stor tillgång för studier av förmaksmaksmaksopati och AF och utvecklingen av nya terapier för AF. Implantation av pacemakerledningar på förmaksepkardiet möjliggjorde en longitudinell uppföljning och repetitiv elektrofysiologisk testning, vilket är svårt hos små djur. Minipigs är lätta att hantera, och deras hjärtan är strukturellt och fysiologiskt liknar det mänskliga hjärtat10.
Den sterila perikarditmodellen är…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Detta arbete stöddes av ett forskningsbidrag från Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) och ett Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) -bidrag (PID36444) från Antwerpens universitet; genom ett stipendium för senior klinisk prövare (till VFS) och forskningsbidrag från fonden för vetenskaplig forskning Flandern (ansökningsnummer 1842219N, G021019N, G0D0520N och G021420N), genom ett forskningsbidrag från ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278); genom ett Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) bidrag (20-VLIR-iBOF-027). Vi tackar företagen Abbott och Boston Scientific för att de sponsrat en stor del av pacemakerledarna och företagen, Medtronic och Biotronik, för lånet av en pacemakerprogrammerare. Vi tackar djurpersonalen vid universitetet i Antwerpen djuranläggning för deras utmärkta vård av djuren.
Materials
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
Riferimenti
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528 (2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021)
- Swindle, M. M., Smith, A. C. . Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. , (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021)
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652 (2011).
