JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologia

Измерение фотофизиологии прикрепленной стадии Colacium sp. с помощью флуорометра с быстрой частотой повторения типа кюветы

Published: November 12, 2021
doi:
10.3791/63108
, , ,
1Lake Biwa Branch Office,National Institute for Environmental Studies, 2Center for Regional Environmental Research,National Institute for Environmental Studies, 3Graduate School of Human Development and Environment,Kobe University, 4Lake Biwa Environmental Research Institute

Summary

Флуорометр с высокой частотой повторения (FRRf) является полезным методом для измерения фотосистемы II фотофизиологии и первичной производительности. Здесь мы описываем протокол измерения PSII фотофизиологии эпизойных водорослей , Colacium sp. на субстратном зоопланктоне с использованием frRf кюветного типа.

Abstract

Флуорометр с высокой частотой повторения (FRRf) является полезным методом для измерения фотосистемы II (PSII) фотофизиологии и первичной производительности. Хотя FRRf может измерять поперечное сечение поглощения PSII (σ PSII), максимальную фотохимическую эффективность (Fv / Fm), эффективную фотохимическую эффективность (Fq‘/Fm‘) и нефотохимическое гашение (NPQNSV) для различных эукариотических водорослей и цианобактерий, почти все исследования FRRf на сегодняшний день сосредоточены на фитопланктоне. Здесь протокол описывает, как измерить фотофизиологию PSII эпизойной водоросли Colacium sp. Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), в своей присоединенной стадии (прикрепленной к зоопланктону), с использованием кюветного типа FRRf. Во-первых, мы оценили влияние субстратного зоопланктона (Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776, Cladocera, Daphniidae) на базовую флуоресценцию и σ PSII, Fv/Fm, Fq‘/Fm‘ и NPQNSV планктонного Colacium sp. Чтобы подтвердить эту методологию, мы записали фотофизиологические измерения прикрепленного Colacium sp. на S. mucronata и сравнили эти результаты с его планктонной стадией. Репрезентативные результаты показали, как протокол может определить влияние кальция (Ca) и марганца (Mn) на фотофизиологию Colacium sp. и идентифицировать различные эффекты обогащения Mn между прикрепленной и планктонной стадиями. Наконец, мы обсудим приспособляемость этого протокола к другим перифитным водорослям.

Introduction

Переменная флуоресценция хлорофилла является полезным инструментом для измерения фотофизиологии фотосистемы водорослей II (PSII). Водоросли реагируют на различные экологические стрессы, такие как избыток света и дефицит питательных веществ, изменяя свою фотофизиологию PSII. Флуорометр с быстрой частотой повторения (FRRf) является распространенным методом измерения фотофизиологии PSII1,2 и оценки первичной продуктивности1,3,4, что позволяет контролировать фотофизиологию фитопланктона PSII, а также первичную продуктивность в широких пространственных и временных масштабах5,6,7. FRRf может одновременно измерять поперечное сечение поглощения PSII (σ PSII), концентрацию реакционного центра ([RCII]), максимальную фотохимическую эффективность (Fv / Fm), эффективную фотохимическую эффективность (Fq‘/Fm‘) и нефотохимическую закалку (NPQNSV) (таблица 1). В общем, Fv/Fm и Fq′/Fm′ определяются как активность PSII8, в то время как NPQNSV определяется как относительная теплоотдачаемая энергия9.

Важно отметить, что вспышки одиночного оборота (ST) FRRf полностью уменьшают первичный акцептор электронов хинона, QA, но не пул пластохинонов. И наоборот, вспышки с множественным оборотом (MT) от флуорометра с амплитудной модуляцией импульсов (PAM) могут уменьшить и то, и другое. Метод ST имеет явное преимущество перед методом MT при выявлении возможного происхождения NPQNSV путем одновременного измерения кинетики восстановления Fv/Fm, Fq‘/Fm‘, NPQNSV и σ PSII10. На сегодняшний день коммерчески доступны несколько типов инструментов FRRf, таких как погружной тип, кюветный тип и проточный тип. Погружной тип FRRf позволяет проводить измерения in situ в океанах и озерах, в то время как FRRf кюветного типа подходит для измерения небольших объемов проб. Проточный тип обычно используется для непрерывного измерения фотофизиологии фитопланктона в поверхностных водах.

Учитывая развитие флуорометров PAM, в том числе кюветного типа, для широкого круга субъектов11, флуорометры PAM по-прежнему более распространены, чем FRRfs в исследованиях фотофизиологии водорослей12. Например, хотя структура камеры образца и емкость кюветы между этими инструментами отличаются незначительно, PAM кюветного типа был применен к фитопланктонам13,14,15, бентическим микроводорослям16,17,18, ледяным водорослям19 и эпизойным водорослям20, в то время как FRRf типа кюветы был применен в основном к фитопланктонам21,22,23 и ограниченное число сообществ ледяных водорослей24,25. Учитывая свою эффективность, frRf кюветного типа в равной степени применим к бентическим и эпизойным водорослям. Таким образом, расширение его применения даст значительное представление о фотофизиологии PSII, особенно для менее известной эпизойной фотофизиологии водорослей.

Эпизойные водоросли получили мало внимания, и лишь немногие исследования изучали их фотофизиологию PSII20,26, скорее всего, из-за их незначительной роли в водных пищевых сетях27,28. Однако эпибионты, включая эпизойные водоросли, могут положительно влиять на динамику сообщества зоопланктона, такую как увеличение показателей размножения и выживаемости29,30, а также негативно влиять на процессы, такие как увеличение скорости погружения29,31 и уязвимость к визуальным хищникам32,33,34,35,36 . Поэтому изучение экологических и биологических факторов, контролирующих динамику эпибионтов в сообществах зоопланктона, имеет решающее значение.

Среди эпизойных водорослей Colacium Ehrenberg 1834 (Euglenophyta) представляет собой распространенную пресноводную группу водорослей32,37,38,39 с различными стадиями жизни, включая присоединенные (рисунок 1A-D), неподвижные планктонные (рисунок 1E,F) и подвижные планктонные стадии40,41 . Во время неподвижной планктонной стадии клетки живут как одноклеточные планктоны, агрегированные колонии или однослойные листовые колонии, покрытые слизью42. В присоединенной стадии Colacium sp. использует слизь, выведенную из переднего конца клетки37,39,41, для прикрепления к субстратным организмам (базибионтам), в частности микрокрустацианам41,43. Их жизненный цикл также включает в себя отделение от линького экзоскелета или мертвого базибоонта и плавание с их жгутиками, чтобы найти другой субстратный организм39. Как планктонные, так и прикрепленные стадии могут увеличить размер своей популяции с помощью mitosis40. Хотя предполагается, что их прикрепленная стадия является эволюционной чертой для сбора ресурсов, таких как свет44 и микроэлементы41,45,46, или в качестве стратегии дисперсии27, имеется мало экспериментальных данных об этих аспектах37,41,44, а ключевые механизмы прикрепления в значительной степени неизвестны. Например, Росовски и Кугренс ожидали, что Colacium получает марганец (Mn) из субстрата copepods41, сконцентрированного в экзоскелете47.

Здесь мы описываем, как измерить фотофизиологию PSII планктонных водорослей и связанный с этим метод применения для нацеливания на прикрепленные водоросли (присоединение к зоопланктону) с помощью клеток Colacium sp. с использованием FRRf типа кюветы. Мы используем систему Act2, оснащенную тремя светодиодами (СВЕТОДИОДАМИ), которые обеспечивают энергию возбуждения вспышки с центром в 444 нм, 512 нм и 633 нм48. Здесь 444 нм (синий) соответствует пику поглощения хрофилла a (Chl-a), в то время как 512 нм (зеленый) и 633 нм (оранжевый) соответствуют пикам поглощения фикоэритрина и фикоцианина соответственно. Пик обнаружения флуоресцентного сигнала составляет 682 нм с половинной полосой пропускания 30 нм. Поскольку трудно найти планктонную стадию Colacium sp. в естественных средах, их прикрепленная стадия была собрана для экспериментов. Среди многочисленных субстратных организмов, Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776 (Branchiopoda, Daphniidae; Рисунок 1A, B, G) является одним из самых простых в обращении из-за их медленной скорости плавания, большого размера тела (400-650 мкм) и уникального поведения (висящего вниз головой на поверхности воды). Поэтому этот протокол использует Colacium sp., прикрепленный к S. mucronata, в качестве примера системы Colacium-basibiont. Чтобы избежать флуоресценции, полученной из содержимого кишечника, S. mucronata голодали. Поскольку в предыдущем исследовании сообщалось, что флуоресцентный сигнал от содержимого кишечника (проглоченных водорослей) показывает пятикратное снижение через 40 мин49, мы ожидали, что 90-минутного голодания будет достаточно, чтобы свести к минимуму возможность флуоресценции содержимого кишечника, влияющей на измерение FRRf с минимальными эффектами экспериментального стресса для Colacium sp., такими как дефицит питательных веществ. Кроме того, этот протокол был применен для уточнения механизма присоединения Colacium sp. и определения того, как два металла, кальций (Ca) и марганец (Mn), влияют на фотофизиологию как планктонной, так и прикрепленной стадий. Кальций играет ключевую роль в путях фотосинтеза50 несколькими способами, и оба металла необходимы для создания кислород-эволюционирующих комплексов PSII51. Поскольку кальций и марганец высоко сконцентрированы в панцире ракообразных zooplankton47, мы предполагаем, что фотофизиология Colacium sp. может более заметно реагировать на обогащение Ca и Mn во время планктонной стадии, если эта стадия жизни получает эти элементы от S. mucronata во время прикрепленной стадии.

Protocol

1. Отбор проб Соберите озерную воду с поверхности ведром. Для нацеливания Colacium sp. прикрепляют к S. mucronata (рисунок 1A-C) фильтруют 0,5-10 л озерной воды с использованием 100 мкм нейлоновой сетки 52.ПРИМЕЧАНИЕ: S. mucronata часто плотно…

Representative Results

Не было выявлено значимого влияния исходной флуоресценции (рис. 5) или флуоресценции Chl-a (Рисунок 6) У S. mucronata до 5 особей (inds.) mL−1. Однако Fv/Fm и NPQNSV были значительно затронуты, когда S. mucronata составлял 7,5 inds·mL…

Discussion

Этот протокол впервые продемонстрировал, что фотофизиология Colacium sp. во время прикрепленной стадии в естественной среде сопоставима с его планктонной стадией в среде AF-6. Кроме того, кишечное содержимое голодающего S. mucronata не влияло на исходный уровень и флуоресценцию Chl-a, …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана Фондом совместных исследований префектуры Сига под названием «Исследование качества воды и среды дна озера для защиты надежности водной среды» в рамках японского гранта на региональное возрождение и Фонда исследований и развития технологий в области окружающей среды (No 5-1607) министерства окружающей среды Японии. https://www.kantei.go.jp/jp/singi/tiiki/tiikisaisei/souseikoufukin.html. Авторы хотели бы поблагодарить Enago (www.enago.jp) за обзор английского языка.

Materials

Acrodisc syringe filter Pall Corporation, Ann Arbor, MI, USA 0.2 μm pore size
Act2Run CTG Ltd., West Molesey, UK
Biotin Wako 023-08711 AF-6 medium
CaCl2·2H2O Wako 031-25031 AF-6 medium
CaCO3 Wako 036-00382 AF-6 medium
Citric acid Wako 036-05522 AF-6 medium
CoCl2·6H2O Wako 036-03682 AF-6 medium
Concentrated Chlorella Recenttec, Tokyo, Japan 20 mg C·mL−1 ; store at 4 °C
FastOcean Act2 CTG Ltd., West Molesey, UK
Fe-citrate Wako 093-00952 AF-6 medium
FeCl3·6H2O Wako 091-00872 AF-6 medium
HCLP-880PF Nippon Medical and Chemical Instruments
 Co., Ltd., Osaka, Japan		 With LED light bulbs
K2HPO4 Wako 160-04292 AF-6 medium
KH2PO4 Wako 167-04241 AF-6 medium
MgSO4·7H2O Wako 137-00402 AF-6 medium
MnCl3·4H2O Wako 139-00722 AF-6 medium
Na2EDTA Wako 343-01861 AF-6 medium
Na2MoO4 Wako 196-02472 AF-6 medium
NaNO3 Wako 191-02542 AF-6 medium
NH4NO3 Wako 015-03231 AF-6 medium
Plankton Counter Matsunami Glass, Osaka, Japan S6300
Pylex test tube CTG Ltd., West Molesey, UK With rim, 16 x 100 mm
Vit. B1 Wako 203-00851 AF-6 medium
Vit. B12 Wako 226-00343 AF-6 medium
Vit. B6 Wako 165-05401 AF-6 medium
ZnSO4·7H2O Wako 264-00402 AF-6 medium
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Kolber, Z., Falkowski, P. G. Use of active fluorescence to estimate phytoplankton photosynthesis in situ. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1646-1665 (1993).
  2. Kolber, Z. S., Prášil, O., Falkowski, P. G. Measurements of variable chlorophyll fluorescence using fast repetition rate techniques: defining methodology and experimental protocols. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1367 (1), 88-106 (1998).
  3. Oxborough, K., Moore, C. M., Suggett, D. J., Lawson, T., Chan, H. G., Geider, R. J. Direct estimation of functional PSII reaction center concentration and PSII electron flux on a volume basis: a new approach to the analysis of Fast Repetition Rate fluorometry (FRRf) data. Limnology and Oceanography: Methods. 10 (3), 142-154 (2012).
  4. Smyth, T. J., Pemberton, K. L., Aiken, J., Geider, R. J. A methodology to determine primary production and phytoplankton photosynthetic parameters from fast repetition rate fluorometry. Journal of Plankton Research. 26 (11), 1337-1350 (2004).
  5. Lawrenz, E., et al. Predicting the electron requirement for carbon fixation in seas and oceans. PLoS ONE. 8 (3), 58137 (2013).
  6. Zhu, Y., et al. Relationship between light, community composition and the electron requirement for carbon fixation in natural phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 580, 83-100 (2017).
  7. Schuback, N., Tortell, P. D. Diurnal regulation of photosynthetic light absorption, electron transport and carbon fixation in two contrasting oceanic environments. Biogeosciences. 16 (7), 1381-1399 (2019).
  8. Cosgrove, J., Borowitzka, M. A. Chlorophyll fluorescence terminology: an introduction. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 1-17 (2010).
  9. McKew, B. A., et al. The trade-off between the light-harvesting and photoprotective functions of fucoxanthin-chlorophyll proteins dominates light acclimation in Emiliania huxleyi (clone CCMP 1516). New Phytologist. 200 (1), 74-85 (2013).
  10. Warner, M. E., Lesser, M. P., Ralph, P. J. Chlorophyll fluorescence in reef building corals. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 209-222 (2010).
  11. Bhagooli, R., et al. Chlorophyll fluorescence – A tool to assess photosynthetic performance and stress photophysiology in symbiotic marine invertebrates and seaplants. Marine Pollution Bulletin. 165, 112059 (2021).
  12. Zavafer, A., Labeeuw, L., Mancilla, C. Global trends of usage of chlorophyll fluorescence and projections for the next decade. Plant Phenomics. 2020, 6293145 (2020).
  13. Goto, N., Tanaka, Y., Mitamura, O. Relationships between carbon flow through freshwater phytoplankton and environmental factors in Lake Biwa, Japan. Fundamental and Applied Limnology/Archiv für Hydrobiologie. 184 (4), 261-275 (2014).
  14. Napoléon, C., Raimbault, V., Claquin, P. Influence of nutrient stress on the relationships between PAM measurements and carbon incorporation in four phytoplankton species. PLOS ONE. 8 (6), 66423 (2013).
  15. Morris, E. P., Kromkamp, J. C. Influence of temperature on the relationship between oxygen- and fluorescence-based estimates of photosynthetic parameters in a marine benthic diatom (Cylindrotheca closterium). European Journal of Phycology. 38 (2), 133-142 (2003).
  16. Fraga, S., Rodríguez, F., Bravo, I., Zapata, M., Marañón, E. Review of the main ecological features affecting benthic dinoflagellate blooms. Cryptogamie, Algologie. 33 (2), 171-179 (2012).
  17. McMinn, A., et al. Quantum yield of the marine benthic microflora of near-shore coastal Penang, Malaysia. Marine and Freshwater Research. 56 (7), 1047-1053 (2005).
  18. Salleh, S., McMinn, A. The effects of temperature on the photosynthetic parameters and recovery of two temperate benthic microalgae, Amphora cf. coffeaeformis and Cocconeis cf. sublittoralis (Bacillariophyceae). Journal of Phycology. 47 (6), 1413-1424 (2011).
  19. McMinn, A., Pankowskii, A., Ashworth, C., Bhagooli, R., Ralph, P., Ryan, K. In situ net primary productivity and photosynthesis of Antarctic sea ice algal, phytoplankton and benthic algal communities. Marine Biology. 157 (6), 1345-1356 (2010).
  20. Garbary, D. J., Bird, C. J., Kim, K. Y. Sporocladopsis jackii, sp. nov. (Chroolepidaceae, chlorophyta): a new species from eastern Canada and Maine symbiotic with the mud snail, Ilyanassa obsoleta (Gastropoda). Rhodora. 107 (929), 52-68 (2005).
  21. Suggett, D. J., Oxborough, K., Baker, N. R., MacIntyre, H. L., Kana, T. M., Geider, R. J. Fast repetition rate and pulse amplitude modulation chlorophyll a fluorescence measurements for assessment of photosynthetic electron transport in marine phytoplankton. European Journal of Phycology. 38 (4), 371-384 (2003).
  22. Hughes, D. J., et al. Impact of nitrogen availability upon the electron requirement for carbon fixation in Australian coastal phytoplankton communities. Limnology and Oceanography. 63 (5), 1891-1910 (2018).
  23. Melrose, D. C., Oviatt, C. A., O’Reilly, J. E., Berman, M. S. Comparisons of fast repetition rate fluorescence estimated primary production and 14C uptake by phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 311, 37-46 (2006).
  24. Yoshida, K., Seger, A., Kennedy, F., McMinn, A., Suzuki, K. Freezing, melting, and light stress on the photophysiology of ice algae: ex situ incubation of the ice algal diatom Fragilariopsis cylindrus (Bacillariophyceae) using an ice tank. Journal of Phycology. 56 (5), 1323-1338 (2020).
  25. Selz, V., et al. Ice algal communities in the Chukchi and Beaufort Seas in spring and early summer: composition, distribution, and coupling with phytoplankton assemblages. Limnology and Oceanography. 63 (3), 1109-1133 (2018).
  26. Falasco, E., Bo, T., Ghia, D., Gruppuso, L., Bona, F., Fenoglio, S. Diatoms prefer strangers: non-indigenous crayfish host completely different epizoic algal diatom communities from sympatric native species. Biological Invasions. 20 (10), 2767-2776 (2018).
  27. Møhlenberg, F., Kaas, H. Colacium vesiculosum Ehrenberg (Euglenophyceae), infestation of planktonic copepods in the Western Baltic. Ophelia. 31 (2), 125-132 (1990).
  28. Zalocar, Y., Frutos, S. M., Casco, S. L., Forastier, M. E., Vallejos, S. V. Prevalence of Colacium vesiculosum (Colaciales: Euglenophyceae) on planktonic crustaceans in a subtropical shallow lake of Argentina. Revista De Biologia Tropical. 59 (3), 1295-1306 (2011).
  29. Barea-Arco, J., Pérez-Martínez, C., Morales-Baquero, R. Evidence of a mutualistic relationship between an algal epibiont and its host, Daphnia pulicaria. Limnology and Oceanography. 46 (4), 871-881 (2001).
  30. Decaestecker, E., Declerck, S., De Meester, L., Ebert, D. Ecological implications of parasites in natural Daphnia populations. Oecologia. 144 (3), 382-390 (2005).
  31. Allen, Y. C., Stasio, B. T. D., Ramcharan, C. W. Individual and population level consequences of an algal epibiont on Daphnia. Limnology and Oceanography. 38 (3), 592-601 (1993).
  32. Willey, R. L., Cantrell, P. A., Threlkeld, S. T. Epibiotic euglenoid flagellates increase the susceptibility of some zooplankton to fish predation. Limnology and Oceanography. 35 (4), 952-959 (1990).
  33. Green, J. Parasites and epibionts of Cladocera. The Transactions of the Zoological Society of London. 32 (6), 417-515 (1974).
  34. Evans, M. S., Sicko-Goad, L. M., Omair, M. Seasonal occurrence of Tokophrya quadripartita (Suctoria) as epibionts on adult Limnocalanus macrurus (Copepoda: Calanoida) in southeastern Lake Michigan. Transactions of the American Microscopical Society. 98 (1), 102-109 (1979).
  35. Chiavelli, D. A., Mills, E. L., Threlkeld, S. T. Host preference, seasonality, and community interactions of zooplankton epibionts. Limnology and Oceanography. 38 (3), 574-583 (1993).
  36. Willey, R. L., Willey, R. B., Threlkeld, S. T. Planktivore effects on zooplankton epibiont communities: epibiont pigmentation effects. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1818-1822 (1993).
  37. Rosowski, J. R., Willey, R. L. Colacium libellae sp. nov. (euglenophyceae), a photosynthetic inhabitant of the larval damselfly rectum. Journal of Phycology. 11 (3), 310-315 (1975).
  38. Willey, R. L., Threlkeld, S. T. Organization of crustacean epizoan communities in a chain of subalpine ponds. Limnology and Oceanography. 38 (3), 623-627 (1993).
  39. Al-Dhaheri, R. S., Willey, R. L. Colonization and reproduction of the epibiotic flagellate Colacium vesiculosum (euglenophyceae) on Daphnia pulex. Journal of Phycology. 32 (5), 770-774 (1996).
  40. Rosowski, J. R. Photosynthetic euglenoids. Freshwater Algae of North America. , 383-422 (2003).
  41. Rosowski, J. R., Kugrens, P. Observations on the euglenoid Colacium with special reference to the formation and morphology of attachment material. Journal of Phycology. 9 (4), 370-383 (1973).
  42. Salmaso, N., Tolotti, M. Other phytoflagellates and groups of lesser importance. Encyclopedia of Inland Waters. , 174-183 (2009).
  43. Threlkeld, S. T., Chiavelli, D. A., Willey, R. L. The organization of zooplankton epibiont communities. Trends in Ecology & Evolution. 8 (9), 317-321 (1993).
  44. Bertolo, A., Rodríguez, M. A., Lacroix, G. Control mechanisms of photosynthetic epibionts on zooplankton: an experimental approach. Ecosphere. 6 (11), (2015).
  45. Pringsheim, E. G. Notiz über Colacium (Euglenaceae). Österreichische Botanische Zeitschrift. 100 (3), 270-275 (1953).
  46. Wołowski, K., Duangjan, K., Peerapornpisal, Y. Colacium minimum (Euglenophyta), a new epiphytic species for Asia. Polish Botanical Journal. 60 (2), 179-185 (2015).
  47. Martin, J. H., Knauer, G. A. The elemental composition of plankton. Geochimica et Cosmochimica Acta. 37 (7), 1639-1653 (1973).
  48. Kazama, T., Hayakawa, K., Kuwahara, V. S., Shimotori, K., Imai, A., Komatsu, K. Development of photosynthetic carbon fixation model using multi-excitation wavelength fast repetition rate fluorometry in Lake Biwa. PLOS ONE. 16 (2), 0238013 (2021).
  49. Chesney, T., Sastri, A. R., Beisner, B. E., Nandini, S., Sarma, S. S. S., Juneau, P. Application of fluorometry (Phyto-PAM) for assessing food selection by cladocerans. Hydrobiologia. 829 (1), 133-142 (2019).
  50. Wang, Q., Yang, S., Wan, S., Li, X. The significance of calcium in photosynthesis. International Journal of Molecular Sciences. 20 (6), 1353 (2019).
  51. Dau, H., Haumann, M. Eight steps preceding O-O bond formation in oxygenic photosynthesis-A basic reaction cycle of the photosystem II manganese complex. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767 (6), 472-483 (2007).
  52. Suthers, I., Bowling, L., Kobayashi, T., Rissik, D. . Sampling methods for plankton. Plankton: A guide to their ecology and monitoring for water quality. , 63-90 (2019).
  53. Błędzki, L. A., Rybak, J. I. . Freshwater Crustacean Zooplankton of Europe: Cladocera & Copepoda (Calanoida, Cyclopoida) Key to species identification, with notes on ecology, distribution, methods and introduction to data analysis. , (2016).
  54. Kato, S. Laboratory culture and morphology of Colacium vesiculosum Ehrb. (Euglenophyceae). Japanese Journal of Phycology (Sorui). 30, 63-67 (1982).
  55. Serôdio, J., Campbell, D. A. Photoinhibition in optically thick samples: Effects of light attenuation on chlorophyll fluorescence-based parameters. Journal of Theoretical Biology. 513, 110580 (2021).
  56. Sylvan, J. B., Quigg, A., Tozzi, S., Ammerman, J. W. Eutrophication-induced phosphorus limitation in the Mississippi River plume: evidence from fast repetition rate fluorometry. Limnology and Oceanography. 52 (6), 2679-2685 (2007).
  57. Browning, T. J., et al. P. Nutrient regulation of late spring phytoplankton blooms in the midlatitude North Atlantic. Limnology and Oceanography. 65 (6), 1136-1148 (2020).
  58. Pausch, F., Bischof, K., Trimborn, S. Iron and manganese co-limit growth of the Southern Ocean diatom Chaetoceros debilis. PLOS ONE. 14 (9), 0221959 (2019).
  59. Ferroni, L., Baldisserotto, C., Fasulo, M. P., Pagnoni, A., Pancaldi, S. Adaptive modifications of the photosynthetic apparatus in Euglena gracilis Klebs exposed to manganese excess. Protoplasma. 224 (3), 167-177 (2004).
  60. Gaiser, E. E., Bachmann, R. W. Seasonality, substrate pereference and attachment sites of epizoic diatoms on cladoceran zooplankton. Journal of Plankton Research. 16 (1), 53-68 (1994).
  61. Totti, C., et al. The diversity of epizoic diatoms: relationships between diatoms and marine invertebrates. The Diversity of Epizoic Diatoms. 16, 323-343 (2011).
  62. Perkins, M., Effler, S. W., Strait, C. M. Phytoplankton absorption and the chlorophyll a-specific absorption coefficient in dynamic Onondaga Lake. Inland Waters. 4 (2), 133-146 (2014).
  63. Kromkamp, J., Capuzzo, E., Philippart, C. J. M. Measuring phytoplankton primary production: review of existing methodologies and suggestions for a common approach. EcApRHA Deliverable WP 3.2. 28, (2017).
  64. Hughes, D., et al. Roadmaps and detours: active chlorophyll-a assessments of primary productivity across marine and freshwater systems. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12039-12054 (2018).
  65. Perkins, R. G., et al. . The application of variable chlorophyll fluorescence to microphytobenthic biofilms. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. 4, 237-275 (2010).
  66. Schuback, N., Flecken, M., Maldonado, M. T., Tortell, P. D. Diurnal variation in the coupling of photosynthetic electron transport and carbon fixation in iron-limited phytoplankton in the NE subarctic Pacific. Biogeosciences. 13 (4), 1019-1035 (2016).
  67. Schreiber, U., Gademann, R., Ralph, P. J., Larkum, A. W. D. Assessment of photosynthetic performance of Prochloron in Lissoclinum patella in hospite by chlorophyll fluorescence measurements. Plant and Cell Physiology. 38 (8), 945-951 (1997).
  68. Garbary, D. J., Miller, A. G., Scrosati, R. A. Ascophyllum nodosum and its symbionts: XI. The epiphyte Vertebrata lanosa performs better photosynthetically when attached to Ascophyllum than when alone. Algae. 29 (4), 321-331 (2014).
  69. Gorbunov, M. Y., Kolber, Z. S., Lesser, M. P., Falkowski, P. G. Photosynthesis and photoprotection in symbiotic corals. Limnology and Oceanography. 46 (1), 75-85 (2001).
  70. Yellowlees, D., Warner, M. Photosynthesis in symbiotic algae. Photosynthesis in Algae. 14, 437-455 (2003).
  71. Wojtasiewicz, B., Stoń-Egiert, J. Bio-optical characterization of selected cyanobacteria strains present in marine and freshwater ecosystems. Journal of Applied Phycology. 28 (4), 2299-2314 (2016).
  72. Aardema, H. M., Rijkeboer, M., Lefebvre, A., Veen, A., Kromkamp, J. C. High-resolution underway measurements of phytoplankton photosynthesis and abundance as an innovative addition to water quality monitoring programs. Ocean Science. 15 (5), 1267-1285 (2019).

Tags

PhotophysiologyAttached AlgaeColacium Sp.Cuvette-type Fast Repetition Rate FluorometerZooplanktonScapholeberis MucronataFluorescenceChlorophyll AAF-6 MediumBaseline FluorescencePhotosynthetic ActivityReal-time MeasurementSample Distraction

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Kazama, T., Hayakawa, K., Shimotori, K., Imai, A. Measuring Photophysiology of Attached Stage of Colacium sp. by a Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer. J. Vis. Exp. (177), e63108, doi:10.3791/63108 (2021).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image