نموذج ثقب الأوعية الدموية الداخلية للنزيف تحت العنكبوتية جنبا إلى جنب مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)
Summary
نقدم هنا نموذجا موحدا للفأر SAH ، الناجم عن ثقب خيوط الأوعية الدموية ، جنبا إلى جنب مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) بعد 24 ساعة من العملية لضمان موقع النزيف الصحيح واستبعاد الأمراض الأخرى ذات الصلة داخل الجمجمة.
Abstract
نموذج ثقب الخيوط داخل الأوعية الدموية لتقليد النزيف تحت العنكبوتية (SAH) هو نموذج شائع الاستخدام – ومع ذلك ، يمكن أن تسبب هذه التقنية معدل وفيات مرتفعا بالإضافة إلى حجم لا يمكن السيطرة عليه من SAH والمضاعفات الأخرى داخل الجمجمة مثل السكتة الدماغية أو النزيف داخل الجمجمة. في هذا البروتوكول ، يتم تقديم نموذج فأر SAH موحد ، مستحث عن ثقب خيوط داخل الأوعية الدموية ، جنبا إلى جنب مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) بعد 24 ساعة من العملية لضمان موقع النزيف الصحيح واستبعاد الأمراض الأخرى ذات الصلة داخل الجمجمة. باختصار ، يتم تخدير الفئران C57BL / 6J بحقن الكيتامين / الزيلازين داخل الصفاق (70 ملغ / 16 ملغ / كغ من وزن الجسم) ووضعها في وضع ضعيف. بعد شق الرقبة في خط الوسط ، يتم الكشف عن الشريان السباتي المشترك (CCA) والتشعب السباتي ، ويتم إدخال خياطة البولي بروبيلين أحادية الخيوط غير القابلة للامتصاص 5-0 بطريقة رجعية في الشريان السباتي الخارجي (ECA) والتقدم إلى الشريان السباتي المشترك. بعد ذلك ، يتم غزو الخيوط في الشريان السباتي الداخلي (ICA) ودفعها إلى الأمام لثقب الشريان الدماغي الأمامي (ACA). بعد الشفاء من الجراحة ، تخضع الفئران للتصوير بالرنين المغناطيسي 7.0 T بعد 24 ساعة. يمكن تحديد حجم النزيف وتصنيفه عن طريق التصوير بالرنين المغناطيسي بعد العملية الجراحية ، مما يتيح مجموعة SAH تجريبية قوية مع خيار إجراء المزيد من تحليلات المجموعة الفرعية بناء على كمية الدم.
Introduction
يحدث النزيف تحت العنكبوتية (SAH) بسبب تمزق تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة ويشكل حالة طوارئ تهدد الحياة ، مرتبطة بأمراض ووفيات كبيرة ، وهو ما يمثل حوالي 5٪ من السكتات الدماغية 1,2. مرضى SAH الذين يعانون من صداع شديد ، وخلل وظيفي عصبي ، واضطراب تدريجي في الوعي3. يموت حوالي 30٪ من مرضى SAH خلال أول 30 يوما بعد حدث النزيف الأولي4. سريريا ، يعاني 50٪ من المرضى من إصابات الدماغ المتأخرة (DBI) بعد إصابة الدماغ المبكرة. يتميز DBI بنقص التروية الدماغية المتأخر والعجز العصبي المتأخر. أظهرت الدراسات الحالية أن الآثار التآزرية للعديد من العوامل المختلفة تؤدي إلى فقدان الوظيفة العصبية ، بما في ذلك تدمير الحاجز الدموي الدماغي ، وتقلص الشرايين الصغيرة ، وخلل الدورة الدموية الدقيقة ، وتجلط الدم 5,6.
أحد الجوانب الفريدة ل SAH هو أن الإمراض ينشأ من موقع خارج المتني ولكنه يؤدي بعد ذلك إلى شلالات ضارة داخل الحمة: يبدأ علم الأمراض بتراكم الدم في الفضاء تحت العنكبوتية ، مما يؤدي إلى العديد من التأثيرات داخل الأروقيات ، مثل الالتهاب العصبي ، موت الخلايا المبرمج العصبي والبطاني ، إزالة الاستقطاب القشري الانتشار ، وتشكيل وذمة الدماغ7 ، 8.
البحث السريري محدود بعدة عوامل ، مما يجعل النموذج الحيواني عنصرا حاسما في محاكاة التغيرات الباثومية للمرض باستمرار ودقة. تم اقتراح بروتوكولات نموذج SAH مختلفة ، على سبيل المثال ، حقن الدم الذاتي في الصهريج الضخم (ACM). أيضا ، طريقة معدلة مع حقن مزدوج من الدم الذاتي في صهريجنا ماجنا وصهريج chiasm البصري (APC) على التوالي 9,10. في حين أن حقن الدم الذاتي هو وسيلة بسيطة لمحاكاة العملية المرضية للتشنج الوعائي والتفاعلات الالتهابية بعد النزيف تحت العنكبوتية ، فإن الارتفاع التالي للضغط داخل الجمجمة (ICP) بطيء نسبيا ، ولا يتم تحفيز أي تغييرات جديرة بالملاحظة في نفاذية الحاجز الدموي الدماغي11,12. طريقة أخرى ، وضع الدم حول الشرايين ، وعادة ما تستخدم في نماذج SAH الكبيرة (على سبيل المثال ، القرود والكلاب) ، تتضمن وضع دم ذاتي مضاد للتخثر أو منتجات دم مماثلة حول الوعاء. يمكن ملاحظة تغيرات قطر الشريان باستخدام المجهر ، ليكون بمثابة مؤشر على التشنج الوعائي الدماغي بعد SAH13.
وصف باري وآخرون لأول مرة نموذج ثقب داخل الأوعية الدموية في عام 1979 حيث يتعرض الشريان القاعدي بعد إزالة الجمجمة. ثم يتم ثقب الشريان بأقطاب التنغستن الدقيقة ، باستخدام تقنية مجسمة مجهرية14. في عام 1995 ، قام بيدرسون وفيلكين بتعديل نموذج Zea-Longa لنقص التروية الدماغية وأنشأا ثقب الأوعية الدموية الداخلية ، والذي تم تحسينه باستمرار منذ15,16. تعتمد هذه الطريقة على حقيقة أن الفئران والبشر يشتركون في شبكة وعائية مماثلة داخل الجمجمة ، والمعروفة باسم دائرة ويليس.
لتقييم ما بعد الجراحة وتصنيف SAH في نموذج الماوس ، تم اقتراح نهج مختلفة. طور سوغاوارا وآخرون مقياس تصنيف تم استخدامه على نطاق واسع منذ عام 200817. تقوم هذه الطريقة بتقييم شدة SAH بناء على التغيرات المورفولوجية. ومع ذلك ، بالنسبة لهذه الطريقة ، يجب فحص مورفولوجيا أنسجة دماغ الفأر تحت الرؤية المباشرة ، وبالتالي ، يجب التضحية بالفأر للتقييم. علاوة على ذلك ، تم إنشاء عدة طرق لتحديد شدة SAH في الجسم الحي. تتراوح الأساليب من التسجيل العصبي البسيط إلى مراقبة الضغط داخل الجمجمة (ICP) إلى تقنيات التصوير الإشعاعي المختلفة. علاوة على ذلك ، تم عرض تصنيف التصوير بالرنين المغناطيسي كأداة جديدة غير جراحية لتقدير شدة SAH ، المرتبطة بالنتيجة العصبية18,19.
هنا ، يتم تقديم بروتوكول لنموذج SAH الناجم عن ثقب الأوعية الدموية ، جنبا إلى جنب مع التصوير بالرنين المغناطيسي بعد العملية الجراحية. في محاولة لإنشاء نظام لتجسيد كمية النزيف في بيئة في الجسم الحي ، قمنا أيضا بتطوير نظام لتصنيف SAH وتحديد حجم الدم الكلي بناء على التصوير بالرنين المغناطيسي عالي الدقة T2 عالي الدقة 7.0 T. يضمن هذا النهج الحث الصحيح ل SAH واستبعاد الأمراض الأخرى مثل السكتة الدماغية أو استسقاء الرأس أو النزيف داخل المخ (ICH) والمضاعفات.
Protocol
Representative Results
Discussion
باختصار ، يتم تقديم نموذج فأر SAH موحد ناجم عن عملية ثقب خيوط الأوعية الدموية مع غزو طفيف ، ووقت تشغيل قصير ، ومعدلات وفيات مقبولة. يتم إجراء التصوير بالرنين المغناطيسي على مدار 24 ساعة بعد العملية الجراحية لضمان موقع النزيف الصحيح واستبعاد الأمراض الأخرى ذات الصلة داخل الجمجمة. علاوة على ذل…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم SL من قبل مجلس المنح الدراسية الصيني. تم دعم KT من خلال منحة BIH-MD من معهد برلين للصحة و Sonnenfeld-Stiftung. يتم دعم RX من قبل برنامج BIH-Charité Clinician Scientist Program ، بتمويل من Charité – Universitätsmedizin Berlin ومعهد برلين للصحة. نحن نقدر الدعم المقدم من مؤسسة الأبحاث الألمانية (DFG) وصندوق النشر المفتوح الوصول التابع ل Charité – Universitätsmedizin Berlin.
Materials
| Eye cream | Bayer | 815529836 | Bepanthen |
| Images analysis software | ImageJ | Bundled with Java 1.8.0_172 | |
| Ligation suture (5-0) | SMI | Silk black USP | |
| Light source for microscope | Zeiss | CL 6000 LED | |
| Ketamine | CP-pharma | 797-037 | 100 mg/mL |
| MRI | Bruker | Pharmascan 70/16 | 7 Tesla |
| MRI images acquired software | Bruker | Bruker Paravision 5.1 | |
| Paracetamol (40 mg/mL) | bene Arzneimittel | 4993736 | |
| Prolene filament (5-0) | Erhicon | EH7255 | |
| Razor | Wella | HS61 | |
| Surgical instrument (Fine Scissors) | FST | 14060-09 | |
| Surgical instrument (forceps#1) | AESCULAP | FM001R | |
| Surgical instrument (forceps#2) | AESCULAP | FD2855R | |
| Surgical instrument (forceps#3) | Hammacher | HCS 082-12 | |
| Surgical instrument (Needle holder) | FST | 91201-13 | |
| Surgical instrument (Vannas Spring Scissors) | FST | 15000-08 | |
| Surgical microscope | Zeiss | Stemi 2000 C | |
| Ventilation monitoring | Stony Brook | Small Animal Monitoring & Gating System | |
| Wounding suture(4-0) | Erhicon | CB84D | |
| Xylavet | CP-pharma | 797-062 | 20 mg/mL |
Riferimenti
- Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. The Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. The Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
- Abraham, M. K., Chang, W. -. T. W. Subarachnoid hemorrhage. Emergency Medicine Clinics of North America. 34 (4), 901-916 (2016).
- Schertz, M., Mehdaoui, H., Hamlat, A., Piotin, M., Banydeen, R., Mejdoubi, M. Incidence and mortality of spontaneous subarachnoid hemorrhage in martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945 (2016).
- Okazaki, T., Kuroda, Y. Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: intensive care for improving neurological outcome. Journal of Intensive Care. 6 (1), 28 (2018).
- Kilbourn, K. J., Levy, S., Staff, I., Kureshi, I., McCullough, L. Clinical characteristics and outcomes of neurogenic stress cadiomyopathy in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Clinical Neurology and Neurosurgery. 115 (7), 909-914 (2013).
- de Oliveira Manoel, A. L., et al. The critical care management of spontaneous intracranial hemorrhage: a contemporary review. Critical Care. 20 (1), 272 (2016).
- Schneider, U. C., et al. Microglia inflict delayed brain injury after subarachnoid hemorrhage. Acta Neuropathologica. 130 (2), 215-231 (2015).
- Delgado, T. J., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
- Piepgras, A., Thomé, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
- Suzuki, H., et al. Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats. Journal of Clinical Investigation. 104 (1), 59-66 (1999).
- Dudhani, R. V., Kyle, M., Dedeo, C., Riordan, M., Deshaies, E. M. A Low mortality rat model to assess delayed cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (71), e4157 (2013).
- Iuliano, B. A., Pluta, R. M., Jung, C., Oldfield, E. H. Endothelial dysfunction in a primate model of cerebral vasospasm. Journal of Neurosurgery. 100 (2), 287-294 (2004).
- Barry, K. J., Gogjian, M. A., Stein, B. M. Small animal model for investigation of subarachnoid hemorrhage and cerebral vasospasm. Stroke. 10 (5), 538-541 (1979).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J. C., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26 (7), 1279-1284 (1995).
- Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. Journal of Neuroscience Methods. 167 (2), 327-334 (2008).
- Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).
- Mutoh, T., Mutoh, T., Sasaki, K., Nakamura, K., Taki, Y., Ishikawa, T. Value of three-dimensional maximum intensity projection display to assist in magnetic resonance imaging (MRI)-based grading in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Medical Science Monitor. 22, 2050-2055 (2016).
- Kothari, R. U., et al. The ABCs of measuring intracerebral hemorrhage volumes. Stroke. 27 (8), 1304-1305 (1996).
- Leclerc, J. L., et al. A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
- Titova, E., Ostrowski, R. P., Zhang, J. H., Tang, J. Experimental models of subarachnoid hemorrhage for studies of cerebral vasospasm. Neurological Research. 31 (6), 568-581 (2009).
- Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).
- Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British Journal of Neurosurgery. 24 (4), 415-434 (2010).
- Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 1-8 (2019).
- Frontera, J. A., et al. Prediction of symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage: The modified fisher scale. Neurosurgery. 59 (1), 21-26 (2006).
- Fisher, C. M., Kistler, J. P., Davis, J. M. Relation of cerebral vasospasm to subarachnoid hemorrhage visualized by computerized tomographic scanning. Neurosurgery. 6 (1), 1-9 (1980).
- Wilson, D. A., et al. A simple and quantitative method to predict symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage based on computed tomography: Beyond the fisher scale. Neurosurgery. 71 (4), 869-875 (2012).
- Schüller, K., Bühler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (81), e50845 (2013).
