Endovasculair perforatiemodel voor subarachnoïdale bloeding gecombineerd met magnetische resonantie beeldvorming (MRI)
Summary
Hier presenteren we een gestandaardiseerd SAH-muismodel, geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatie, gecombineerd met magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) 24 uur na de operatie om de juiste bloedingsplaats te garanderen en andere relevante intracraniale pathologieën uit te sluiten.
Abstract
Het endovasculaire filamentperforatiemodel om subarachnoïdale bloeding (SAH) na te bootsen is een veelgebruikt model – de techniek kan echter een hoog sterftecijfer veroorzaken, evenals een oncontroleerbaar volume van SAH en andere intracraniale complicaties zoals beroerte of intracraniële bloeding. In dit protocol wordt een gestandaardiseerd SAH-muismodel gepresenteerd, geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatie, gecombineerd met magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) 24 uur na de operatie om de juiste bloedingsplaats te garanderen en andere relevante intracraniale pathologieën uit te sluiten. Kortom, C57BL/6J muizen worden verdoofd met een intraperitoneale ketamine/xylazine (70 mg/16 mg/kg lichaamsgewicht) injectie en in rugligging geplaatst. Na middellijn nekincisie worden de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) en halsslagaderbifurcatie blootgesteld en wordt een 5-0 niet-absorbeerbare monofilament polypropyleen hechtdraad retrograde ingebracht in de externe halsslagader (ECA) en in de gemeenschappelijke halsslagader gebracht. Vervolgens wordt het filament in de interne halsslagader (ICA) geïnvagineerd en naar voren geduwd om de voorste hersenslagader (ACA) te perforeren. Na herstel van de operatie ondergaan muizen 24 uur later een 7,0 T MRI. Het bloedingsvolume kan worden gekwantificeerd en gesorteerd via postoperatieve MRI, waardoor een robuuste experimentele SAH-groep de mogelijkheid heeft om verdere subgroepanalyses uit te voeren op basis van de bloedhoeveelheid.
Introduction
Subarachnoïdale bloeding (SAH) wordt veroorzaakt door de breuk van een intracranieel aneurysma en vormt een levensbedreigende noodsituatie, geassocieerd met aanzienlijke morbiditeit en mortaliteit, goed voor ongeveer 5% van de beroertes 1,2. SAH-patiënten presenteren zich met ernstige hoofdpijn, neurologische disfunctie en progressieve bewustzijnsstoornissen3. Ongeveer 30% van de SAH-patiënten overlijdt binnen de eerste 30 dagen na de eerste bloeding4. Klinisch gezien ervaart 50% van de patiënten vertraagd hersenletsel (DBI) na vroeg hersenletsel. DBI wordt gekenmerkt door vertraagde cerebrale ischemie en vertraagde neurologische tekorten. Huidige studies hebben aangetoond dat de synergetische effecten van verschillende factoren leiden tot het verlies van neurologische functie, waaronder de vernietiging van de bloed-hersenbarrière, de samentrekking van kleine slagaders, microcirculatiedisfunctie en trombose 5,6.
Een uniek aspect van SAH is dat de pathogenese afkomstig is van een extraparenchymale locatie, maar vervolgens leidt tot schadelijke cascades in het parenchym: de pathologie begint met de accumulatie van bloed in de subarachnoïdale ruimte, waardoor een groot aantal intraparenchymale effecten wordt veroorzaakt, zoals neuro-inflammatie, neuronale en endotheelcelapoptose, corticale verspreidingsdepolarisatie en hersenoedeemvorming7, 8.
Klinisch onderzoek wordt beperkt door verschillende factoren, waardoor het diermodel een cruciaal element is in het consistent en nauwkeurig nabootsen van de pathomechanismeistische veranderingen van de ziekte. Er zijn verschillende SAH-modelprotocollen voorgesteld, bijvoorbeeld autologe bloedinjectie in de cisterna magna (ACM). Ook een aangepaste methode met een dubbele injectie van autoloog bloed in respectievelijk de cisterna magna en de optische chiasm cisterne (APC) 9,10. Hoewel autologe bloedinjectie een eenvoudige manier is om het pathologische proces van vasospasme en ontstekingsreacties na subarachnoïdale bloeding te simuleren, is de volgende stijging van de intracraniale druk (ICP) relatief langzaam en worden er geen opmerkelijke veranderingen in de permeabiliteit van de bloed-hersenbarrière geïnduceerd11,12. Een andere methode, de periarteriële bloedplaatsing, meestal gebruikt in grote SAH-modellen (bijv. Apen en honden), omvat het plaatsen van antistollingsautoloog bloed of vergelijkbare bloedproducten rond het vat. De diameterveranderingen van de slagader kunnen worden waargenomen met een microscoop, die dient als een indicator voor cerebrale vasospasme na SAH13.
Barry et al. beschreven voor het eerst een endovasculair perforatiemodel in 1979 waarbij de basilaire slagader wordt blootgelegd na het verwijderen van de schedel; de slagader wordt vervolgens doorboord met wolfraammicro-elektroden, met behulp van een microscopische stereotactische techniek14. In 1995 pasten Bederson en Veelken het Zea-Longa-model van cerebrale ischemie aan en stelden de endovasculaire perforatie vast, die sinds15,16 voortdurend is verbeterd. Deze methode is gebaseerd op het feit dat muizen en mensen een vergelijkbaar intracranieel vasculair netwerk delen, bekend als de cirkel van Willis.
Voor postoperatieve evaluatie en sortering van SAH in het muismodel zijn verschillende benaderingen voorgesteld. Sugawara et al. ontwikkelden een sorteerschaal die sinds 2008 veel wordt gebruikt17. Deze methode beoordeelt de ernst van SAH op basis van morfologische veranderingen. Voor deze methode moet de morfologie van het hersenweefsel van de muis echter onder direct zicht worden onderzocht en daarom moet de muis worden opgeofferd voor beoordeling. Bovendien zijn verschillende methoden vastgesteld voor het bepalen van de ernst van SAH in vivo. Benaderingen variëren van eenvoudige neurologische scoring tot monitoring van intracraniale druk (ICP) tot verschillende radiologische beeldvormingstechnieken. Bovendien is MRI-gradatie aangetoond als een nieuw, niet-invasief hulpmiddel om de ernst van SAH te beoordelen, correlerend met neurologische score18,19.
Hier wordt een protocol gepresenteerd voor een SAH-model veroorzaakt door endovasculaire perforatie, gecombineerd met postoperatieve MRI. In een poging om een systeem op te zetten om de hoeveelheid bloedingen in een in vivo setting te objectiveren, ontwikkelden we ook een systeem voor SAH-sortering en kwantificering van het totale bloedvolume op basis van 7,0 T hoge resolutie T2-gewogen MRI. Deze aanpak zorgt voor de juiste inductie van SAH en uitsluiting van andere pathologieën zoals beroerte, hydrocefalie of intracerebrale bloeding (ICH) en complicaties.
Protocol
Representative Results
Discussion
Samenvattend wordt een gestandaardiseerd SAH-muismodel geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatieoperatie gepresenteerd met een kleine invasie, korte operatietijd en acceptabele sterftecijfers. MRI wordt 24 uur postoperatief uitgevoerd om de juiste bloedingsplaats en de uitsluiting van andere relevante intracraniale pathologieën te garanderen. Bovendien hebben we verschillende SAH-bloedingsgraden geclassificeerd en bloedingsvolumes gemeten, waardoor verdere subgroepanalyses op basis van bloedingsgraden mogelijk…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
SL werd ondersteund door de Chinese Scholarship Council. KT werd ondersteund door de BIH-MD-beurs van het Berlijnse Instituut voor Gezondheid en de Sonnenfeld-Stiftung. RX wordt ondersteund door het BIH-Charité Clinician Scientist Program, gefinancierd door de Charité-Universitätsmedizin Berlin en het Berlin Institute of Health. We erkennen de steun van de German Research Foundation (DFG) en het Open Access Publication Fund van Charité – Universitätsmedizin Berlin.
Materials
| Eye cream | Bayer | 815529836 | Bepanthen |
| Images analysis software | ImageJ | Bundled with Java 1.8.0_172 | |
| Ligation suture (5-0) | SMI | Silk black USP | |
| Light source for microscope | Zeiss | CL 6000 LED | |
| Ketamine | CP-pharma | 797-037 | 100 mg/mL |
| MRI | Bruker | Pharmascan 70/16 | 7 Tesla |
| MRI images acquired software | Bruker | Bruker Paravision 5.1 | |
| Paracetamol (40 mg/mL) | bene Arzneimittel | 4993736 | |
| Prolene filament (5-0) | Erhicon | EH7255 | |
| Razor | Wella | HS61 | |
| Surgical instrument (Fine Scissors) | FST | 14060-09 | |
| Surgical instrument (forceps#1) | AESCULAP | FM001R | |
| Surgical instrument (forceps#2) | AESCULAP | FD2855R | |
| Surgical instrument (forceps#3) | Hammacher | HCS 082-12 | |
| Surgical instrument (Needle holder) | FST | 91201-13 | |
| Surgical instrument (Vannas Spring Scissors) | FST | 15000-08 | |
| Surgical microscope | Zeiss | Stemi 2000 C | |
| Ventilation monitoring | Stony Brook | Small Animal Monitoring & Gating System | |
| Wounding suture(4-0) | Erhicon | CB84D | |
| Xylavet | CP-pharma | 797-062 | 20 mg/mL |
Riferimenti
- Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. The Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. The Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
- Abraham, M. K., Chang, W. -. T. W. Subarachnoid hemorrhage. Emergency Medicine Clinics of North America. 34 (4), 901-916 (2016).
- Schertz, M., Mehdaoui, H., Hamlat, A., Piotin, M., Banydeen, R., Mejdoubi, M. Incidence and mortality of spontaneous subarachnoid hemorrhage in martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945 (2016).
- Okazaki, T., Kuroda, Y. Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: intensive care for improving neurological outcome. Journal of Intensive Care. 6 (1), 28 (2018).
- Kilbourn, K. J., Levy, S., Staff, I., Kureshi, I., McCullough, L. Clinical characteristics and outcomes of neurogenic stress cadiomyopathy in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Clinical Neurology and Neurosurgery. 115 (7), 909-914 (2013).
- de Oliveira Manoel, A. L., et al. The critical care management of spontaneous intracranial hemorrhage: a contemporary review. Critical Care. 20 (1), 272 (2016).
- Schneider, U. C., et al. Microglia inflict delayed brain injury after subarachnoid hemorrhage. Acta Neuropathologica. 130 (2), 215-231 (2015).
- Delgado, T. J., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
- Piepgras, A., Thomé, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
- Suzuki, H., et al. Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats. Journal of Clinical Investigation. 104 (1), 59-66 (1999).
- Dudhani, R. V., Kyle, M., Dedeo, C., Riordan, M., Deshaies, E. M. A Low mortality rat model to assess delayed cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (71), e4157 (2013).
- Iuliano, B. A., Pluta, R. M., Jung, C., Oldfield, E. H. Endothelial dysfunction in a primate model of cerebral vasospasm. Journal of Neurosurgery. 100 (2), 287-294 (2004).
- Barry, K. J., Gogjian, M. A., Stein, B. M. Small animal model for investigation of subarachnoid hemorrhage and cerebral vasospasm. Stroke. 10 (5), 538-541 (1979).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J. C., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26 (7), 1279-1284 (1995).
- Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. Journal of Neuroscience Methods. 167 (2), 327-334 (2008).
- Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).
- Mutoh, T., Mutoh, T., Sasaki, K., Nakamura, K., Taki, Y., Ishikawa, T. Value of three-dimensional maximum intensity projection display to assist in magnetic resonance imaging (MRI)-based grading in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Medical Science Monitor. 22, 2050-2055 (2016).
- Kothari, R. U., et al. The ABCs of measuring intracerebral hemorrhage volumes. Stroke. 27 (8), 1304-1305 (1996).
- Leclerc, J. L., et al. A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
- Titova, E., Ostrowski, R. P., Zhang, J. H., Tang, J. Experimental models of subarachnoid hemorrhage for studies of cerebral vasospasm. Neurological Research. 31 (6), 568-581 (2009).
- Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).
- Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British Journal of Neurosurgery. 24 (4), 415-434 (2010).
- Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 1-8 (2019).
- Frontera, J. A., et al. Prediction of symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage: The modified fisher scale. Neurosurgery. 59 (1), 21-26 (2006).
- Fisher, C. M., Kistler, J. P., Davis, J. M. Relation of cerebral vasospasm to subarachnoid hemorrhage visualized by computerized tomographic scanning. Neurosurgery. 6 (1), 1-9 (1980).
- Wilson, D. A., et al. A simple and quantitative method to predict symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage based on computed tomography: Beyond the fisher scale. Neurosurgery. 71 (4), 869-875 (2012).
- Schüller, K., Bühler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (81), e50845 (2013).
