Микрохирургические навыки установления перманентной каннуляции яремной вены у крыс для серийного забора крови перорально вводимого препарата
Summary
Продемонстрированы подробные микрохирургические методы для создания долгосрочной модели канюляции яремной вены крысы для последовательного сбора крови у одного и того же животного. Физиологические и гематологические параметры контролировались в фазе восстановления крысы. Эта модель была применена для изучения фармакокинетики перорально вводимого полифенола без индуцирования стресса у животных.
Abstract
Забор крови у мелких лабораторных животных необходим для оптимизации фармацевтического свинца, но может нанести большой вред и стресс экспериментальным животным, что потенциально может повлиять на результаты. Канюляция яремной вены (JVC) у крыс является широко используемой моделью для повторного сбора крови, но требует адекватной подготовки хирургических навыков и ухода за животными. В этой статье подробно описываются микрохирургические процедуры для создания и поддержания постоянной модели крыс JVC с особым акцентом на размещение и уплотнение яремной канюли. Важность мониторинга физиологических (например, массы тела, пищи и потребления воды) и гематологических параметров была подчеркнута результатами, представленными в течение 6 дней после операции во время выздоровления крысы. Профиль концентрации лекарственного средства в плазме перорально вводимой природной феноловой эллаговой кислоты был определен в модели крыс jVC.
Introduction
Повторное получение образцов крови у мелких лабораторных животных, таких как грызуны, морские свинки и кролики, является важным аспектом для оптимизации фармацевтического свинца, а также для сокращения числа животных, используемых в исследованиях 1,2. Конвейер для разработки новых диагностических инструментов и лекарственных препаратов (например, вакцины) требует доступа к различным объемам крови для оценки их надежности и эффективности in vivo, таких как фармакокинетика (ПК), токсичность и чувствительность 3,4,5.
Лабораторный подход к сбору образцов крови широко классифицируется на два типа: хирургический и нехирургический6. Нехирургический подход относительно прост для исследователя, который включает в себя общие методы, такие как прокол сердца, прокол орбитального синуса и кровотечение подкожной и хвостовой вены. Многократный забор крови возможен некоторыми нехирургическими методами, но объем образца невелик и может вызвать физическую рану и психологический стресс у животных1. С другой стороны, хирургический подход является излюбленной альтернативой повторному венипунктуре, и он предполагает размещение временной или постоянной канюли в кровеносных сосудах животных 7,8,9. Большой объем крови может быть многократно выведен через канюлю у сознательных крыс, избегая при этом стресса и боли из-за техники обработки, сдерживания и анестезии 7,8,10,11. Однако имплантация канюли требует опытного исследователя с адекватной подготовкой, чтобы успешно собрать кровь.
Забор крови через канюляцию яремных вен (JVC) у крыс является наиболее широко используемым методом изучения препарата PK 6,10,12,13. Тем не менее, создание модели крыс JVC требует тщательной практики микрохирургических навыков и знаний о послеоперационном уходе и обслуживании. Тем более, что после операции крысе требуется введение анальгетиков и достаточное время восстановления для достижения стабильного физиологического состояния для дальнейших экспериментов 13,14,15. Хотя увеличение массы тела (т.е. >10 г) является действительным и часто применяемым показателем выздоровления крысы, нередко крысы имеют неожиданную смерть после операции из-за обезвоживания, инфекции и воспаления, которые можно заметить при раннем начале14,15. Кроме того, катетерная обструкция в модели JVC остается проблемой во время сбора крови.
Настоящий протокол подробно продемонстрировал микрохирургические процедуры для JVC у анестезированной крысы с особым акцентом на идентификацию, изоляцию и канюляцию яремной вены. Подчеркивается важность физиологического и гематологического мониторинга крыс в фазе восстановления. Наконец, серийные образцы крови были собраны через венозный катетер для изучения PK перорально вводимой природной фенольной эллаговой кислоты с плохой биодоступностью (то есть низкой системной концентрацией) для проверки модели крыс JVC.
Protocol
Representative Results
Discussion
Освоение техники канюляции сосудов требует значительной практики и усвоения урока от каждой операции. Christakis et al., используя анализ кумулятивной суммы (CUSUM), обнаружили, что исследователю необходимо практиковать 200 крыс в течение одного года, прежде чем быть готовым к оценке PK кандидатов …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа поддерживается Национальным фондом естественных наук Китая (No 82003692) Р.Х. Чжану; Высшая академическая стипендия Северо-Западного политехнического университета Р. Мяо.
Materials
| 0.5 mL test tube containing EDTA anticoagulant | Xinkang | N/A | collecting blood samples for hematology test |
| 0.5*20 mm 1.0-mL syringe | KLMEDICAL | N/A | washing or replacing the fluid with saline |
| 0.6*28.5 mm 5.0-mL syringe | HD | N/A | Subcutaneous injection |
| 1.0-mL Blunt tipped syringe (22G) | skillsmodel | S4-PKT22G | Inject the saline and collect blood samples through catheter |
| 1.5 mL sterile microcentrifuge tube | Axygen | MCT-150-C-S | Store sterile catheter lock solution heparinized saline and meloxicam solution |
| 1.5 mL microcentrifuge tubes | Biosharp | BS-15-M | blood collection |
| 1/2 circle cutting 5*12 mm suture needle | skillsmodel | S4-FHZ | Thread the muscle layer to fix the catheter |
| 3/8 circle cutting 7*17 mm suture needle | skillsmodel | S5-FHZ | Suture the incision of rat cortex |
| 6-0 sterile non-absorbable silk suture thread | JUNSHENG | N/A | ligature |
| 75% medical alcohol | HONGSONG | N/A | Disinfection |
| Adhensive tape | LIUTAI | N/A | positioning the rat |
| Autoclave sterilization tape | Biosharp | BS-QT-028 | Mark sterilized items |
| Automated blood cell counter | Sysmex | XN-550 | Hematology test |
| Castroviejo micro scissors | skillsmodel | WA1010 | Cut the opening in the blood vessel |
| Centrifuge | Thermo Fisher Scientific | 75002402 | Plasma preparation |
| Clean cushion | Qingjie | N/A | Prepare the operation area |
| Cotton balls | HC | N/A | Wound disinfection and sterilization |
| Cotton swabs | BEITAGOGO | N/A | Disinfection |
| Curved hemostat | skillsmodel | N/A | ligature |
| DN50 Stainless-steel rat restrainer | skillsmodel | S4-RGDQ1 | Restrict the movement of rats for easy operation |
| Ellagic acid | Aladdin | E102710-25g | natural phenol for oral administration |
| Half-curved forceps | skillsmodel | 53072 | Lift the muscle layer and tissue, isolate the jugular vein and tie the suture |
| Heating pad | Warm mate | N/A | preventing heat loss of animal |
| Heparin sodium | Solarbio | H8060 | anticoagulant |
| Iodophor | Xidebao | N/A | Clean the wound |
| Iris scissors | skillsmodel | 54002 | Bluent separation the muscle layer |
| Isoflurane | RWD | R510-22-16 | anaesthesia |
| LED lamp | EMPERORFEEL | N/A | sugery |
| Liquid chromatography-mass spectroscopy | Thermo Fisher Scientific | VQF01-20001/ TSQ02-10002 | detection of drug concentration in plasma |
| Meloxicam | Hongqiang | N/A | Analgesic |
| Normal saline | KL | N/A | Prepara the solution and protect blood vessels from drying out |
| Pet razor | Codos | 3180 | Shaving the fur |
| Phosphate-buffered saline | ZHHC | PW012 | Preparation of Ellagic acid solution |
| PU catheter | skillsmodel | RJVC-PU | Jugular vein cannulation |
| Small animal operation anesthesia console | RWD | 68620 | Operation workstation |
| Spray bottle | Altro | N/A | aseptic workstation |
| Stainless steel plug (22G) | skillsmodel | S4-PKD22G | Plug the catheter to ensure its sealing |
| Stainless steel trochar | skillsmodel | S$-PKDGZ | Guide the catheter exteriorization |
| Sterile lock solution | skillsmodel | SK-FB | lock the catheter to ensure its sterility |
| Straight feeding needle | skillsmodel | N/A | Oral gavage |
| Surgical pouch | BKMAM | N/A | container for sterilization of surgical instruments |
| Surgical scissors | skillsmodel | J21070 | Cut incision on rat skin |
| Vessel dilator balanced forceps | skillsmodel | WA3020 | Expand the blood vessel and guide the cannula to slide in |
| ZS-MV Small animal anesthesia machine | ZSLab | 1057003 | inducing and maintaining anaesthesia |
Riferimenti
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
- Sadler, A. M., Bailey, S. J. Validation of a refined technique for taking repeated blood samples from juvenile and adult mice. Laboratory Animals. 47 (4), 316-319 (2013).
- Zhang, R. X., et al. Coordinating biointeraction and bioreaction of a nanocarrier material and an anticancer drug to overcome membrane rigidity and target mitochondria in multidrug-resistant cancer cells. Advanced Functional Materials. 27 (39), 12 (2017).
- Zhang, R. X., et al. Polymer-lipid hybrid nanoparticles synchronize pharmacokinetics of co-encapsulated doxorubicin-mitomycin C and enable their spatiotemporal co-delivery and local bioavailability in breast tumor. Nanomedicine-Nanotechnology Biology and Medicine. 12 (5), 1279-1290 (2016).
- Zhang, R. X., et al. Sample extraction and simultaneous chromatographic quantitation of doxorubicin and mitomycin C following drug combination delivery in nanoparticles to tumor-bearing mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e11 (2017).
- Bakar, S. K., Niazi, S. Simple reliable method for chronic cannulation of the jugular vein for pharmacokinetic studies in rats. Journal of Pharmaceutical Sciences. 72 (9), 1027-1029 (1983).
- Harms, P. G., Ojeda, S. R. A rapid and simple procedure for chronic cannulation of the rat jugular vein. Journal of Applied Physiology. 36 (3), 391-392 (1974).
- Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain Research Protocols. 10 (2), 84-94 (2002).
- Weeks, J. R., Davis, J. D. Chronic intravenous cannulas for rats. Journal of Applied Physiology. 19 (3), 540-541 (1964).
- Goldkuhl, R., et al. Plasma concentrations of corticosterone and buprenorphine in rats subjected to jugular vein catheterization. Laboratory Animals. 44 (4), 337-343 (2010).
- Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiology & Behavior. 4 (5), 833-836 (1969).
- Terao, N., Shen, D. D. Alterations in serum protein binding and pharmacokinetics of l-propranolol in the rat elicited by the presence of an indwelling venous catheter. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 227 (2), 369-375 (1983).
- Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e51881 (2015).
- Karim, N., Ali, S. Jugular vein cannulation in rats – A mini review. Canadian Journal of Pure and Applied Sciences. 3, 929-935 (2009).
- Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. Journal of Pharmacy & Pharmaceutical Sciences. 6 (2), (2003).
- Lei, F., et al. Pharmacokinetic study of ellagic acid in rat after oral administration of pomegranate leaf extract. Journal of Chromatography B-Analytical Technologies in the Biomedical and Life Sciences. 796 (1), 189-194 (2003).
- Yan, L. L., et al. Method development and validation for pharmacokinetic and tissue distributions of ellagic acid using Ultrahigh Performance Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry (UPLC-MS/MS). Molecules. 19 (11), 18923-18935 (2014).
- Long, J. F., et al. Bioavailability and bioactivity of free ellagic acid compared to pomegranate juice. Food & Function. 10 (10), 6582-6588 (2019).
- Zhang, Y., et al. PKSolver: An add-in program for pharmacokinetic and pharmacodynamic data analysis in Microsoft Excel. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 99 (3), 306-314 (2010).
- Christakis, I., et al. Learning curve of vessel cannulation in rats using cumulative sum analysis. Journal of Surgical Research. 193 (1), 69-76 (2015).
- Nm, S., Oduola, A. Haematological profile shows that Inbred Sprague Dawley rats have exceptional promise for use in biomedical and pharmacological studies. Asian Journal of Biomedical and Pharmaceutical Sciences. 4 (37), 33-37 (2014).
- Lillie, L. E., Temple, N. J., Florence, L. Z. Reference values for young normal Sprague-Dawley rats: weight gain, hematology and clinical chemistry. Human & Experimental Toxicology. 15 (8), 612-616 (1996).
- He, Q. L., et al. Sex-specific reference intervals of hematologic and biochemical analytes in Sprague-Dawley rats using the nonparametric rank percentile method. PLoS One. 12 (12), 18 (2017).
- EPA. Recommendations for and Documentation of Biological Values for Use in Risk Assessment. U.S. Environmental Protection Agency. , (1988).
- Gaud, N., et al. Single jugular vein cannulated rats may not be suitable for intravenous pharmacokinetic screening of high logP compounds. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 99, 272-278 (2017).
- Turck, D., et al. Clinical pharmacokinetics of meloxicam. Arzneimittel-Forschung/Drug Research. 47 (3), 253-258 (1997).
- Aghazadeh-Habashi, A., Jamali, F. Pharmacokinetics of meloxicam administered as regular and fast dissolving formulations to the rat: Influence of gastrointestinal dysfunction on the relative bioavailability of two formulations. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 70 (3), 889-894 (2008).
- Ludwig, E., et al. Activation of human cytochrome P-450 3A4-catalyzed meloxicam 5 ‘-methylhydroxylation by quinidine and hydroquinidine in vitro. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 290 (1), 1-8 (1999).
- Zhang, R. X., et al. Nanoparticulate drug delivery strategies to address intestinal cytochrome P450 CYP3A4 metabolism towards personalized medicine. Pharmaceutics. 13 (8), (2021).
