Qui, vengono sviluppati modelli animali basati su topo e coniglio per il danno meccanico e chimico dell’epitelio corneale per lo screening di nuove terapie e del meccanismo sottostante.
Le lesioni corneali alla superficie oculare, comprese ustioni chimiche e traumi, possono causare gravi cicatrici, symblepharon, deficit di cellule staminali dell’apparato limbare corneale e provocare un difetto epiteliale corneale grande e persistente. Il difetto epiteliale con la seguente opacità corneale e la neovascolarizzazione periferica provocano una compromissione visiva irreversibile e ostacolano la gestione futura, in particolare la cheratoplastica. Poiché il modello animale può essere utilizzato come un’efficace piattaforma di sviluppo di farmaci, qui vengono sviluppati modelli di lesioni corneali al topo e bruciature alcaline all’epitelio corneale del coniglio. Il coniglio bianco della Nuova Zelanda viene utilizzato nel modello di bruciatura alcalina. Diverse concentrazioni di idrossido di sodio possono essere applicate sull’area circolare centrale della cornea per 30 s in anestesia intramuscolare e topica. Dopo abbondante irrigazione salina normale isotonica, l’epitelio corneale sciolto residuo è stato rimosso con bava corneale in profondità fino allo strato di Bowman all’interno di questa area circolare. La guarigione delle ferite è stata documentata dalla colorazione con fluoresceina sotto luce blu cobalto. I topi C57BL / 6 sono stati utilizzati nel modello traumatico dell’epitelio corneale murino. La cornea centrale murina è stata marcata usando un pugno di pelle, 2 mm di diametro, e poi sbrigliata da un dispositivo di rimozione dell’anello di ruggine corneale con una bava di 0,5 mm sotto uno stereomicroscopio. Questi modelli possono essere utilizzati prospetticamente per convalidare l’effetto terapeutico di colliri o agenti misti come le cellule staminali, che potenzialmente facilitano la rigenerazione epiteliale corneale. Osservando l’opacità corneale, la neovascolarizzazione periferica e la congestione congiuntivale con stereomicroscopio e software di imaging, è possibile monitorare gli effetti terapeutici in questi modelli animali.
La cornea umana è costituita da cinque strati principali e svolge un ruolo fondamentale nella rifrazione oculare per mantenere l’acuità visiva e l’integrità strutturale per proteggere i tessuti intraoculari1. La parte più esterna della cornea è l’epitelio corneale, composto da cinque a sei strati di cellule che si differenziano sequenzialmente dalle cellule basali e si spostano verso l’alto per liberarsi dalla superficie oculare1. Rispetto alla cornea negli esseri umani e nei conigli neozelandesi, la cornea del topo ha una struttura corneale simile, ma una periferia più sottile rispetto alla parte centrale a causa di uno spessore ridotto nell’epitelio e nello stroma2. A causa della sua posizione unica nel sistema ottico oculare, molti insulti esterni come lesioni meccaniche, inoculazione batterica e agenti chimici possono facilmente mettere in pericolo l’integrità epiteliale e portare ulteriormente a difetti dell’epitelio che minacciano la vista, cheratite infettiva, fusione corneale e persino perforazione corneale.
Sebbene vari agenti terapeutici, come lubrificanti, antibiotici, agenti antinfiammatori, prodotti auto-sierici e membrana amniotica siano già stati utilizzati per migliorare la riepitelizzazione e ridurre le cicatrici, altre potenziali modalità di trattamento che possono consentire la guarigione delle ferite, ridurre l’infiammazione e sopprimere la formazione di cicatrici sono ancora in fase di sviluppo e test su piattaforme diverse. Sono stati proposti vari modelli animali per la guarigione delle ferite epiteliali corneali, tra cui la rimozione dell’epitelio corneale con un dispositivo di rimozione dell’anello di ruggine corneale nel topo diabetico3, graffi lineari sull’epitelio corneale del topo con un ago sterile da 25 G per l’inoculazione batterica4, rimozione assistita da trefina dell’epitelio corneale mediante rimozione dell’anello di ruggine corneale5, cauterizzazione epiteliale su metà della cornea e del limbus6 , l’abrasione corneale del coniglio facilitata da trephine da una lama di bisturi opaca7 e la lesione della cornea bovina mediante congelamento improvviso in azoto liquido8.
Oltre alle lesioni meccaniche all’epitelio corneale, gli agenti chimici sono anche insulti comuni alla superficie oculare, in particolare agenti acidi e alcalini. L’idrossido di sodio (NaOH, 0,1-1 N per 30-60 s) è una delle sostanze chimiche comunemente usate nei modelli murini e di coniglio di ustione chimica corneale 9,10,11,12,13. L’etanolo al 100% era stato applicato anche alla cornea nel modello di ustione chimica del ratto, seguito da un’ulteriore rottamazione meccanica utilizzando una lama chirurgica14. Poiché il mantenimento di una superficie oculare sana si basa su unità funzionali, tra cui le palpebre, le ghiandole di Meibomio, il sistema lacrimale, la congiuntiva e la cornea, i modelli animali di vivo hanno alcuni meriti rispetto alle cellule epiteliali corneali in coltura ex vivo o ai tessuti corneali. In questo articolo vengono dimostrati il modello murino della ferita da abrasione corneale e il modello di coniglio dell’ustione alcalina corneale.
I modelli murini e di coniglio di lesioni corneali forniscono un’utile piattaforma ex vivo e in vivo per monitorare la guarigione delle ferite, testare nuove terapie e studiare i meccanismi sottostanti alla guarigione delle ferite e ai percorsi di trattamento. Diversi modelli animali possono essere utilizzati per un esperimento a breve o lungo termine, a seconda dello scopo della ricerca. Ad esempio, dopo aver creato un difetto epiteliale sulla cornea del topo in vivo, un difetto epiteliale con…
The authors have nothing to disclose.
Lo studio è stato finanziato dal Consiglio per l’energia atomica di Taiwan (sovvenzione n. A-IE-01-03-02-02), dal Ministero della Scienza e della Tecnologia (sovvenzione n. NMRPG3E6202-3) e dal Chang Gung Medical Research Project (sovvenzione n. CMRPG3H1281).
6/0 Ethicon vicryl suture | Ethicon | 6/0VICRYL | tarsorrhaphy |
Barraquer lid speculum | katena | K1-5355 | 15 mm |
Barraquer needle holder | Katena | K6-3310 | without lock |
Barron Vacuum Punch 8.0 mm | katena | K20-2108 | for cutting filter paper |
C57BL/6 mice | National Laboratory Animal Center | RMRC11005 | mouse strain |
Castroviejo forceps 0.12 mm | katena | K5-2500 | |
Corneal rust ring remover with 0.5 mm burr | Algerbrush IITM; Alger Equipment Co., Inc. Lago Vista, TX | CHI-675 | for debridement of the corneal epithelium |
Filter paper | Toyo Roshi Kaisha,Ltd. | 1.11 | |
Fluorescein sodum ophthalmic strips U.S.P | OPTITECH | OPTFL100 | staining for corneal epithelial defect |
Ketamine hydrochloride | Sigma-Aldrich | 61763-23-3 | intraperitoneal or intramuscular anesthetics |
New Zealand White Rabbits | Livestock Research Institute, Council of Agriculture,Executive Yuan | Rabbit models | |
Normal saline | TAIWAN BIOTECH CO., LTD. | 100-120-1101 | |
Proparacaine | Alcon | ALC2UD09 | topical anesthetics |
Skin biopsy punch 2mm | STIEFEL | 22650 | |
Sodium chloride (NaOH) | Sigma-Aldrich | 1310-73-2 | a chemical agent for alkali burn |
Stereomicroscope | Carl Zeiss Meditec, Dublin, CA | SV11 | microscope for surgery |
Westcott Tenotomy Scissors Medium | katena | K4-3004 | |
Xylazine hydrochloride 23.32 mg/10 mL | Elanco animal health Korea Co., LTD. | 047-956 | intraperitoneal or intramuscular anesthetics |