Ce protocole présente une nouvelle technique chirurgicale de transplantation rénale de souris axée sur une stratégie d’anastomose artérielle modifiée. Une technique de suture vasculaire comprenant une méthode d’anastomose uretère-vessie simple et plus sûre est également présentée. Ces modifications raccourcissent le temps d’opération et améliorent le taux de réussite de la procédure de transplantation rénale de souris.
La transplantation rénale chez la souris est une procédure chirurgicale compliquée et difficile. Il existe très peu de publications démontrant les étapes clés de cette opération. Par conséquent, cet article présente la technique et souligne les mises en garde chirurgicales associées à cette opération. En outre, des modifications importantes par rapport à la procédure conventionnelle sont démontrées. Tout d’abord, une plaque de l’aorte abdominale est coupée et préparée de sorte que les bifurcations proximales de l’artère rénale, y compris l’artère urétérale, soient transectées avec le rein du donneur en bloc. Cela réduit le risque de nécrose de l’uretère et évite le développement d’une occlusion des voies urinaires. Deuxièmement, une nouvelle méthode d’anastomose vasculaire est démontrée qui permet à l’opérateur d’augmenter ou de diminuer de manière flexible la taille de l’anastomose après que la reperfusion de transplantation rénale a déjà été initiée. Cela évite le développement de sténoses vasculaires et de saignements intraabdominaux. Troisièmement, une technique qui permet l’anastomose de l’uretère donneur délicat et de la vessie receveuse qui ne provoque pas de traumatisme est montrée. L’adoption de ce protocole peut raccourcir le temps d’opération et réduire les dommages à la vessie du receveur, augmentant ainsi considérablement le taux de réussite de l’opération pour les souris receveuses.
Depuis que Sakowitz et al. ont développé des modèles murins de transplantation rénale en 1973 pour la première fois1, il s’est avéré être un outil expérimental important pour étudier les mécanismes de lésion ischémique de transplantation et de rejet allo-immun ainsi que pour développer de nouveaux traitements visant à prolonger la survie de l’allogreffe et éventuellement à atteindre une tolérance immunologique. Cependant, la technique chirurgicale s’est avérée complexe et très exigeante, présentant parfois des complications telles que des sténoses anastomotiques vasculaires entraînant une insuffisance rénale non immunologiqueprérénale 2, une insuffisance postrénale causée par une ischémie et une nécrose subséquente de l’uretère transplanté, des sténoses de l’anastomose de l’uretère transplanté et / ou de la vessie urinaire du receveur entraînant une perturbation de l’écoulement urinaire. Toutes ces raisons sont les raisons pour lesquelles la transplantation rénale chez la souris n’a pas été développée et n’est donc pas largement utilisée. L’établissement d’un modèle de transplantation rénale de souris efficace et stable à long terme sans complications vasculaires et urinaires a encore une importance irremplaçable pour de nombreuses études dans le domaine de la transplantation axées sur les maladies rénales à médiation immunitaire mais aussi infectieuses3. En outre, par rapport à d’autres transplantations d’organes dans des modèles murins tels que la transplantation pulmonaire, cardiaque et intestinale 4,5, le modèle de transplantation rénale de souris offre une chance d’étudier la survie à long terme, même dans le contexte d’une disparité majeure de l’antigène d’histocompatibilité 3,6. Il a également été démontré que dans le même contexte de combinaisons de souches donneur-receveur, différentes transplantations d’organes telles que le cœur ou le rein sont caractérisées par des dynamiques et des débuts différents de rejet d’allogreffe3. En outre, du point de vue néphrologique, il s’agit d’un modèle plus approprié pour étudier les mécanismes de régulation immunitaire à médiation parenchymateuse dans le contexte d’événements de rejet aigus et chroniques que de simples expériences de greffe de peau.
Sur la base de rapports précédents sur la technique chirurgicale de transplantation rénale chez la souris 3,7,8,9, nous démontrons ici les améliorations fiables suivantes qui ont été appliquées avec succès au cours des 10 dernières années au sein de notre groupe 10,11,12: Tout d’abord, l’artère urétérale est conservée en toute sécurité lorsque l’artère rénale est réséquée en bloc avec la partie respective de l’aorte abdominale. Deuxièmement, une nouvelle technique simple et rapide d’anastomose vasculaire sans nœuds dans laquelle le point final de l’anastomose n’est pas lié à l’extrémité de la cravate supérieure comme l’approche traditionnelle, mais reste libre. Cette technique permet d’augmenter ou de diminuer la taille de l’anastomose après une reperfusion rénale pour éviter la sténose des vaisseaux et les saignements intraabdominaux. Troisièmement, des aiguilles de seringue de 21 G et 30 G ont été utilisées comme outil auxiliaire de guidage de ponction afin d’implanter l’uretère du donneur dans la paroi de la vessie du receveur, réduisant ainsi les dommages à la vessie du receveur et facilitant la formation d’anastomose sans sténose.
Dans ce rapport, nous avons également comparé la technique traditionnelle largement utilisée avec la technique modifiée établie dans notre laboratoire et n’avons trouvé aucune différence significative dans le degré d’atrophie tubulaire rénale et de fibrose du tissu interstitiel de transplantation rénale. Dans des études antérieures, nous avons également comparé les résultats de cette nouvelle technique avec la méthode conventionnelle en termes de saignement local, de thrombose, de temps pour effectuer l’anastomose du vaisseau et de taux de survie. Nous avons constaté des améliorations telles que des réductions significatives des événements de thrombose locale (1,1 % contre 6,6 %), une réduction du temps pour la procédure d’anastomose et une survie à long terme du greffon syngénique rénal hautement reproductible (95 % contre 84 % avec l’approche classique)10.
Alors que le modèle de transplantation cutanée chez la souris est simple et facile à réaliser pour étudier les événements de rejet alloimmun, les techniques chirurgicales pour étudier plus spécifiquement les altérations inflammatoires liées à l’alloimmune après le cœur16 et la transplantation rénale10 se sont avérées complexes et très exigeantes. Du point de vue du néphrologue de transplantation, l’établissement d’un modèle de transplantation rén…
The authors have nothing to disclose.
Nous remercions l’équipe du Dr Tiantian Bai pour son aide en voix off, Mlle Mian Pao pour son aide dans l’illustration médicale. Ce travail a été soutenu en partie par la Fondation allemande pour la recherche (DFG) pour promouvoir les collaborations internationales (HO2581/4-1 à AH) et la Fondation nationale de la science de Chine (NSFC; #81760291 à FJ).
30G-needles | Braun | 456300 | – |
acepromazine | CP Pharma | Tranquisol P | – |
Bepanthen eye ointment | Haus-Apotheke | PZN 01578675 | – |
Bonn Micro Forceps | FST | 11083-07 | – |
Box for insulation and oxygen supply device | RUSKINN | INVIV | – |
C57BL/6J mice | Charles River. Germany | no catalog number | – |
Carprofen | Zoetis | Rimadyl 50 mg/ml | – |
CATHETER-FEP 26G | TERUMO | Surflo-W | – |
Clip Applicator Forceps Style | FST | 18057-14 | – |
Curved forceps | WPI | 14114-G | – |
Cutasept skin disinfection | VWR | BODL980365 | – |
Dehydrator | DIAPATH | Donatello | – |
electrosurgical pen | Bovie | CHANGE-A-TIP | – |
Embedding machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-P5 | – |
Ethanol | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 100092683 | – |
Frozen platform | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5 | – |
gauze pads, cotton swabs | Lohmann-Rauscher | 13353 | – |
Glass slide | Servicebio | G6004 | – |
HE dye solution set | Servicebio | G1003 | – |
Heating mat | THERMO MAT PRO 30W | HTP-30 | – |
hemostatic sponge | CuraSpon | J1276A | – |
heparine-solution | Haus-Apotheke | PZN 03029820 | – |
ice box | PETZ | No Catalog Number available | – |
Imaging system | Nikon | Nikon DS-U3 | – |
Inhalation anesthesia device | GROPPLER | BKGM 0616 | – |
isoflurane | CP Pharma | Isofluran CP 1 ml/ml | – |
ketamine | Zoetis | no catalog numer | – |
Masson dye solution set | Servicebio | G1006 | – |
metamizole | WDT | no catalog numer | – |
Micro scissors | FST | 15000-00,15000-10 | – |
Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm | FST | 18055-06 | – |
Microscope | Leica | LEICAMZ6 | – |
Microscope light | SCHOTT | KL2500LED | – |
Neutral gum | SCRC | 10004160 | – |
Oven | Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd | GFL-230 | – |
Pathology slicer | Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016 | – |
Saline solution (NaCl 0.9 %) | Haus-Apotheke | PZN 06178437 | – |
scissors | Peha Instruments | 991083/4 | – |
Slides | Servicebio | – | |
small Petri dish | Sarstedt | 8,33,900 | – |
straight forceps | WPI | 14113-G | – |
surgical tape | BSN | 4120 | – |
Suture Tying Forceps – 10 cm | FST | 18025-10 | – |
Sutures(10-0) | Medtronic | N2540 | – |
Sutures(4-0) | ETHILON | V4940H | – |
Sutures(7-0) | ETHILON | 1647H | – |
Syringe (0,3 mL) | BD | 324826 | – |
Syringe (1 mL) | BD | 320801 | – |
Tissue spreader | Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd | KD-P | – |
Upright optical microscope | Nikon | Nikon Eclipse E100 | – |
xylazine | Bayer | Rompun | – |
Xylene | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 10023418 | – |