Summary

Untersuchung der vererbten Immunität in einem Caenorhabditis elegans Modell der Mikrosporidieninfektion

Published: April 06, 2022
doi:

Summary

Die Infektion von Caenorhabditis elegans durch den mikrosporidianen Parasiten Nematocida parisii ermöglicht es den Würmern, Nachkommen zu produzieren, die gegen denselben Erreger sehr resistent sind. Dies ist ein Beispiel für vererbte Immunität, ein wenig verstandenes epigenetisches Phänomen. Das vorliegende Protokoll beschreibt die Untersuchung der vererbten Immunität in einem genetisch handhabbaren Wurmmodell.

Abstract

Vererbte Immunität beschreibt, wie einige Tiere das “Gedächtnis” einer früheren Infektion an ihre Nachkommen weitergeben können. Dies kann die Resistenz von Krankheitserregern in ihren Nachkommen erhöhen und das Überleben fördern. Während bei vielen wirbellosen Tieren eine vererbte Immunität berichtet wurde, sind die Mechanismen, die diesem epigenetischen Phänomen zugrunde liegen, weitgehend unbekannt. Die Infektion von Caenorhabditis elegans durch den natürlichen mikrosporidianen Erreger Nematocida parisii führt dazu, dass die Würmer Nachkommen produzieren, die robust resistent gegen Mikrosporidien sind. Das vorliegende Protokoll beschreibt die Untersuchung der intergenerationellen Immunität im einfachen und genetisch behandelbaren N. parisii-C . elegans Infektionsmodell. Der aktuelle Artikel beschreibt Methoden zur Infektion von C. elegans und zur Erzeugung von immungrundierten Nachkommen. Es werden auch Methoden zur Bestimmung der Resistenz gegen Mikrosporidieninfektionen durch Färbung auf Mikrosporidien und Visualisierung der Infektion durch Mikroskopie gegeben. Insbesondere verhindert die vererbte Immunität die Invasion von Wirtszellen durch Mikrosporidien, und die Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) kann zur Quantifizierung von Invasionsereignissen verwendet werden. Die relative Menge an Mikrosporidiensporen, die bei den immungrundierten Nachkommen produziert werden, kann quantifiziert werden, indem die Sporen mit einem Chitin-bindenden Farbstoff gefärbt werden. Bis heute haben diese Methoden Aufschluss über die Kinetik und die Spezifität der vererbten Immunität sowie die ihr zugrunde liegenden molekularen Mechanismen gegeben. Diese Techniken, zusammen mit den umfangreichen Werkzeugen, die für die Forschung von C. elegans zur Verfügung stehen, werden wichtige Entdeckungen auf dem Gebiet der vererbten Immunität ermöglichen.

Introduction

Die vererbte Immunität ist ein epigenetisches Phänomen, bei dem die elterliche Exposition gegenüber Krankheitserregern die Produktion von infektionsresistenten Nachkommen ermöglichen kann. Diese Art von Immungedächtnis wurde bei vielen wirbellosen Tieren gezeigt, denen ein adaptives Immunsystem fehlt und die vor viralen, bakteriellen und Pilzerkrankungen schützen können1. Während die vererbte Immunität wichtige Auswirkungen auf das Verständnis von Gesundheit und Evolution hat, sind die molekularen Mechanismen, die diesem Schutz zugrunde liegen, weitgehend unbekannt. Dies liegt zum Teil daran, dass viele der Tiere, bei denen eine vererbte Immunität beschrieben wurde, keine etablierten Modellorganismen für die Forschung sind. Im Gegensatz dazu profitieren Studien am transparenten Fadenwurm Caenorhabditis elegans von einem umfangreichen genetischen und biochemischen Toolkit2,3, einem stark annotierten Genom 4,5 und einer kurzen Generationszeit. Tatsächlich hat die Forschung in C. elegans grundlegende Fortschritte auf den Gebieten der Epigenetik und der angeborenen Immunitätermöglicht 6,7, und es ist jetzt ein etabliertes Modell für die Untersuchung des Immungedächtnisses 8,9.

Mikrosporidien sind pilzliche Krankheitserreger, die fast alle Tiere infizieren und bei immungeschwächten Menschen tödliche Infektionen verursachen10. Die Infektion beginnt, wenn eine Mikrosporidiensporie ihren Zellinhalt (Sporoplasma) in eine Wirtszelle injiziert oder “feuert”, indem sie eine Struktur verwendet, die als Polröhre bezeichnet wird. Die intrazelluläre Replikation des Parasiten führt zur Bildung von Meronten, die sich letztendlich in reife Sporen differenzieren, die die Zelleverlassen können 11,12. Während diese Parasiten sowohl für die menschliche Gesundheit als auch für die Ernährungssicherheit schädlich sind, gibt es noch viel über ihre Infektionsbiologiezu lernen 12. Nematocida parisii ist ein natürlicher mikrosporidianer Parasit, der sich ausschließlich in den Darmzellen von Würmern repliziert, was zu einer verminderten Fruchtbarkeit und letztendlich zum Tod führt. Das N. parisii-C. elegans-Infektionsmodell wurde verwendet, um zu zeigen: (1) die Rolle der Autophagie bei der Pathogen-Clearance 13, (2) wie Mikrosporidien infizierte Zellen nicht-lytisch verlassen können 14, (3) wie sich Krankheitserreger von Zelle zu Zelle ausbreiten können, indem sie Synzytie15 bilden, (4) die Proteine, die N. parisii verwendet, um mit seinem Wirt 16 zu interagieren, und (5) die Regulation der transkriptionellen intrazellulären Pathogenantwort (IPR)17, 18.

Protokolle für die Infektion von C. elegans sind in der aktuellen Arbeit beschrieben und können verwendet werden, um die einzigartige Mikrosporidienbiologie aufzudecken und die Reaktion des Wirts auf eine Infektion zu sezieren. Die Mikroskopie von fixierten Würmern, die mit dem Chitin-bindenden Farbstoff Direct Yellow 96 (DY96) angefärbt sind, zeigt die Infektionsausbreitung von Chitin-haltigen Mikrosporidiensporidien im Darm. Die DY96-Färbung ermöglicht auch die Visualisierung von Chitin-haltigen Wurmembryonen zur gleichzeitigen Beurteilung der Wurmschwerkraft (Fähigkeit, Embryonen zu produzieren) als Auslesung der Wirtsfitness.

Jüngste Arbeiten haben ergeben, dass C. elegans , die mit N. parisii infiziert sind, Nachkommen produzieren, die robust resistent gegen die gleiche Infektionsind 19. Diese vererbte Immunität dauert eine einzige Generation und ist dosisabhängig, da Nachkommen von stärker infizierten Eltern resistenter gegen Mikrosporidien sind. Interessanterweise sind N. parisii-grundierte Nachkommen auch resistenter gegen den bakteriellen Darmpathogen Pseudomonas aeruginosa, obwohl sie nicht gegen den natürlichen Erreger Orsay-Virus19 geschützt sind. Die vorliegende Arbeit zeigt auch, dass immungrundierte Nachkommen die Invasion von Wirtszellen durch Mikrosporidien begrenzen. Die Methode beschreibt auch die Sammlung von immungrundierten Nachkommen und wie FISH verwendet werden kann, um N. parisii-RNA in Darmzellen nachzuweisen, um die Invasion von Wirtszellen und das Abfeuern von Sporen20 zu untersuchen.

Zusammen bieten diese Protokolle eine solide Grundlage für die Untersuchung von Mikrosporidien und vererbter Immunität bei C. elegans. Es ist zu hoffen, dass zukünftige Arbeiten in diesem Modellsystem wichtige Entdeckungen auf dem im Entstehen begriffenen Gebiet der vererbten Immunität ermöglichen werden. Diese Techniken sind wahrscheinlich auch Ansatzpunkte für die Untersuchung der mikrosporidieninduzierten vererbten Immunität in anderen Wirtsorganismen.

Protocol

Die vorliegende Studie verwendet den Wildtyp-C. elegans Bristol-Stamm N2, der bei 21 °C angebaut wird. 1. Aufbereitung von Medien Bereiten Sie M9-Medien gemäß dem vorherigen Bericht21,22 vor. Bereiten Sie Nematodenwachstumsmedium (NGM) gemäß vorherigem Bericht21,22 vor. Gießen Sie 12 ml NGM pro 6 cm Platte oder 30 mL pro 10 cm…

Representative Results

In der vorliegenden Studie wurden elterliche Populationen von C. elegans (P0) im L1-Stadium mit einer niedrigen Dosis von N. parisii-Sporen infiziert. Diese Infektionsbedingungen werden typischerweise verwendet, um eine hohe Anzahl von mikrosporidienresistenten F1-Nachkommen durch Bleichen der Eltern zu erhalten. Infizierte Elternpopulationen und nicht infizierte Kontrollen wurden auf 72 hpi festgelegt und mit DY96 gefärbt, um die Wurmembryonen und Mikrosporidiensporen sichtbar zu …

Discussion

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Untersuchung von Mikrosporidien und vererbter Immunität in einem einfachen und genetisch behandelbaren N. parisii-C. elegans-Infektionsmodell.

Die Sporenpräparation ist ein intensives Protokoll, das in der Regel genügend Sporen für 6 Monate Experimente liefert, abhängig von der Produktivität24. Wichtig ist, dass die Infektiosität für jede neue Sporen-“Menge” bestimmt werden muss, bevor sie für die Exper…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir danken Winnie Zhao und Yin Chen Wan für ihre hilfreichen Kommentare zum Manuskript. Diese Arbeit wurde vom Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (Grant #522691522691) unterstützt.

Materials

2.0 mm zirconia beads Biospec Products Inc. 11079124ZX
10 mL syringe Fisher Scientific 1482613
5 μm filter Millipore Sigma SLSV025LS
Axio Imager 2 Zeiss Fluorescent microscope for imaging of DY96- and FISH- stained worms on microscope slides
Axio Zoom V.16 Fluorescence Stereo Zoom Microscope Zeiss For live imaging of fluorescent transgenic animals to visualize the IPR
Baked EdgeGARD Horizontal Flow Clean Bench Baker
Bead disruptor, Genie SI-D238 Analog Disruptor Genie Cell Disruptor, 120 V Global Industrial T9FB893150
Cell-VU slide, Millennium Sciences Disposable Sperm Count Cytometers Fisher Scientific DRM600
Direct Yellow 96 Sigma-Aldrich S472409-1G
EverBrite Mounting Medium with DAPI Biotium 23001
EverBrite Mounting Medium without DAPI Biotium 23002
Fiji/ImageJ software ImageJ https://imagej.net/software/fiji/downloads
Mechanical rotor Thermo Sceintific 415110 / 1834090806873 Used to spin tubes of bleached embryos for overnight hatching
MicroB FISH probe Biosearch Technologies Inc. Synthesized with a Quasar 570 (Cy3) 5' modification and HPLC purified, CTCTCGGCACTCCTTCCTG
N2 Wild-type, Bristol strain Default strain Caenorhabditis Genetics Center (CGC)
Sodium dodecyl sulfate (SDS) Sigma-Aldrich L3771-100G
Sodium hydroxide solution (5 N) Fisher Chemical FLSS256500
Sodium hypochlorite solution (6%) Fisher Chemical SS290-1
Stemi 508 Stereo Microscope Zeiss For daily maintenance of worms and counting of L1 worms for assay set ups
Tween-20 Sigma-Aldrich P1379-100ML
Vectashield + A16 Biolynx VECTH1500

Riferimenti

  1. Tetreau, G., Dhinaut, J., Gourbal, B., Moret, Y. Trans-generational immune priming in invertebrates: current knowledge and future prospects. Frontiers in Immunology. 10, 1938 (2019).
  2. Au, V., et al. CRISPR/Cas9 methodology for the generation of knockout deletions in Caenorhabditis elegans. G3 Genes|Genomes|Genetics. 9 (1), 135-144 (2019).
  3. Kamath, R. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods. 30 (4), 313-321 (2003).
  4. The C. elegans Sequencing Consortium. Genome sequence of the nematode C. elegans: a platform for investigating biology. Science. 282 (5396), 2012-2018 (1998).
  5. Yoshimura, J., et al. Recompleting the Caenorhabditis elegans genome. Genome Research. 29, 1009-1022 (2019).
  6. Weinhouse, C., Truong, L., Meyer, J. N., Allard, P. Caenorhabditis elegans as an emerging model system in environmental epigenetics: C. elegans as an environmental epigenetics model. Environmental and Molecular Mutagenesis. 59 (7), 560-575 (2018).
  7. Ermolaeva, M. A., Schumacher, B. Insights from the worm: the C. elegans model for innate immunity. Seminars in Immunology. 26 (4), 303-309 (2014).
  8. Willis, A. R., Sukhdeo, R., Reinke, A. W. Remembering your enemies: mechanisms of within-generation and multigenerational immune priming in Caenorhabditis elegans. TheFEBS Journal. 288 (6), 1759-1770 (2020).
  9. Burton, N. O., et al. Cysteine synthases CYSL-1 and CYSL-2 mediate C. elegans heritable adaptation to P. vranovensis infection. Nature Communications. 11, 1741 (2020).
  10. Wadi, L., Reinke, A. W. Evolution of microsporidia: an extremely successful group of eukaryotic intracellular parasites. PLoS Pathogens. 16, 1008276 (2020).
  11. Han, B., Takvorian, P. M., Weiss, L. M. Invasion of host cells by microsporidia. Frontiers in Microbiology. 11, 172 (2020).
  12. Tamim El Jarkass, H., Reinke, A. W. The ins and outs of host-microsporidia interactions during invasion, proliferation and exit. Cellular Microbiology. 22 (11), 13247 (2020).
  13. Balla, K. M., Lažetić, V., Troemel, E. R. Natural variation in the roles of C. elegans autophagy components during microsporidia infection. PLoS ONE. 14, 0216011 (2019).
  14. Szumowski, S. C., Estes, K. A., Troemel, E. R. Preparing a discreet escape: Microsporidia reorganize host cytoskeleton prior to non-lytic exit from C. elegans intestinal cells. Worm. 1 (4), 207-211 (2012).
  15. Balla, K. M., Luallen, R. J., Bakowski, M. A., Troemel, E. R. Cell-to-cell spread of microsporidia causes Caenorhabditis elegans organs to form syncytia. Nature Microbiology. 1 (11), 1-6 (2016).
  16. Reinke, A. W., Balla, K. M., Bennett, E. J., Troemel, E. R. Identification of microsporidia host-exposed proteins reveals a repertoire of rapidly evolving proteins. Nature Communications. 8, 14023 (2017).
  17. Bakowski, M. A., et al. Ubiquitin-mediated response to microsporidia and virus infection in C. elegans. PLoS Pathogen. 10, 1004200 (2014).
  18. Reddy, K. C., et al. An intracellular pathogen response pathway promotes proteostasis in C. elegans. Current Biology. 27 (22), 3544-3553 (2017).
  19. Willis, A. R., et al. A parental transcriptional response to microsporidia infection induces inherited immunity in offspring. Science Advances. 7 (19), (2021).
  20. Tamim El Jarkass, H., et al. An intestinally secreted host factor promotes microsporidia invasion of C. elegans. eLife. 11, 72458 (2022).
  21. Solis, G. M., Petrascheck, M. Measuring Caenorhabditis elegans life span in 96 well microtiter plates. Journal of Visualized Experiments. 49, 2496 (2011).
  22. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , (2006).
  23. Sutphin, G. L., Kaeberlein, M. Measuring Caenorhabditis elegans life span on solid media. Journal of Visualized Experiments. (27), e1152 (2009).
  24. Estes, K. A., Szumowski, S. C., Troemel, E. R. Non-lytic, actin-based exit of intracellular parasites from C. elegans intestinal cells. PLOS Pathogens. 7, 1002227 (2011).
  25. Botts, M. R., Cohen, L. B., Probert, C. S., Wu, F., Troemel, E. R. Microsporidia intracellular development relies on myc interaction network transcription factors in the host. G3 Genes|Genomes|Genetics. 6 (9), 2707-2716 (2016).
  26. Corsi, A. K. A Transparent window into biology: A primer on Caenorhabditis elegans. WormBook. , 1-31 (2015).
  27. Rivera, D. E., Lažetić, V., Troemel, E. R., Luallen, R. J. RNA fluorescence in situ hybridization (FISH) to visualize microbial colonization and infection in the Caenorhabditis elegans intestines. bioRxiv. , (2022).
  28. Zhang, G., et al. A large collection of novel nematode-infecting microsporidia and their diverse interactions with Caenorhabditis elegans and other related nematodes. PLoS Pathogens. 12, 1006093 (2016).
  29. Luallen, R. J., et al. Discovery of a natural microsporidian pathogen with a broad tissue tropism in Caenorhabditis elegans. PLoS Pathogens. 12, 1005724 (2016).
  30. Troemel, E. R., Félix, M. -. A., Whiteman, N. K., Barrière, A., Ausubel, F. M. Microsporidia are natural intracellular parasites of the nematode Caenorhabditis elegans. PLoS Biology. 6, 309 (2008).
  31. Burton, N. O., et al. Intergenerational adaptations to stress are evolutionarily conserved, stress-specific, and have deleterious trade-offs. eLife. 10, 73425 (2021).
  32. Jaroenlak, P., et al. 3-Dimensional organization and dynamics of the microsporidian polar tube invasion machinery. PLoS Pathogens. 16, 1008738 (2020).
  33. Weidner, E., Manale, S. B., Halonen, S. K., Lynn, J. W. Protein-membrane interaction is essential to normal assembly of the microsporidian spore invasion tube. The Biological Bulletin. 188 (2), 128-135 (1995).

Play Video

Citazione di questo articolo
Willis, A. R., Tamim El Jarkass, H., Reinke, A. W. Studying Inherited Immunity in a Caenorhabditis elegans Model of Microsporidia Infection. J. Vis. Exp. (182), e63636, doi:10.3791/63636 (2022).

View Video