Объединение человеческих органоидов и технологии «орган на чипе» для моделирования функциональности, специфичной для области кишечника
Summary
Полученные из биопсии кишечные органоиды и технологии «орган на чипах» объединены в микрофизиологическую платформу для рекапитуляции специфической для региона функциональности кишечника.
Abstract
Слизистая оболочка кишечника представляет собой сложный физический и биохимический барьер, который выполняет множество важных функций. Он обеспечивает транспорт, поглощение и метаболизм питательных веществ и ксенобиотиков, одновременно облегчая симбиотические отношения с микробиотой и ограничивая инвазию микроорганизмов. Функциональное взаимодействие между различными типами клеток и их физической и биохимической средой имеет жизненно важное значение для установления и поддержания гомеостаза кишечной ткани. Моделирование этих сложных взаимодействий и интегрированной физиологии кишечника in vitro является сложной целью с потенциалом для преобразования способа обнаружения и разработки новых терапевтических мишеней и кандидатов в лекарства.
Органоиды и технологии Organ-on-a-Chip недавно были объединены для создания соответствующих человеку чипов кишечника, подходящих для изучения функциональных аспектов физиологии кишечника и патофизиологии in vitro. Органоиды, полученные из биопсии тонкой (двенадцатиперстной кишки) и толстой кишки, засеиваются в верхний компартмент чипа органа, а затем успешно расширяются в виде монослоев, сохраняя при этом различные клеточные, молекулярные и функциональные особенности каждой области кишечника. Специфические для тканеспецифической ткани кишечника микрососудистые эндотелиальные клетки человека включены в нижний отсек чипа органа для воссоздания эпителиально-эндотелиального интерфейса. Эта новая платформа облегчает люминальное воздействие питательных веществ, лекарств и микроорганизмов, позволяя изучать кишечный транспорт, проницаемость и взаимодействие хозяина и микроба.
Здесь приведен подробный протокол создания чипов кишечника, представляющих двенадцатиперстную кишку человека (чип двенадцатиперстной кишки) и толстой кишки (чип толстой кишки), и их последующей культивации при непрерывном потоке и перистальтикоподобных деформациях. Показаны методы оценки метаболизма лекарственных средств и индукции CYP3A4 в чипе двенадцатиперстной кишки с использованием прототипных индукторов и субстратов. Наконец, мы предоставляем пошаговую процедуру моделирования in vitro опосредованного интерфероном гамма (IFNγ) барьерного разрушения (синдром протекающего кишечника) в чипе толстой кишки, включая методы оценки изменения параклеточной проницаемости, изменений секреции цитокинов и транскриптомного профилирования клеток внутри чипа.
Introduction
Кишечник человека является сложным и многозадачным органом, способным к саморегенерации. Он делится на тонкую и толстую кишку. Основная функция тонкой кишки заключается в дальнейшем переваривании пищи, поступающей из желудка, поглощении всех питательных веществ и передаче остатков в толстую кишку, которая восстанавливает воду и электролиты. Тонкая кишка далее делится на несколько анатомически различных областей: двенадцатиперстной кишки, тощей кишки и подвздошной кишки, каждая из которых приспособлена для выполнения определенных функций. Например, двенадцатиперстная кишка помогает расщеплять химус (содержимое желудка), чтобы обеспечить правильное поглощение питательных веществ, включая белки, углеводы, витамины и минералы в тощей кишке. Эта проксимальная часть тонкой кишки также является основным местом всасывания и метаболизма кишечного препарата, и она характеризуется более высокой экспрессией ферментов, метаболизирующих лекарство (например, CYP3A4) по сравнению с их экспрессией в подвздошной кишке и толстой кишке1. В дополнение к своей основной роли в переваривании и поглощении питательных веществ, кишечник также является эффективным барьером против потенциально вредного просветного содержимого, такого как патогенные микроорганизмы, микробные метаболиты, диетические антигены и токсины 2,3. Примечательно, что толстая кишка человека населена большим количеством микроорганизмов, намного превышающих общее количество клеток в организме человека, которые обеспечивают множество преимуществ для питания, обмена веществ и иммунитета. Таким образом, поддержание целостности слизистого барьера, образованного эпителиальными клетками кишечника, имеет решающее значение для обеспечения симбиотических отношений между микробиотой кишечника и клетками-хозяевами путем их физического разделения, чтобы избежать ненужной активации иммунных клеток2. Кроме того, запрограммированная гибель клеток кишечника играет важную роль в качестве самозащитного механизма, предотвращающего сохранение или пролиферацию инфицированных клеток, тем самым распространяя потенциальные патогены3, в то время как непрерывное самообновление кишечного эпителия каждые четыре-семь дней компенсирует потерю клеток, обеспечивая барьерную целостность и гомеостаз тканей. Нарушения описанных функций кишечника, включая всасывание питательных веществ, целостность барьера или дисбаланс в гибели и самообновлении клеток кишечника, могут привести к развитию ряда желудочно-кишечных расстройств, включая недоедание и воспалительные заболевания кишечника (ВЗК)2,3.
Ранее животные модели и трансформированные линии клеток кишечника, полученные из рака, использовались для изучения физиологических и патофизиологических функций кишечной ткани человека. Тем не менее, все более заметные опасения по поводу переводимости исследований на животных на человека, вызванные наличием значительных различий между двумя видами, подчеркнули необходимость в альтернативных методах4, имеющих отношение к человеку. Обычно используемые клеточные линии кишечника in vitro включают клетки T84, Caco-2 и HT29. Хотя они имитируют определенные аспекты кишечной барьерной функции и мембранного транспорта, они характеризуются измененной экспрессией ферментов5, метаболизирующих лекарство, поверхностных рецепторов и транспортеров4. Кроме того, им не хватает специфичности сегмента кишечника и они не могут повторить сложность кишечного эпителия, причем каждая модель содержит только один из пяти типов эпителиальных клеток, присутствующих в кишечнике6.
Недавно человеческие кишечные органоидные культуры, созданные из свежих биопсий тонкой кишки и толстой кишки 7,8 или индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (iPSC)9, были введены в качестве альтернативных экспериментальных моделей с потенциалом для дополнения, уменьшения и, возможно, замены экспериментов на животных в будущем. В то время как ИПСК могут быть получены неинвазивным способом, создание органоидов из ИПСК требует использования сложных и длительных протоколов (с несколькими экспериментальными шагами) и генерирует культуры, напоминающие ткани плода человека. Напротив, органоиды, полученные из биопсии, обладают высокой масштабируемостью, поскольку они могут использовать присущую кишечной ткани способность к обновлению и могут бесконечно проходить и размножаться in vitro. Важно отметить, что органоиды, полученные из биопсии, поддерживают специфические для заболевания и области кишечника характеристики первичной ткани, из которой они были разработаны, и имитируют клеточное разнообразие кишечного эпителия. Органоиды могут быть использованы в качестве специфических для пациента аватаров in vitro для разгадки биологии и патогенеза различных желудочно-кишечных расстройств и улучшения их терапевтического управления. Хотя кишечные органоиды достигли впечатляющей степени физиологической функциональности, они все еще не в состоянии воспроизвести сложность местных органов из-за отсутствия у них критических стромальных компонентов, включая кровеносные сосуды, соединительную ткань, периферические нервы и иммунные клетки, а также механической стимуляции. Механические параметры, такие как поток, напряжение сдвига, растяжение и давление, как известно, влияют на морфогенез тканей и гомеостаз in vivo и ранее было показано, что они улучшают созревание клеток in vitro 10,11,12,13. Дополнительным важным недостатком органоидных систем является недоступность просвета и, таким образом, апикальной стороны эпителия. Это представляет собой проблему для исследования различных механизмов, связанных с поляризованной экспрессией транспортеров ионов и лекарств, взаимодействиями между хозяином и микробиомом и тестированием фармацевтической токсичности. Наконец, органоидные культуры страдают от значительной изменчивости в размерах, морфологии и функциях из-за стохастического характера процесса самоорганизации in vitro и выбора судьбы клеток. Поэтому, чтобы реализовать весь потенциал кишечных органоидов в моделировании заболеваний, скрининге лекарств и регенеративной медицине, необходимо изучить новые стратегии, которые уменьшают вариабельность в развитии органоидов, улучшают доступ к просветному компартменту и включают недостающие взаимодействия клетки и клетки.
Технология «орган на чипе» представила множество методов для включения механических сил и потока жидкости в культуры клеток кишечника in vitro. Однако, поскольку большинство первоначальных исследований, подтверждающих концепцию, использовали клеточные линии, полученные из рака, которые не проявляли достаточного клеточного разнообразия, актуальность этих систем была поставлена под сомнение. Недавно мы синергетически объединили кишечные органоиды и технологию «орган на чипе», чтобы включить лучшие особенности каждого подхода в одну систему in vitro 14,15,16. Полученный кишечный чип рекапитулирует многоклеточную архитектуру кишечного эпителия, наличие интерфейса эпителиально-эндотелиальной ткани и механические силы потока и растяжения жидкости, что позволяет эмулировать функции на уровне органов in vitro. Кроме того, использование органоидов, полученных из первичной ткани (которые могут быть отобраны из разных областей кишечника человека) в качестве исходного материала увеличивает универсальность этой модели, поскольку чипы, представляющие двенадцатиперстную кишку человека, тошку, подвздошную кишку и толстую кишку, могут быть установлены после аналогичных процедур посева и культивирования. Важно отметить, что кишечные чипы позволяют в режиме реального времени оценивать: целостность кишечного барьера; активность ферментов границы кисти и лекарственного обмена; производство муцинов; секреция цитокинов; и взаимодействие клеток кишечника с патогенными и комменсальными микроорганизмами, как показано в ранее опубликованных отчетах. Примечательно, что когда чипы кишечника были установлены с использованием органоидов, полученных из тканей разных людей, эти модели зафиксировали ожидаемую междонорскую вариабельность функциональных реакций на различные лекарства и методы лечения. В целом, слияние органоидов с технологией Organ-on-a-Chip открывает двери для более продвинутых, персонализированных, релевантных in vivo моделей, которые могут улучшить физиологическую значимость и точность результатов in vitro, а также их экстраполяцию на людей. Здесь представлен подробный протокол установления чипа кишечника и его применения в исследованиях физиологических функций двух сегментов кишечника: двенадцатиперстной кишки и толстой кишки. Во-первых, описаны методы оценки активности лекарственно-метаболизирующего фермента CYP3A4 в чипе двенадцатиперстной кишки, а также его индукции прототипными соединениями, такими как рифампицин и витамин D3. Во-вторых, шаги, необходимые для моделирования «протекающей кишки» в чипе толстой кишки, изложены в протоколе, при этом нарушение эпителиального барьера выполняется с использованием отличительных цитокинов, участвующих в патогенезе ВЗК. Вкратце, органоиды, полученные из биопсии человека, размножаются in vitro, подвергаются ферментативному пищеварению и вводятся в верхний канал чипа. В присутствии непрерывной перфузии с обогащенными фактором роста средами они превращаются в сливающийся эпителиальный монослой с 3D-архитектурой и легкодоступной поверхностью апикальной ячейки. Нижний, «сосудистый» чип-отсек засеян микрососудистыми эндотелиальными клетками, выделенными из тонкой или толстой кишки. Эпителий и эндотелий разделены пористой растягивающейся мембраной, которая облегчает паракринные взаимодействия между двумя тканями и при воздействии циклических деформаций имитирует перистальтикоподобные движения кишечника человека. Кокультура поддерживается в условиях динамического потока, генерируемого просветной и сосудистой перфузией с соответствующими клеточными культуральными средами. Наконец, мы описываем многочисленные типы анализов и анализов конечных точек, которые могут быть выполнены непосредственно на чипе или из отобранных сточных вод клеточной культуры.
Protocol
Representative Results
Discussion
Сочетание технологии «орган на чипе» и кишечных органоидов обещает точное моделирование физиологии кишечника человека и патофизиологии. Здесь мы предоставляем простой и надежный пошаговый протокол (описанный на рисунке 1) для создания чипа кишечника, содержащего эпит…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы благодарим профессора Марка Доновица за предоставление органоидов, полученных из биопсии кишечника, и Бретта Клера за разработку научных иллюстраций чипа, портативного и культурного модуля. Все остальные научные иллюстрации были сгенерированы с использованием BioRender.
Materials
| small intestine Human Intestinal Microvascular Endothelial Cells | AlphaBioRegen | ALHE15 | 0.5 cells M/ml ; cryopreserved |
| colon Human Intestinal Microvascular Endothelial Cells | AlphaBioRegen | ALHE16 | 0.5 cells M/ml ; cryopreserved |
| Biopsy-derived Human Duodenal Organoids | John Hopkin's University | – | The organoids were provided by Professor Mark Donowitz (Institutional Review Board Number: NA_00038329). |
| Biopsy-derived Human Colonic Organoids | John Hopkin's University | – | The organoids were provided by Professor Mark Donowitz (Institutional Review Board Number: NA_00038329). |
| Zoë CM-1™ Culture Module | Emulate Inc. | – | Culture module |
| Orb-HM1™ Hub Module | Emulate Inc. | – | 5% CO2, vacuum stretch, and power supply |
| Chip-S1™ Stretchable Chip | Emulate Inc. | – | Organ-Chip |
| Pod™ Portable Modules | Emulate Inc. | – | Portable module |
| UV Light Box | Emulate Inc. | – | – |
| Chip Cradle | Emulate Inc. | – | 1 per square culture dish |
| Steriflip®-HV Filters | EMD Millipore | SE1M003M00 | 0.45 μm PVDF filter |
| Square Cell Culture Dish (120 x 120 mm) | VWR | 82051-068 | – |
| Handheld vacuum aspirator | Corning | 4930 | - |
| Aspirating pipettes | Corning / Falcon | 357558 | 2 mL, polystyrene, individually wrapped |
| Aspirating tips | - | Sterile (autoclaved) | |
| Serological pipettes | - | 2 mL, 5 mL, 10 mL, and 25 mL low endotoxin, sterile | |
| Pipette | P20, P200, P1000 and standard multichannel | ||
| Pipette tips | P20, P200, and P1000. | ||
| Conical tubes (Protein LoBind® Tubes) | Eppendorf | 0030122216; 0030122240 | 15 mL, 50 mL tubes |
| Eppendorf Tubes® lo-bind | Eppendorf | 022431081 | 1.5 mL tubes |
| 96 wells black walled plate | – | – | for epithelial permeability analysis |
| Microscope (with camera) | – | – | For bright-field imaging |
| Water bath (or beads) | – | – | Set to 37°C |
| Vacuum set-up | - | – | Minimum pressure: -70 kPa |
| Cell scrapers | Biotium | 220033 | |
| T75 flasks | BD Falcon | 353136 | Cell culture flask |
| Emulate Reagent-1 (ER-1) | Emulate Inc. | – | Chip coating solution |
| Emulate Reagent-2 (ER-2) | Emulate Inc. | – | Chip coating solution |
| Dulbecco’s PBS (DPBS) | Corning | 21-031-CV | 1X |
| Cell Culture Grade Water | Corning | MT25055CV | |
| Trypan blue | Sigma | 93595 | For cell counting |
| TryplE Express | ThermoFisher Scientific | 12604013 | Organoids dissociation and endothelium cells detachment solution |
| Advanced DMEM/F12 | ThermoFisher Scientific | 12634028 | Medium |
| IntestiCult™ Organoid Growth Medium (Human) | Stem Cell technologies | 06010 | Organoid Growth Medium |
| Endothelial Cell Growth Medium MV 2 | Promocell | C-22121 | Endothelial medium |
| Fetal bovine serum (FBS) | Sigma | F4135 | Serum |
| Primocin™ | InvivoGen | ANT-PM-1 | antimicrobial agent |
| Attachment Factor™ | Cell Systems | 4Z0-210 | coating solution for flask |
| Matrigel – Growth Factor Reduced | Corning | 356231 | Solubilized basement membrane matrix |
| Collagen IV | Sigma | C5533 | ECM component |
| Fibronectin | Corning | 356008 | ECM component |
| Y-27632 | Stem Cell technologies | 72304 | organoid media supplement |
| CHIR99021 | Reprocell | 04-0004-10 | organoid media supplement |
| Cell Recovery Solution | Corning | 354253 | Basement mebrane matrix dissociationsolution |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma | A9576 | 30%, Sterile |
| Cell Culture Grade Water | Corning | MT25055CV | Sterile, Water |
| DMSO | Sigma | D2650 | solvent |
| 3KDa Dextran Cascade Blue | Invitrogen | D7132 | 10 mg powder |
| Rifampicin (RIF) | Sigma | Cat# R3501 | CYP inducer |
| Testosterone hydrate | Sigma | T1500 | CYP substrate |
| 1,25-dihyroxy Vitamin D3 (VD3) | Sigma | Cat# D1530 | CYP inducer |
| Acetonitrile with 0.1% (v/v) Formic acid | Sigma | 159002 | LCMS stop solution |
| IFNγ | Peprotech | 300-02 | |
| 4% Paraformaldehyde (PFA) | EMS | 157-4 | Fixative |
| Triton-X 100 | Sigma | T8787 | |
| Normal Donkey Serum (NDS) | Sigma | 566460 | |
| anti-Occludin | ThermoFisher Scientific | 33-1500 | tight junctions marker |
| anti-Claudin 4 | ThermoFisher Scientific | 36-4800 | tight junctions marker |
| anti-E-cadherin | Abcam | ab1416 | epithelial adherens junctions marker |
| anti-VE-cadherin | Abcam | ab33168 | endothelial adherent junctions marker |
| anti- Zonula Occludens 1 (ZO-1) | Thermo Fischer | 339194 | tight junctions marker |
| DAPI | ThermoFisher Scientific | 62248 | nuclear stain |
| 2-mercaptoethanol | Sigma | M6250 | |
| PureLink RNA Mini Kit | Invitrogen | 12183020 | RNA lysis, isolation and purification kit |
| SuperScript™ IV VILO™ Master Mix | Invitrogen | 11756050 | reverse transcriptase kit |
| TaqMan™ Fast Advanced Master Mix | Applied Biosystems | 4444557 | qPCR reagent |
| QuantStudio™ 5 Real-Time PCR System | Applied Biosystems | A28573 | Real-time PCR cycler |
| 18S primer | ThermoFisher Scientific | Hs99999901_s1 | Eukaryotic 18S rRNA |
| CYP3A4 primer | ThermoFisher Scientific | Hs00604506_m1 | Cytochrome family 3 subfamily A member 4 |
| Pierce™ Coomassie Plus (Bradford) Assay Kit | ThermoFisher Scientific | 23236 | Protein quantification kit |
| MSD Tris lysis buffer | Meso Scale Diagnostics | R60TX-3 | Protein lysis buffer |
| Cleaved/Total Caspase-3 Whole Cell Lysate Kit | Meso Scale Diagnostics | K15140D | Caspase 3 detection kit |
| V-PLEX Vascular Injury Panel 2 Human Kit | Meso Scale Diagnostics | K15198D | |
| V-PLEX Human Proinflammatory Panel II (4-Plex) | Meso Scale Diagnostics | K15053D | |
| Zeiss LSM 880 | Zeiss | – | Confocal microscope |
| Zeiss LD plan-Neofluar 20x/0.40 Korr M27 | Zeiss | – | 20X long-distance objective lenses |
| Zeiss AXIOvert.A1 | Zeiss | – | Brightfield microscope |
| Zeiss LD A-Plan 10X/0.25 Ph1 | Zeiss | – | 10X objective lenses |
Riferimenti
- Fritz, A., et al. Expression of clinically relevant drug-metabolizing enzymes along the human intestine and their correlation to drug transporters and nuclear receptors: An intra-subject analysis. Basic and Clinical Pharmacology and Toxicology. 124 (3), 245-255 (2019).
- Okumura, R., Takeda, K. Maintenance of intestinal homeostasis by mucosal barriers. Inflammation and Regeneration. 38 (1), 1-8 (2018).
- Delgado, M. E., Grabinger, T., Brunner, T. Cell death at the intestinal epithelial front line. FEBS Journal. 283 (14), 2701-2719 (2016).
- Mestas, J., Hughes, C. C. W. Of mice and not men: Differences between mouse and human immunology. The Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
- Sun, H., Chow, E. C. Y., Liu, S., Du, Y., Pang, K. S. The Caco-2 cell monolayer: Usefulness and limitations. Expert Opinion on Drug Metabolism and Toxicology. 4 (4), 395-411 (2008).
- Yu, H., et al. The contributions of human mini-intestines to the study of intestinal physiology and pathophysiology. Annual Review of Physiology. 79, 291-312 (2017).
- Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
- Sato, T., et al. Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett’s epithelium. Gastroenterology. 141 (5), 1762-1772 (2011).
- Spence, J. R., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells into intestinal tissue in vitro. Nature. 470 (7332), 105-110 (2011).
- Durel, J. F., Nerurkar, N. L. Mechanobiology of vertebrate gut morphogenesis. Current Opinion in Genetics and Development. 63, 45-52 (2020).
- Gayer, C. P., Basson, M. D. The effects of mechanical forces on intestinal physiology and pathology. Cellular Signalling. 21 (8), 1237-1244 (2009).
- Xu, Y., et al. Mechanical stimulation activates Piezo1 to promote mucin2 expression in goblet cells. Journal of Gastroenterology and Hepatology (Australia). 36 (11), 3127-3139 (2021).
- Navabi, N., McGuckin, M. A., Lindén, S. K. Gastrointestinal cell lines form polarized epithelia with an adherent mucus layer when cultured in semi-wet interfaces with mechanical stimulation. PLoS One. 8 (7), 68761 (2013).
- Kasendra, M., et al. Development of a primary human Small Intestine-on-a-Chip using biopsy-derived organoids. Scientific Reports. 8 (1), 1-14 (2018).
- Kasendra, M., et al. Duodenum intestine-chip for preclinical drug assessment in a human relevant model. eLife. 9, 50135 (2020).
- Apostolou, A., et al. A novel microphysiological colon platform to decipher mechanisms driving human intestinal permeability. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 12 (5), 1719-1741 (2021).
- Jalili-Firoozinezhad, S., et al. Author correction: A complex human gut microbiome cultured in an anaerobic intestine-on-a-chip. Nature Biomedical Engineering. 3 (7), 583 (2019).
- Yin, J., et al. Fluid shear stress enhances differentiation of jejunal human enteroids in Intestine-Chip. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 320 (3), 258-271 (2021).
- Sontheimer-Phelps, A., et al. Human colon-on-a-chip enables continuous in vitro analysis of colon mucus layer accumulation and physiology. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 9 (3), 507-526 (2020).
- Tovaglieri, A., et al. Species-specific enhancement of enterohemorrhagic E. coli pathogenesis mediated by microbiome metabolites. Microbiome. 7 (1), 43 (2019).
- Huh, D., et al. Microfabrication of human organs-on-chips. Nature Protocols. 8 (11), 2135-2157 (2013).
- Fujii, M., Matano, M., Nanki, K., Sato, T. Efficient genetic engineering of human intestinal organoids using electroporation. Nature Protocols. 10 (10), 1474-1485 (2015).
- Kim, H. J., Huh, D., Hamilton, G., Ingber, D. E. Human gut-on-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow. Lab on a Chip. 12 (12), 2165-2174 (2012).
- Sarna, S. K. Colonic motility: From bench side to bedside. Morgan & Claypool Life Sciences. , (2010).
- Basson, M. D. Paradigms for mechanical signal transduction in the intestinal epithelium – category: Molecular, cell, and developmental biology. Digestion. 68 (4), 217-225 (2003).
- Wang, F., et al. Interferon-gamma and tumor necrosis factor-alpha synergize to induce intestinal epithelial barrier dysfunction by up-regulating myosin light chain kinase expression. The American Journal of Pathology. 166 (2), 409-419 (2005).
- Nava, P., et al. Interferon-γ regulates intestinal epithelial homeostasis through converging β-Catenin signaling pathways. Immunity. 32 (3), 392-402 (2010).
- Madara, J. L., Stafford, J. Interferon-γ directly affects barrier function of cultured intestinal epithelial monolayers. Journal of Clinical Investigation. 83 (2), 724-727 (1989).
- Bruewer, M., et al. Proinflammatory cytokines disrupt epithelial barrier function by apoptosis-independent mechanisms. The Journal of Immunology. 171 (11), 6164-6172 (2003).
- Jones, S. C., et al. Adhesion molecules in inflammatory bowel disease. Gut. 36 (5), 724-730 (1995).
- Uhlar, C. M., Whitehead, A. S. Serum amyloid A, the major vertebrate acute-phase reactant. European Journal of Biochemistry. 265 (2), 501-523 (1999).
- Pérez-González, C., Ceada, G., Matejčić, M., Trepat, X. Digesting the mechanobiology of the intestinal epithelium. Current Opinion in Genetics & Development. 72, 82-90 (2022).
- In, J., et al. Enterohemorrhagic escherichia coli reduces mucus and intermicrovillar bridges in human stem cell-derived colonoids. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 2 (1), 48-62 (2016).
- Grassart, A., et al. Bioengineered human organ-on-chip reveals intestinal microenvironment and mechanical forces impacting shigella infection. Cell Host and Microbe. 26 (3), 435-444 (2019).
- Kerns, S. J., et al. Human immunocompetent organ-on-chip platforms allow safety profiling of tumor-targeted t-cell bispecific antibodies. eLife. 10, 67106 (2021).
- Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature Biotechnology. 32 (8), 760-772 (2014).
- Ingber, D. E. Reverse engineering human pathophysiology with organs-on-chips. Cell. 164 (6), 1105-1109 (2016).
