Waiting
Elaborazione accesso...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

طرق لتربية الطفيلي Ganaspis brasiliensis ، وهو عامل مكافحة بيولوجية واعد لذبابة الفاكهة الغازية suzukii

Published: June 2, 2022 doi: 10.3791/63898
Automatic Translation
1, 2, 2, 1,3, 4, 5, 4, 6, 1,3, 2
1Research and Innovation Centre, Fondazione Edmund Mach, 2Beneficial Insects Introduction Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture, 3Center for Agriculture, Food and Environment, University of Trento, 4Department of Environmental Science, Policy and Management, University of California Berkeley, 5Department of Agriculture, Food and Environment, University of Catania, 6Systematic Entomology Laboratory, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

Summary

وقد تمت الموافقة على Ganaspis brasiliensis - وهو طفيلي يرقي من ذبابة الفاكهة suzukii (آفة عالمية غازية لمحاصيل الفاكهة) - أو ينظر في إدخاله إلى أوروبا والولايات المتحدة من أجل المكافحة البيولوجية لهذه الآفة. توفر هذه المقالة بروتوكولات لكل من تربية هذا الطفيلي على نطاق صغير وواسع النطاق.

Abstract

موطنها الأصلي شرق آسيا ، ذبابة الفاكهة ذات الأجنحة المرقطة ، ذبابة الفاكهة suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) ، قد نشأت على نطاق واسع في الأمريكتين وأوروبا وأجزاء من أفريقيا على مدى العقد الماضي ، لتصبح آفة مدمرة لمختلف الفواكه ذات البشرة الناعمة في مناطقها التي تم غزوها. ومن المتوقع أن تكون المكافحة البيولوجية، ولا سيما عن طريق الطفيليات المتخصصة والدائمة ذاتيا، خيارا قابلا للتطبيق من أجل الإدارة المستدامة لهذه الآفة الشديدة الحركة ومتعددة البلعوم على نطاق المنطقة. Ganaspis brasiliensis Ihering (غشاء البكارة: Figitidae) هو طفيلي يرقات يتم توزيعه على نطاق واسع في شرق آسيا ، وقد وجد أنه واحد من أكثر الطفيليات فعالية في D. suzukii.

وبعد إجراء تقييمات دقيقة قبل إدخاله لفعاليته ومخاطره المحتملة غير المستهدفة، تمت الموافقة مؤخرا على واحدة من المجموعات الجينية الأكثر تحديدا للمضيف من هذا النوع (G1 G. brasiliensis) لإدخالها وإطلاقها ميدانيا في الولايات المتحدة وإيطاليا. ويمكن النظر في إدخال مجموعة وراثية أخرى (G3 G. brasiliensis)، والتي وجد أيضا أنها تهاجم D. suzukii في شرق آسيا، في المستقبل القريب. هناك حاليا اهتمام هائل بتربية G. brasiliensis للبحث أو في الإنتاج الضخم للإطلاق الميداني ضد D. suzukii. يصف هذا البروتوكول ومقالة الفيديو المرتبطة به طرق التربية الفعالة لهذا الطفيلي ، سواء على نطاق صغير للبحث أو على نطاق واسع للإنتاج الضخم والإطلاق الميداني. قد تفيد هذه الطرق في إجراء مزيد من الأبحاث طويلة الأجل واستخدام هذا الطفيلي الآسيوي الأصلي كعامل مكافحة بيولوجي واعد لهذه الآفة الغازية العالمية.

Introduction

موطنها الأصلي شرق آسيا ، ذبابة الفاكهة ذات الأجنحة المرقطة ، ذبابة الفاكهة suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) ، قد أنشئت على نطاق واسع في الأمريكتين وأوروبا وأجزاء من أفريقيا 1,2. الذبابة متعددة البلعوم للغاية ، كونها قادرة على استخدام مختلف الفواكه المزروعة والبرية ذات الجلود الناعمة والرقيقة في مناطقها الأصلية والغازية1،2،3. تعتمد استراتيجيات الإدارة الحالية لهذه الآفة بشكل كبير على الاستخدام المتكرر للمبيدات الحشرية التي تستهدف الذباب البالغ في حقول المحاصيل عندما تنضج الفاكهة الحساسة. غالبا ما تستخدم البخاخات المتكررة ، ربما بسبب الامتداد المستمر لمجموعات ذبابة الخزان من الموائل غير المحصولية وعدم وجود أعداء طبيعيين فعالين مقيمين في المناطق التي تم غزوها 1,4. قد تساعد المكافحة البيولوجية ، خاصة عن طريق الطفيليات المتخصصة التي تديم نفسها ، في قمع مجموعات الذباب على مستوى المناظر الطبيعية وتلعب دورا حاسما في الإدارة المستدامة على مستوى المنطقة لهذه الآفة شديدة الحركة ومتعددة البلعوم 4,5,6.

على مدى العقد الماضي ، ركز الباحثون جهودهم لاكتشاف طفيليات ذبابة الفاكهة المتطورة من ذبابة الفاكهة suzukii في النطاقات الأصلية للذبابة في شرق آسيا7،8،9 ، بالإضافة إلى طفيليات فعالة ولكنها مرتبطة حديثا في المناطق التي غزتها الذبابة في الأمريكتين وأوروبا4،5،6. في المناطق التي غزتها الذبابة حديثا ، فإن طفيليات ذبابة الفاكهة اليرقية الشائعة ، مثل Asobara c.f. tabida (Nees) (غشاء البكارة: Braconidae) ، Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) ، و L. heterotoma (Thompson) (غشاء البكارة: Figitidae) ، غير قادرة على التطور من أو لديها مستويات منخفضة من التطفل على D. suzukii بسبب المقاومة المناعية القوية للذبابة10. فقط بعض الطفيليات العذراء العالمية والعامة مثل Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (غشاء البكارة: Pteromalidae) و Trichopria drosophilae (Perkins) (غشاء البكارة: Diapriidae) في أمريكا الشمالية وأوروبا ، و Trichopria anastrephae Lima في أمريكا الجنوبية يمكن أن تتطور بسهولة من هذه الذبابة4. في المقابل ، اكتشفت الاستكشافات في شرق آسيا عددا من الطفيليات اليرقية من D. suzukii 4,5,6. من بينها ، Asobara japonica Belokobylskij ، Ganaspis brasiliensis Ihering ، و Leptopilina japonica Novković & Kimura هي طفيليات اليرقات المهيمنة7،8،9،11. على وجه الخصوص ، كان الفيجيدان (L. japonica و G. brasiliensis) هما الطفيليات الرئيسية الموجودة في الغالب في الفواكه الطازجة الموبوءة ب D. suzukii و / أو غيرها من ذبابة الفاكهة ذات الصلة الوثيقة في النباتات الطبيعية 7,8,9. تم استيراد هذه الطفيليات اليرقات الآسيوية الثلاثة إلى مرافق الحجر الصحي في الولايات المتحدة الأمريكية وأوروبا ، وتم تقييمها لكفاءتها النسبية 12،13،14،15،16،17 ، والقدرة على التكيف المناخي 18 ، والتفاعلات التنافسية المحتملة بين الأنواع 19 ، والأهم من ذلك ، خصوصية المضيف8،20،21 ، 22.

أظهرت تقييمات الحجر الصحي أن Ganaspis brasiliensis كان أكثر تحديدا للمضيف ل Drosophila suzukii من طفيليات اليرقات الآسيوية الأخرى التي تم اختبارها ، على الرغم من أنه من المحتمل أن يتكون من أنماط حيوية مختلفة أو أنواع مشفرة ذات خصوصية مضيف متفاوتة 8,21,22,23,24. قام Nomano et al.22 بتجميع أفراد Ganaspis من مناطق جغرافية مختلفة في خمس مجموعات وراثية (تسمى G1-G5) استنادا إلى التحليلات الجزيئية لجزء جين أوكسيديز أوكسيديز السيتوكروم I الميتوكوندريا. ولم يبلغ عن المجموعتين G2 وG4 إلا من عدد قليل من المواقع المدارية في جنوب آسيا، وتم الإبلاغ عن مجموعة G5 من آسيا ومناطق أخرى (مثل الأرجنتين والبرازيل وهاواي والمكسيك) من مضيف (مضيفين) غير معروفين (بوفينغتون، ملاحظة شخصية). وجدت المجموعات الميدانية من الفواكه البرية الموبوءة ب D. suzukii في كوريا الجنوبية7 والصين8 واليابان 9,23,25 G1 وحدها أو مزيجا من العينات التي تمثل المجموعتين G1 و G3. يبدو أن المجموعتين متكافلتان وتتعايشان على نفس النباتات المضيفة التي يسكنها D. suzukii وغيرها من الذباب المضيف ذي الصلة الوثيقة. ومع ذلك ، فقد لوحظت بعض الاختلافات بين المجموعتين ، حيث يبدو أن G1 لديها درجة أعلى من خصوصية الموائل المضيفة أو المضيفة ل D. suzukii من G3 ، على الرغم من أن كلاهما يهاجم عددا من الأنواع ذات الصلة الوثيقة في اختبارات الحجر الصحي21,22. قد تساعد التحليلات الجزيئية التفصيلية الإضافية في تحديد حالة الأنواع ، خاصة بالنسبة للمجموعات G1 و G3. تشير هذه الدراسة إليهم باسم G1 G. brasiliensis و G3 G. brasiliensis. كما أطلقت بعض الدراسات المبكرة على G1 G. brasiliensis اسم G. راجع Brasiliensis 14,21,22. تمت الموافقة مؤخرا على G1 G. brasiliensis للإصدار الميداني ضد D. suzukii في الولايات المتحدة الأمريكية وإيطاليا (العديد من البلدان الأوروبية الأخرى تدرس حاليا إدخاله) ، في حين يمكن النظر في G3 G. brasiliensis للإطلاق الميداني في المستقبل القريب. وجدت الدراسات الاستقصائية الحديثة أيضا مجموعات سكانية مغامرة من كل من L. japonica و G1 G. brasiliensis في كولومبيا البريطانية ، كندا26 ، وولاية واشنطن ، الولايات المتحدة الأمريكية (Beers et al. ، بيانات غير منشورة) ، ومجموعات L. japonica المغامرة في مقاطعة ترينتو ، إيطاليا27.

وبالنظر إلى الاهتمام الكبير بتطوير برامج المكافحة البيولوجية لإدارة ذبابة الفاكهة السوزوكي وإمكانات المكافحة البيولوجية الكبيرة للإدخال المغامر والمتعمد ل Ganaspis brasiliensis، هناك حاجة إلى تطوير طرق تربية فعالة لهذا الطفيلي اليرقي من أجل البحوث و/أو الإطلاق الميداني في المستقبل. يصف هذا البروتوكول ومقالة الفيديو المرتبطة به مجموعتين من طرق التربية لهذا الطفيلي: (1) التربية المختبرية الصغيرة في قوارير باستخدام مزيج من الفاكهة المضيفة (التوت) والنظام الغذائي الاصطناعي لثقافة D. suzukii. تم تطوير الطرق باستخدام مواد G3 التي تم جمعها في الأصل من كونمينغ ، الصين8. (2) التربية الجماعية للإطلاق الميداني في أقفاص كبيرة باستخدام الفاكهة المضيفة (التوت) لزراعة D. suzukii. كانت المجموعة الجينية المستخدمة في التربية على نطاق واسع هي مخزون G1 الذي نشأ في طوكيو ، اليابان 9,22. كما تتم مناقشة مقاييس أخرى لطرق التربية ، مثل استخدام القوارير أو الحاويات الصغيرة لكلتا المجموعتين ، بإيجاز.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. طرق التربية المختبرية الصغيرة النطاق ل G3 Ganaspis brasiliensis

  1. إعداد النظام الغذائي المضيف.
    1. أضف 600 مل من الماء المقطر إلى وعاء زجاجي سعة 1500 مل ، وقم بتسخين الماء على صفيحة ساخنة.
    2. أضف 88.6 جم من النظام الغذائي الجاف المتاح تجاريا (المصنوع من الأجار وخميرة البيرة ووجبة الذرة وميثيل بارابين والسكروز) أو قم بإعداد نظام غذائي باستخدام الصيغة التي نشرها Dalton et al.28 (انظر الخطوة 2.1.2).
    3. أضف 300 مل من الماء المقطر إلى النظام الغذائي الجاف وحرك خليط النظام الغذائي جيدا.
    4. أضف الخليط إلى الماء المغلي.
    5. اترك النظام الغذائي السائل على الصفيحة الساخنة يغلي لمدة 10 دقائق مع تحريك الخليط بشكل دوري لمنعه من الاحتراق.
    6. اترك النظام الغذائي يبرد في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة مع تحريكه من حين لآخر لتوزيع إطلاق الحرارة بالتساوي ومنع النظام الغذائي من التصلب على السطح.
    7. قياس 6.7 مل من 95٪ EtOH في حاوية واحدة و 3.5 مل من محلول حمض البروبيونيك 1 م في حاوية أخرى.
    8. بمجرد أن يبرد النظام الغذائي ، أضف EtOH ثم محلول حمض البروبيونيك ، مع التحريك جيدا بعد كل إضافة.
    9. تحضير العنب البري (الذي تم شراؤه من السوق المحلية) عن طريق شطفه بالماء البارد ، ثم في محلول تبييض هيبوكلوريت الصوديوم (المخفف إلى 5٪) ، والماء البارد مرة أخرى.
    10. جفف الفاكهة بمنشفة ورقية وهرسها يدويا حتى يتم كسر الجلد على كل فاكهة وتتعرض عصائر ولحم الفاكهة.
    11. أضف 25-30 جم من التوت الأزرق المهروس إلى كل قارورة سعة 250 مل. اضغط على جانبي القارورة لضمان تغطية الجزء السفلي الداخلي من القارورة بطبقة متساوية من التوت الأزرق المهروس.
    12. صب النظام الغذائي المحضر في كل قارورة بحيث يغطي فقط الجزء العلوي من التوت الأزرق المهروس.
    13. أضف سدادات الرغوة إلى رقاب القوارير واسمح للنظام الغذائي بالتصلب في درجة حرارة الغرفة (الشكل 1).
    14. بمجرد أن يصبح النظام الغذائي صلبا ، استخدمه على الفور أو خزنه عند 5 درجات مئوية لمدة تصل إلى 3 أسابيع.
  2. المضيف الخلفي ذبابة الفاكهة suzukii.
    1. قم بإزالة النظام الغذائي المخزن من الثلاجة واتركه يتوازن مع درجة حرارة الغرفة المحيطة ، أو استخدم نظاما غذائيا طازجا.
    2. قطع قطعة من منشفة ورقية ماصة (على سبيل المثال، 5 سم × 20 سم) ولفها في المنتصف. ضع القسم الأوسط الملتوي من المنشفة الورقية في القارورة (الشكل 1).
    3. بلل المنشفة الورقية وسطح النظام الغذائي بالماء المقطر للاحتفاظ بالرطوبة.
    4. انقل الذباب البالغ الناضج جنسيا من قوارير ذبابة المستعمرة الحالية إلى قارورة نظام غذائي جديد عن طريق إزالة السدادة بعناية على القارورة القديمة وعكس القارورة بسرعة ومحاذاة فتحة القارورة القديمة مع القارورة الجديدة.
    5. اضغط برفق على جانب القارورة القديمة لحث الذباب على السقوط في القارورة الجديدة. تأكد من وجود ~ 25-30 زوجا من أزواج التزاوج من D. suzukii في القارورة الجديدة. بمجرد وجود ما يكفي من الذباب في القارورة الجديدة ، اقلب القارورة القديمة بسرعة في وضع مستقيم واستبدل السدادات الموجودة على كلا القوارير.
    6. كرر عمليات نقل الذباب حتى لا يتم ترك الذباب في القوارير القديمة. إذا لزم الأمر ، قم بدمج أو جمع الذباب من أكثر من قارورة قديمة واحدة في قارورة جديدة لضمان وجود ما يكفي من الذباب (20-30 زوجا) لكل قارورة.
    7. امسك القوارير الجديدة بعد أسبوع من التعرض للذباب البالغ في ظروف مناسبة (21 درجة مئوية ، 16 لتر: 8 D فترة ضوئية ، رطوبة نسبية 60٪ -80٪ [RH٪]) في غرفة بيئية لمدة 3 أسابيع لظهور الذباب.
  3. تعريض يرقات المضيف للطفيليات.
    1. خذ قارورة (انظر الخطوة 1.2.7) تحتوي على بيض ويرقات الذباب بعد إزالة أي ذباب بالغ ومنشفة ورقية ملتوية من القارورة.
    2. قم بطي قطعة من منشفة ورقية ماصة إلى نصفين وضعها في القارورة كركيزة جرو لليرقات المتطفلة.
    3. استنشق ستة أزواج من الإناث والذكور من G3 G. brasiliensis في كل قارورة (الشكل 1). خط طبقة رقيقة من العسل في الجزء السفلي من سدادة الرغوة.
    4. اترك الطفيليات في القارورة لمدة 5 أيام.
    5. بعد التعرض لمدة 5 أيام ، قم بإزالة الطفيليات واحتفظ بالقوارير في ظل الظروف الموضحة أعلاه في غرفة بيئية لمدة 35 يوما حتى ظهور المتوقع.
  4. جمع وتخزين الطفيليات الكبار.
    1. خلال الأسبوعين الثاني والثالث من الحضانة ، تحقق من القوارير أسبوعيا بحثا عن ظهور المضيف المبكر وإزالة الذباب البالغ.
    2. بمجرد أن تبدأ الطفيليات البالغة في الظهور ، قم بشفطها ثلاث مرات في الأسبوع واحتفظ بها في قوارير ذبابة الفاكهة (على سبيل المثال ، 2.5 سم × 9.5 سم) (الشكل 1).
    3. ضع قطعة صغيرة من منشفة ورقية مبللة ، ولكن غير مشبعة ، بالماء المقطر في قاع القارورة.
    4. أضف ~ 60 طفيليا إلى كل قارورة وقم بتسمية القارورة بتواريخ الظهور. خط طبقة رقيقة من العسل في الجزء السفلي من سدادة الرغوة ، مرتين في الأسبوع. قم بتخزين القوارير مع طفيليات البالغين في ظل الظروف الموضحة أعلاه في الغرفة البيئية لمدة تصل إلى شهر إذا لم يتم استخدامها في وقت أقرب.
    5. قم بترطيب الورق في القارورة مرة واحدة كل 4-7 أيام أو استبدل المنشفة الورقية إذا كانت هناك علامات على العفن.

2. طرق التربية على نطاق واسع من G1 Ganaspis brasiliensis

  1. تنفيذ تربية واسعة النطاق من ذبابة الفاكهة المضيفة suzukii.
    1. D. suzukii الخلفي داخل أقفاص كبيرة محبوكة مغطاة بشبكة (على سبيل المثال ، 50 سم × 50 سم × 100 سم) يحتوي كل منها على 1500-2000 ذباب بالغ ناضج جنسيا (نسبة الجنس 50: 50) (الشكل 2).
    2. تحضير ذبابة الفاكهة القياسية المتوسطة (SDM) عن طريق غلي جميع المكونات (6 غرام من أجار البكتريولوجي ، 75 غرام من دقيق الذرة ، 17 غرام من الخميرة الغذائية ، 15 غرام من السكاروز ، 10 غرام من دقيق فول الصويا ، 10 مل من حمض البروبيونيك) في 1 لتر من الماء المقطر لمدة 10 دقائق مع تحريك الخليط بشكل دوري لمنعه من حرق28.
    3. اترك الخليط يبرد لمدة 5 دقائق وأضف 5 غرام من حمض الأسكوربيك.
    4. صب SDM المطبوخ طازجا في أطباق بتري 9 سم واترك الوسط يتصلب في درجة حرارة الغرفة قبل إغلاق الأطباق.
    5. قم بتكديس أطباق SDM Petri ، ولف المكدس بورق الألومنيوم ، وقم بتخزين الأطباق على درجة حرارة 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 2 أسابيع.
    6. داخل كل قفص تربية ، ضع طبقا به قطن منقوع في الماء وأربعة إلى ستة أطباق بتري مع SDM (الشكل 2).
    7. مرتين في الأسبوع ، استبدل أطباق SDM Petri الموبوءة بأطباق طازجة.
    8. ضع أطباق SDM Petri الموبوءة بدون أغطية بشكل فردي في أكواب بلاستيكية (قطرها 13.3 سم أو 800 مل) ، وأغلق كل كوب بغطاء من الشبكة الدقيقة (<0.5 مم) ، واحتضنه لمدة 12-15 يوما عند 23 درجة مئوية و 75٪ RH (الشكل 2).
    9. انقل البالغين D. suzukii الذين تم فقسهم حديثا من الأكواب البلاستيكية إلى أقفاص التربية.
  2. إعداد يرقات المضيف.
    1. شطف العنب البري في الماء البارد لمدة 1 دقيقة ، ونقع الثمار في حوض مملوء بمحلول تبييض (مخفف إلى 5٪) لمدة 3 دقائق.
    2. يصفى محلول التبييض ويملأ الحوض بالماء البارد لشطف العنب البري. اخلطي بلطف باليد لمدة 30 ثانية على الأقل.
    3. كرر الخطوة 2.2.2 بالماء العذب ثلاث مرات على الأقل لإزالة بقايا المبيض والمفصليات الأخرى (مثل العث والتريبس) التي قد تكون موجودة على الفاكهة.
    4. ضع الفاكهة على صينية مع عدة طبقات من المناشف الورقية الماصة وقم بإمالة الدرج بعناية ذهابا وإيابا ، مع لف التوت حولها لتجفيفها.
    5. قم بإعداد العديد من أطباق بتري مقاس 9 سم (إما النصف العلوي أو السفلي ، متجها لأعلى) واملأ كل منها بالتوت الأزرق المغسول (15-25 فاكهة لكل طبق حسب حجم الفاكهة).
    6. خلال ساعات ما بعد الظهر المتأخرة ، قم بتعريض أطباق بتري للذباب البالغ الناضج جنسيا داخل أقفاص تربية المضيف (انظر الخطوة 2.1) واتركها طوال الليل.
    7. في صباح اليوم التالي ، قم بإزالة أطباق بتري من أقفاص تربية المضيف عن طريق نفخها بلطف أو النقر عليها لإزاحة الذباب على الثمار واستخدام الفاكهة الموبوءة لتربية الطفيليات (انظر الخطوة 2.4).
  3. تنفيذ تربية طفيليات واسعة النطاق.
    1. استخدم نوعين من الأقفاص لتربية الطفيلي: أحدهما للتطفل والآخر لظهور.
    2. تأكد من أن قفص التطفل مكعب (على سبيل المثال ، 45 سم لكل جانب) مع لوحة بلاستيكية شفافة في الأمام لمراقبة نشاط الحشرات ، وفتحتين للأكمام مقاس 18 سم في اللوحة الأمامية لإضافة أو إزالة الحشرات واستبدال المواد الغذائية ، وشبكة بوليستر دقيقة (على سبيل المثال ، شبكة 96 × 26) في الأعلى والجانبين للتهوية.
    3. اجعل قفص الظهور أصغر (على سبيل المثال ، 30 سم لكل جانب) ، مع فتحة كم واحد على جانبين متقابلين ولوحة بلاستيكية شفافة في الأمام للرؤية (الشكل 2).
    4. تأكد من أن كلا النوعين من الأقفاص لهما سلسلة رقيقة معلقة أسفل السقف يمكن من خلالها تعليق واحد إلى عدة مغذيات (الشكل 2).
      ملاحظة: تتكون وحدة التغذية من سدادة رغوة أسطوانية كبيرة (قطرها 9 سم) مغطاة بقطرات عسل متناثرة ، ويمكن وضعها على أرضية القفص أو تعليقها من سقف القفص (الشكل 2).
    5. داخل كل قفص ، قم بتوفير الماء في قارورة ذبابة الفاكهة ذات الجدار المستقيم (2.5 سم × 9.5 سم) مختومة بقابس خلات السليلوز (قطره 2.5 سم) كل 5-7 أيام اعتمادا على RH. قم بتعليق القارورة رأسا على عقب من سقف القفص (الشكل 2).
  4. تعريض يرقات المضيف للطفيليات.
    1. قم بتعريض الفاكهة الموبوءة بالمضيف داخل أطباق بتري إلى G1 G. brasiliensis مباشرة بعد الإصابة ب D. suzukii بين عشية وضحاها (انظر الخطوة 2.2.7).
    2. اترك 10-15 طبق بتري من الفاكهة الموبوءة في قفص التطفل الذي يحتوي على 1500-2000 دبابير لمدة 2-3 أيام.
    3. استخدم أكوابا بلاستيكية (قطرها 13.3 سم أو 800 مل) مع طبقات من الورق الماص في الأسفل لجمع الفاكهة التي تحتوي على المضيفات المتطفلة (الشكل 2).
    4. ضع الكؤوس المفتوحة في قفص eclosion واحتضنها لمدة 28 يوما على الأقل عند 21 درجة مئوية و 65٪ RH (الشكل 2).
    5. خلال الأسبوعين الثاني والثالث من الحضانة ، تحقق من القفص أسبوعيا بحثا عن إكلوسيون المضيف المبكر وإزالة الذباب البالغ لتسهيل المجموعة المتتالية من الطفيليات.
    6. في نهاية الأسبوع الرابع من الحضانة ، أضف وحدة تغذية ومصدر مياه إلى القفص.
  5. جمع وتخزين الطفيليات الكبار.
    1. بمجرد بدء ظهور الطفيليات ، قم بجمع جزء (10٪ -15٪) من البالغين ونقلهم مرة أخرى إلى قفص التطفل ليحلوا محل الأفراد المسنين غير المنتجين.
    2. جمع وتخزين الطفيليات المتبقية في أكواب بلاستيكية (قطرها 13.3 سم أو 800 مل) (الشكل 3A).
    3. ضع أنبوبا (2 مل) مملوءا بالماء ومختوما بلفائف قطن الأسنان (1 سم × 3.8 سم) في أسفل الكوب (الشكل 3A).
    4. أغلق الكوب بغطاء معدل مزود بسدادة رغوة قابلة للإزالة (قطرها 3.5 سم) كركيزة مغذية وفتحة مغطاة بشبكة للتهوية (الشكل 3B).
    5. أضف ما يصل إلى 700 شخص بالغ إلى كل كوب (نسبة الجنس 50:50) ، وقم بتسمية الكوب بتاريخ الظهور ، وقم بتخزينه في غرفة بيئية (17 درجة مئوية ؛ 65٪ رطوبة نسبية) حتى استخدامه ، أو لمدة تصل إلى شهر واحد (الشكل 3B).
  6. شحن الطفيليات الكبار.
    1. استخدم أنابيب مخروطية (50 مل) لشحن الطفيليات البالغة.
    2. اخترق فتحة تهوية (قطرها 8 مم) على الغطاء وقم بتغطيتها بشبكة شبكية دقيقة (الشكل 3C).
    3. أضف حلقة تغذية خلات السليلوز داخل الغطاء (الشكل 3C).
    4. تحضير محلول السكروز المشبع باستخدام الماء المقطر ، وتطبيق بضع قطرات على حلقة التغذية ، والسماح لها بامتصاص السائل.
    5. ضع قطعة على شكل مروحة من منشفة ورقية ماصة داخل الأنبوب (الشكل 3D).
    6. أضف ~ 200 طفيلي بالغ إلى كل أنبوب ، وضع الأنابيب في حاوية شحن معزولة مع أكياس الثلج.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

ويبين الشكل 4 النتائج التمثيلية للتربية المختبرية الصغيرة النطاق ل G3 Ganaspis brasiliensis باستخدام كثافتين طفيليتين مختلفتين (ستة أو 10 أزواج) ووقتين مختلفين للتعرض (5 أو 10 أيام) في مرفق الحجر الصحي التابع لوحدة إدخال الحشرات المفيدة التابعة لوزارة الزراعة الأمريكية (نيوارك، ديلاوير). كان هناك 14 تكرارا لكل مزيج من كثافة الطفيليات ووقت التعرض. في المجموع ، أنتجت القوارير ال 64 4018 دبابير (71.7 ± 4.9 ذرية لكل قارورة) مع 49.5 ٪ ± 1.9 ٪ من ذرية الإناث. عند 21 درجة مئوية ، ظهرت طفيليات البالغين بعد حوالي 30-35 يوما من وضع البيض. لم تؤثر كثافة الطفيليات ووقت التعرض بشكل كبير على العدد الإجمالي للنسل المنتج لكل نسخة متماثلة (قارورة) (ANOVA أحادي الاتجاه ، F 3,52 = 0.379 ، P = 0.769) وكان لها تأثير هامشي فقط على النسبة المئوية للنسل الإناث (ANOVA أحادية الاتجاه ، تم تحويل البيانات قبل التحليل حسب الحاجة لتحقيق الاستقرار في التباين ، F3,52 = 2.796 ، P = 0.049) ، على الرغم من أن كفاءة الإنتاج للفرد الواحد من الإناث (ANOVA أحادية الاتجاه ، F3,52 = 3.576 ، P = 0.020) انخفضت عند كثافة الطفيليات العالية. ولا يبدو أن وقت التعرض لأكثر من 5 أيام يزيد من الإنتاجية. وبالمثل ، لا يبدو أن زيادة كثافة الطفيليات تزيد من الإنتاجية. لذلك ، يبدو أن الجمع بين ستة أزواج وأوقات التعرض لمدة 5 أيام هو الأنسب للتربية المختبرية.

يوضح الشكل 5 اتجاها إنتاجيا لمدة 6 أشهر للتربية واسعة النطاق ل G1 Ganaspis brasiliensis في منشأة الحجر الصحي التابعة لمؤسسة إدموند ماخ (ترينتو ، إيطاليا) في عام 2021. بدأت التربية باستخدام 150 من الدبابير الإناث المتزاوجة البالغة من العمر ثلاثة أيام المستمدة من تربية صغيرة النطاق في مختبر الحجر الصحي في كابي في ديلمونت ، سويسرا. تمت إضافة المزيد من الدبابير من التربية تدريجيا إلى قفص التطفل ، حتى وصلت إلى 1500-2000 فرد (نسبة الجنس 50: 50) في الأسبوع 5. بعد ذلك تم الحفاظ على إشغال قفص التطفل على نفس المستوى عن طريق إضافة دبابير جديدة منتجة في التربية واسعة النطاق نفسها. خلال الفترة بأكملها ، تم تزويد قفص التطفل بالفاكهة الموبوءة الطازجة كل 2-3 أيام. تم تقديم الفاكهة (العنب البري) إلى G1 G. brasiliensis مباشرة بعد التعرض بين عشية وضحاها لذبابة الفاكهة suzukii. بدأ إنتاج الطفيليات بعد 5 أسابيع من التعرض الأولي للمضيف (الشكل 5A). من الأسبوع 8 إلى الأسبوع 22 ، كان إنتاج الطفيليات متناسبا مع كمية الفاكهة المكشوفة ، حيث بلغ متوسطه 0.44 ± 0.03 جم / طفيلي (متوسط ± SE ؛ الشكل 5 باء). تم جمع ما مجموعه 53،736 طفيليا ، بمتوسط ذرية أنثى يبلغ 45.9٪ (النطاق: 32.4٪ -79.0٪).

Figure 1
الشكل 1: مخطط انسيابي لإجراءات التربية المختبرية الصغيرة النطاق لذبابة الفاكهة suzukii و G3 Ganaspis brasiliensis. يظهر الجانب الأيسر إجراءات تربية الذباب المضيف بينما يوضح الجانب الأيمن دورة تربية الطفيليات. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: مخطط انسيابي لإجراءات التربية واسعة النطاق لذبابة الفاكهة suzukii و G1 Ganaspis brasiliensis. يظهر الجانب الأيسر إجراءات تربية الذباب المضيف بينما يوضح الجانب الأيمن دورة تربية الطفيليات. اختصار: SDM = وسيط ذبابة الفاكهة القياسي. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: الحاويات والأنابيب المستخدمة لتخزين وشحن G1 Ganaspis brasiliensis من التربية واسعة النطاق. (أ) منظر أفقي لحاوية التخزين يظهر أنبوب مياه داخل الحاوية، (ب) منظر رأسي للحاوية يظهر غطاء مهواة وسدادة رغوية، و (ج) غطاء جيد التهوية وقطعة من الورق الماص ل (د) أنبوب الشحن. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 4
الشكل 4: مثال تمثيلي للتربية المختبرية الصغيرة النطاق ل G3 Ganaspis brasiliensis. (أ) عدد النسل المنتج لكل قارورة، (ب) عدد النسل المنتج لكل أنثى دبور، و (ج) النسبة المئوية للنسل الأنثوي، تحت كثافتين طفيليتين مختلفتين وأوقات تعرض. القيم هي متوسط ±SE ، والقضبان التي تحمل أحرف مختلفة مختلفة مختلفة تختلف اختلافا كبيرا (ANOVA ، Tukey's HSD ، P < 0.05). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 5
الشكل 5: اتجاه إنتاجية التربية واسعة النطاق منذ بدايتها وحتى الأسبوع 23. (أ) تشير القضبان إلى أعداد ذرية G1 Ganaspis brasiliensis التي يتم جمعها أسبوعيا من أقفاص eclosion لتحل محل الأفراد المسنين في قفص التطفل (الأخضر الداكن) وتخزينها أو شحنها (أخضر فاتح). يشير الخط البرتقالي إلى كمية الفاكهة الموبوءة بالمضيف (كجم من العنب البري) المقدمة كل أسبوع إلى الطفيليات داخل قفص التطفل. (ب) النسبة الأسبوعية لوزن الفاكهة الموبوءة بالمضيف إلى عدد النسل الطفيلي المنتج بعد 5 أسابيع من التعرض (أي غرام من الفاكهة اللازمة لإنتاج طفيلي بالغ واحد). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

وتعتمد البحوث الطويلة الأجل والإطلاقات الميدانية اللاحقة لعامل المكافحة البيولوجية على توافر تقنيات تربية فعالة واقتصادية. أثبتت الطرق الموصوفة في هذه الدراسة أنها بروتوكولات فعالة لكل من تربية Ganaspis brasiliensis على نطاق صغير وواسع النطاق. تم تطوير بروتوكول التربية على نطاق صغير على مدى عدة سنوات لتحسين كمية العمالة وتقليل المعدات المتخصصة اللازمة للحفاظ على المستعمرات الطفيلية والمضيفة في وقت واحد. وهي مناسبة للحفاظ على مستعمرة للبحوث المختبرية أو المقايسات الحيوية. وقد استخدم المؤلفون طرقا مماثلة لتربية هذا الطفيلي لتقييم الحجر الصحي لهذا الطفيلي. سيسمح بروتوكول التربية على نطاق واسع بإنتاج أعداد كبيرة من الدبابير للإطلاق الميداني ، كما تم إجراؤه مؤخرا في إيطاليا. ويمكن بسهولة نقل هذه التكنولوجيات إلى مختبرات أو منتجين أو شركات أخرى للتربية على نطاق واسع في المستقبل القريب، فضلا عن استخدامها كأساس لمزيد من التحسينات في المنهجيات.

يمكن أيضا استخدام هذه البروتوكولات لدعم Leptopilina japonica ، حيث أن كلا من Ganaspis brasiliensis و L. japonica متشابهان من حيث تفضيل الموائل المضيفة7,8 ، وتفضيل مرحلة المضيف أو البيولوجيا الإنجابية 15 ، والأداء الحراري 18 ، وكفاءة البحث عن الطعام في الفحوصات الحيوية المختبرية 13,15 ، بالإضافة إلى الاستجابات السلوكية تجاه الإشارات المرتبطة بالمضيف 12 ، باستثناء أن L. japonica يبدو أن لديها نطاق مضيف أوسع من نطاق G3 G. brasiliensis20. تم تربية كلا الطفيليين باستخدام طرق مماثلة كما هو موضح هنا. بالنسبة للتربية على نطاق صغير ، يمكن أيضا تربية كلا الطفيليين في قوارير ذبابة الفاكهة ، عادة عن طريق نقل 20 من يرقات ذبابة الفاكهة الصغيرة (1-2 أيام) إلى قارورة ذبابة الفاكهة المملوءة ب 2 سم من النظام الغذائي الاصطناعي ، أو وضع فاكهتين موبوءتين ، تحتوي كل منهما على 5-10 يرقات D. suzukii صغيرة ، وتعريضها لاثنين من الدبابير الإناث المتزاوجة لمدة 2-3 أيام ، كلاهما ينتج ~ 10 ذرية لكل قارورة13،15،22.

كما نوقش أعلاه ، قد يختلف G1 و G3 Ganaspis brasiliensis المستخدم في هذا البروتوكول قليلا في بعض سلوكيات البحث عن المضيف وخصوصية المضيف21,22. أفاد جيرود وآخرون 21 أن G1 G. brasiliensis الياباني كان أكثر تحديدا لذبابة الفاكهة suzukii ، ولا يبدو أنه يؤدي بشكل جيد في النظام الغذائي الاصطناعي النقي في القوارير مقارنة بأدائه على الفاكهة المضيفة. وأفاد ماتسورا وآخرون (25) أيضا بأن مجموعات G1 G. brasiliensis التي تم جمعها من الكرز الموبوء ب D. suzukii في اليابان متخصصة في D. suzukii. تم تطوير طريقة التربية على نطاق صغير باستخدام نظام غذائي ممزوج بالتوت الأزرق في البداية لتربية G3 G. brasiliensis لأن G1 G. brasiliensis لم يكن متاحا في ذلك الوقت. في وقت لاحق ، وجد أن هذه الطريقة لا تعمل بشكل جيد لتربية G1 G. brasiliensis (Wang et al. البيانات غير المنشورة).

لذلك ، بالنسبة للتربية على نطاق صغير من G1 G. brasiliensis ، يقترح تعديل الركيزة المضيفة عن طريق (1) تعريض الذباب مباشرة للتوت الأزرق (أو فاكهة مضيفة أخرى) لجمع يرقات المضيف في الفاكهة ، و (2) نقل الفاكهة المكشوفة إلى وسط قياسي لزراعة ذبابة الفاكهة حتى تتطور اليرقات في بيئة منخفضة المنافسة عن طريق وضع الثمار الموبوءة التي تحتوي على يرقات المضيف على النظام الغذائي في القوارير للتعرض للطفيليات. سيسمح ذلك لليرقات المتطفلة بالتغذية على النظام الغذائي ، خاصة عند كثافة المضيف العالية ، ويتم جمع الشرانق المضيفة المتطفلة من المنشفة الورقية. بدلا من ذلك ، يمكن تربية G1 G. brasiliensis على الفاكهة مباشرة في حاويات بلاستيكية (أحجام مختلفة) عن طريق تعريض 5-10 دبابير أنثى إلى 10-20 توت أزرق موبوء لمدة 4-5 أيام ، والتي أنتجت ما يصل إلى 80 ذرية لكل حاوية ، اعتمادا على كثافة المضيف (Wang et al. ، بيانات غير منشورة). لهذه الطريقة ، يوصى بوضع الفاكهة الموبوءة على شبكة معدنية مرتفعة ("قطعة قماش الأجهزة") للسماح للطفيليات بالوصول إلى الفاكهة الموبوءة من جميع الاتجاهات ، خاصة إذا تم وضع الكثير من الفواكه في حاوية واحدة. من الناحية المثالية ، يجب وضع طبقة أو طبقتين من الفاكهة الموبوءة في كل حاوية لطريقة التربية هذه. يجب أن تعمل هذه الأساليب البديلة الصغيرة النطاق بشكل جيد لتربية G3 G. brasiliensis.

بغض النظر عن طرق التربية والمقاييس (قارورة أو قارورة أو حاوية أو قفص) ، من الأهمية بمكان الحفاظ على درجة حرارة مناسبة أو رطوبة ، بالإضافة إلى التحكم في عمر المضيف أو أنثى وكثافته ووقت التعرض لتربية كل من G1 Ganaspis brasiliensis و G3 G. brasiliensis. تطورت يرقات ذبابة الفاكهة suzukii في حوالي أسبوع واحد في ظل ظروف المختبر العادية (على سبيل المثال ، 22 ± 2 درجة مئوية) 15. فضلت أنثى G. brasiliensis مهاجمة اليرقات المضيفة الأصغر سنا (1-2 يوم) من يرقات المضيف الأكبر سنا (3-4 أيام) ، على الرغم من أن الأعمار المختلفة من يرقات المضيف يمكن مهاجمتها15. في 22 ± 2 درجة مئوية ، ظهرت إناث G. brasiliensis بنسبة عالية جدا (~ 50 ٪) من تكملة حياتها من البيض الناضج ، ووصل حمل البيض الناضج إلى ذروته بعد 2-3 أيام15. نجت الإناث البالغات ~ 20 يوما عندما تم توفير وصول غير محدود إلى المضيفين وبدأت في وضع البيض في غضون يومين بعد ظهورها ، ووصلت إلى ذروة وضع البيض في غضون 5-10 أيام وبعد ذلك خفضت تدريجيا وضع البيض15. لذلك ، يجب استخدام الدبابير الصغيرة (<10 أيام) في التربية ، ولكن يمكن إعادة استخدام الدبابير الإناث للتربية عندما تكون في حالة نقص. يمكن أن يتطور الطفيلي بسهولة عند 21-25 درجة مئوية ، ولكن يبدو أن درجات الحرارة الأقل من 17.2 درجة مئوية تؤدي إلى توقف اختياري17. لذلك يوصى باستخدام نطاق درجة حرارة يتراوح بين 21 و 25 درجة مئوية من أجل التطور الأمثل لكل من الذبابة والطفيلي.

علاوة على ذلك ، من غير المحتمل أن يؤدي وقت التعرض لأكثر من 5 أيام إلى زيادة إنتاجية الطفيلي. يبدو أن زيادة كثافة الطفيليات القائمة على التربية على نطاق صغير ل G3 G. brasiliensis لا تزيد من الإنتاجية ، وربما يرجع ذلك إلى التدخل المتبادل بين الدبابير الإناث التي تبحث عن الطعام. يبدو أن ستة أزواج من الذكور والإناث ووقت التعرض لمدة 5 أيام هو مزيج مثالي للتربية على نطاق صغير في المختبر ، على الرغم من أن طرق التربية قد تتحسن في المستقبل من خلال زيادة تحسين نسبة المضيف إلى الطفيلي. يبدو أن أحد عوامل الوفيات الرئيسية للطفيلي مرتبط بالرطوبة المنخفضة ، حيث لوحظ أن العديد من الطفيليات غير قادرة على الإغلاق مع ظروف الركيزة الجافة. إن إضافة قطعة من المنشفة الورقية الماصة أسفل الفاكهة لا يمتص العصائر مع تحلل الفاكهة فحسب ، بل يوفر أيضا ركيزة يمكن تبليغها لزيادة الرطوبة أو توفير ركيزة جرو للذبابة.

بالنسبة للتربية على نطاق صغير ، يمكن للقارورة الحفاظ على الرطوبة بشكل أفضل من القارورة لأن الأولى لها رقبة ضيقة. كما وجد في هذه الدراسة أن التوت الأزرق الطازج المطلي بغبار الخميرة الجافة النشطة ساعد على منع تكوين العفن وعزز جاذبية الفاكهة للذباب. تشمل الجوانب الأخرى لتربية الطفيليات التي لا يزال يتعين استكشافها (1) إمكانية تربية هذا الطفيلي على مضيفين بديلين أو ثمار مضيفة وكيف ستؤثر المضيفات البديلة أو الفواكه المضيفة على كفاءة الطفيلي ، (2) العوامل التي تؤثر على لياقة ذرية الطفيلي ونسبة الجنس ، (3) قدرة هذا الطفيلي (كل من G1 و G3) على التكيف مع ظروف النظام الغذائي الاصطناعي ، و (4) التغيرات الجينية أو السلوكية التي قد تحدث مع التكيف.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

وليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgments

ويشكر المؤلفان لوكاس سيهاوزن ومارك كينيس (كابي، سويسرا) على تفضلهما بتقديم G1 G. brasiliensis. تم توفير التمويل في إيطاليا من قبل مقاطعة Autonoma di Trento ، ترينتو ، إيطاليا ، وفي الولايات المتحدة من قبل المعهد الوطني للأغذية والزراعة ، وجائزة مبادرة أبحاث المحاصيل المتخصصة التابعة لوزارة الزراعة الأمريكية (# 2020-5118-32140) ، وخدمة فحص صحة الحيوان والنبات التابعة لوزارة الزراعة الأمريكية (مشروع قانون المزرعة ، الصندوق 14-8130-0463) ، والأموال الأساسية ل USDA ARS CRIS (المشروع 8010-22000-033-00D). وزارة الزراعة الأمريكية هي مزود تكافؤ الفرص وصاحب العمل ولا تؤيد المنتجات المذكورة في هذا المنشور.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Active dry yeast Fleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USA None Used to cover fruit to reduce mold growth and enhance the frui attraction to the flies
Bacteriological agar Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy A1296 - 5KG Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Bleach solution Clorox Company, Oakland, CA, USA None Used to disinfect flesh fruit
Blue stopper Azer Scientific, Morgantown, PA, USA ES3837 Used for sealing the tube while allowing ventilation for insects
Blueberries Grocery Store, Newark, DE, USA None Provided as host fruit for the flies (various other fruit can also be used)
BugDorm insect rearing cage (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm) Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan 4E3030 Used for rearing parasitoids (parasitism cage)
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan 4E4590 Used for rearing flies
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan 4E4545 Used for rearing parasitoids (eclosion cage)
Chicken wire (0.64 cm, 19 gauge) Everbilt, OH, USA 308231EB Used to lift up the fruit to allow maximum parasitoid oviposition
Cornmeal Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Dental cotton roll (1 x 3.8 cm) Gima S.p.A., Gessate, MI, Italy 35000 Used for providing water to the parasitoids within the storage container
Drosophila diet Frontier Scientific, Newark, DE, USA TF1003 Custom diet used to rear flies
Drosophila vial narrow, Polystirene (2.5 x 9.5 cm) VWR International, LLC., Radnor, PA, US 75813-160 Used for providing water to the parasitoids within the cage
Drosophila vial plugs, Cellulose acetate (2.5 cm) VWR International, LLC., Radnor, PA, US 89168-886 Used for providing water to the parasitoids within the cage
Erlenmeyer flask (250 mL) Carolina Biological, Burlington, NC, USA 731029 Used for rearing flies and parasitoids
Falcon-style centrifuge tube (50 mL) VWR International, LLC., Radnor, PA, US VWRI525-0611 Modified to ship adult parasitoids
Foam stopper Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA L800-C Used for sealing the flasks while allowing ventilation for insects
Honey Grocery Store, Newark, DE, USA None Provided as food for parasitoids
Identi-Plug plastic foam stopper Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US 14-127-40E Used as feeder for parasitoids and to seal the storage container
Industrial paper towel Grocery Store, Newark, DE, USA None Provided as a pupation substrate for pupae and mitigated moisture
Micron mesh fabric (250 mL) Industrial Netting, Maple Grove, MN, USA WN0250-72 Used to make ventilation lid for insects
Nutritional yeast (flakes) Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Paper coaster (10.2 cm) Hoffmaster, WI, USA 35NG26 Porvided as pupation substrate for flies and parsitized pupae
Plastic cup (Ø 13.3 cm, 800 mL) Berry Superfos, Taastrup, Denmark Unipak 5134 Modified to store adult parasitoids
Plastic lid (Ø 13.3 cm) Berry Superfos, Taastrup, Denmark PP 2830 Modified to store adult parasitoids
Propionic acid Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy P1386 - 1L Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Saccharose Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Soup cup with lid (475 mL) StackMan, Vietnam DC1648 Used for parasitized larvae to pupate
Soybean flour Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
White felt washer (0.64 cm thick, 5 mm ID x 20 mm OD) Quiklok, Lincoln, NH, US WFW/.25 x 5 x 20 mm Used as feeding ring for parasitoids

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Asplen, M. K., et al. Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities. Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).
  2. Tait, G., et al. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program. Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).
  3. Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Drosophila suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 41-92 (2020).
  4. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. Biological control of Drosophila suzukii. CAB Reviews. 15, 054 (2020).
  5. Lee, J. C., et al. Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics. Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13 (2019).
  6. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. Drosophilia suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 143-167 (2020).
  7. Daane, K. M., et al. First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents. Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).
  8. Giorgini, M., et al. Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid. Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).
  9. Girod, P., et al. The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia. Scientific Reports. 8 (1), 11839 (2018).
  10. Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster. PLoS ONE. 7 (4), 34721 (2012).
  11. Buffington, M. L., Forshage, M. Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae). Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).
  12. Biondi, A., et al. Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila. Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).
  13. Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).
  14. Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet. Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).
  15. Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 121, 58-65 (2018).
  16. Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).
  17. Wang, X. G., et al. Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii. Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).
  18. Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Biological Control. 136, 104000 (2019).
  19. Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 130, 18-26 (2019).
  20. Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).
  21. Girod, P., et al. Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).
  22. Seehausen, M. L., et al. Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent. Scientific Reports. 10 (1), 19096 (2020).
  23. Nomano, F. Y., et al. Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).
  24. Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).
  25. Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan. Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).
  26. Abram, P. K., et al. New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis. Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).
  27. Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. First report of Leptopilina japonica in Europe. Insects. 11 (9), 611 (2020).
  28. Dalton, D. T., et al. Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States. Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).

Tags

علم الأحياء، العدد 184، المكافحة البيولوجية، Figitidae، الآفات الغازية، الطفيليات، التربية، ذبابة الفاكهة المرقطة الجناح
طرق لتربية الطفيلي <em>Ganaspis brasiliensis</em> ، وهو عامل مكافحة بيولوجية واعد <em>لذبابة الفاكهة الغازية suzukii</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Rossi-Stacconi, M. V., Wang, X.,… More

Rossi-Stacconi, M. V., Wang, X., Stout, A., Fellin, L., Daane, K. M., Biondi, A., Stahl, J. M., Buffington, M. L., Anfora, G., Hoelmer, K. A. Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii. J. Vis. Exp. (184), e63898, doi:10.3791/63898 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter