Waiting
Elaborazione accesso...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Dosjusterad styrketräning hos möss med minskad risk för muskelskador

Published: August 31, 2022 doi: 10.3791/64000
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 1
1Physical Therapy Program, Department of Health Care Sciences, Eugene Applebaum College of Pharmacy and Health Sciences, Wayne State University, 2Department of Pharmacology, University of Nevada, Reno School of Medicine

Summary

Detta protokoll beskriver en unik teknik som kallas dosjusterad motståndsträning (DART), som kan införlivas i precisionsrehabiliteringsstudier utförda på små djur, såsom möss.

Abstract

Progressiv motståndsträning (PRT), som innebär att man utför muskelsammandragningar mot gradvis större yttre belastningar, kan öka muskelmassan och styrkan hos friska individer och i patientpopulationer. Det finns ett behov av precisionsrehabiliteringsverktyg för att testa säkerheten och effektiviteten hos PRT för att bibehålla och/eller återställa muskelmassa och styrka i prekliniska studier på små och stora djurmodeller. PRT-metoden och enheten som beskrivs i den här artikeln kan användas för att utföra dosjusterad motståndsträning (DART). DART-anordningen kan användas som en fristående dynamometer för att objektivt bedöma det koncentriska kontraktila vridmomentet som genereras av fotledsdorsiflexorerna hos möss eller kan läggas till ett redan existerande isokinetiskt dynamometrisystem. DART-enheten kan tillverkas med en standard 3D-skrivare baserat på instruktionerna och 3D-utskriftsfiler med öppen källkod som tillhandahålls i detta arbete. Artikeln beskriver också arbetsflödet för en studie för att jämföra sammandragningsinducerad muskelskada orsakad av en enda anfall av DART med muskelskador orsakade av en jämförbar anfall av isometriska sammandragningar (ISOM) i en musmodell av muskeldystrofi av lembälte typ 2B / R2 (BLAJ-möss). Data från åtta BLJ-möss (fyra djur för varje tillstånd) tyder på att mindre än 10% av tibialis främre (TA) muskeln skadades av en enda anfall av DART eller ISOM, med DART som mindre skadligt än ISOM.

Introduction

Motion ger många hälsofördelar på skelettmuskulaturen (granskad i Vina et al.1). Specifikt är progressiv motståndsträning (PRT), som innebär att man utför muskelsammandragningar mot gradvis större yttre belastningar (t.ex. skivstänger, hantlar, kabel-remskiva-viktkretsar), känt för att hjälpa till att öka muskelmassan och styrkan hos både friska individer och patientpopulationer (granskad i tidigare publikationer 2,3 ). PRT bygger på överbelastningsprincipen, som säger att när muskeln kontraherar mot gradvis större yttre belastningar, anpassar den sig genom att öka sin fysiologiska tvärsnittsarea samt kraftproducerande kapacitet4. Befintliga modeller av PRT hos gnagare inkluderar stegklättring med motstånd applicerat på svansen, samkontraktion av agonistmuskler mot motstånd från antagonister, löpning med en viktad sele, en hukövning framkallad av en elektrisk stöt och motstod hjulkörning 5,6,7,8,9,10 (granskad i tidigare publikationer 11,12 ). Det finns dock för närvarande inga forskningsverktyg för att utföra exakt muskelriktad, dosjusterad PRT hos möss som liknar PRT-metoderna och enheterna som används i mänsklig klinisk forskning och praxis12,13. Detta begränsar prövarnas förmåga att studera säkerheten och effektiviteten hos exakt doserad PRT i grundläggande och prekliniska studier på möss.

För att övervinna denna barriär utvecklas en PRT-metod och enhet i denna studie baserad på kabel-remskiva-viktkretsdesignerna som används i motståndsträningsutrustning i moderna gymnasier14,15,16. Denna metod för PRT kallas dosjusterad motståndsträning (DART), och enheten kallas DART-enheten. Förutom dess funktionalitet som ett precisionsrehabiliteringsträningsverktyg kan DART-enheten också användas som ett fristående instrument för att objektivt bedöma det maximala koncentriska kontraktila vridmomentet som kan genereras av tibialis främre (TA) muskeln i en mus, liknande hur en-repetitionsmaximum (1RM, den maximala belastningen som framgångsrikt kan lyftas / flyttas / pressas / hukas bara en gång med bibehållen god form) bedöms hos människor17, 18. DART-enheten kan också kopplas till en specialbyggd eller kommersiell isokinetisk dynamometer för att mäta den maximala isometriska tetaniska kraften som produceras av TA-muskeln i en mus (jämförbar med maximal frivillig sammandragning [MVC] hos människor) och sedan utföra dosjusterad PRT med ett motstånd som är baserat på den högsta tetaniska kraften (t.ex. 50% av toppkraften).

Denna artikel beskriver konstruktionen av DART-enheten och förklarar hur den kan kopplas till en specialbyggd dynamometer, som har beskrivits i tidigare publikationer 19,20,21,22, för att bedöma kontraktilt vridmoment och utföra DART. Studien beskriver också hur DART-enheten användes för att jämföra träningsinducerad muskelskada orsakad av en enda anfall av DART (4 uppsättningar med 10 koncentriskt partiska sammandragningar med 50% 1RM) med skador orsakade av en jämförbar anfall av isometriska sammandragningar (4 uppsättningar med 10 isometriska sammandragningar) i en musmodell av muskeldystrofi av lembälte typ 2B (LGMD2B, eller LGMDR2)23,24. Musmodellen som studerades saknar ett protein som kallas dysferlin, vilket spelar en viktig roll för att skydda skelettmuskulaturen mot fördröjd muskelskada efter skadliga excentriska sammandragningar 22,25,26,27,28,29,30 . Det har också visats hos dysferlin-bristfälliga manliga möss att koncentriskt partisk tvångsträning inte är lika skadlig som excentriskt partisk tvångsträning och att tidigare exponering för koncentriskt partisk träning ger skydd mot skada från en efterföljande anfall av excentriskt partiska sammandragningar22. Eftersom den aktuella studien genomfördes för att testa genomförbarheten av den nuvarande DART-metoden och enheten för att utföra dosjusterad, koncentriskt partisk motståndsträning, valdes manliga dysferlinbristmöss för undersökningen för att jämföra nya data från DART-enheten med tidigare data. I framtida studier kommer kvinnliga BLJ-möss att inkluderas för att studera effekten av kön som en biologisk variabel i förhållande till svaret på DART. Möss som var ~ 1,5 år gamla studerades eftersom de redan har dystrofa förändringar i många muskelgrupper och därför modellerar det patofysiologiska tillståndet där muskler kan vara hos patienter som redan har muskelsvaghet och slöseri och söker rehabiliterande vård för att upprätthålla muskelmassa och styrka26.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Experimenten som beskrivs i denna artikel godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) vid Wayne State University, Detroit, Michigan, USA, i enlighet med Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (1996, publicerad av National Academy Press, 2101 Constitution Ave. NW, Washington, DC 20055, USA). B6. A-Dysfprmd/GeneJ-möss (aka BLAJ-möss, hanar, ~1,5 år gamla) som modell LGMD2B/R2 användes för den aktuella studien. Mössen erhölls från en kommersiell källa (se Materialförteckning).

1. Studiens utformning

  1. Välj musstammar som är relevanta för forskningsfrågan / forskningsfrågorna - t.ex. studie B6. A-Dysfprmd / GeneJ-möss (BLAJ-möss) om de försöker svara på frågan om huruvida koncentriskt partisk DART inducerar utbredd muskelskada hos möss som modellerar LGMD2B / R2.
  2. Tilldela möss till studiegrupper baserat på studiedesignen - t.ex. slumpmässigt tilldela möss till en dosjusterad motståndsträningsgrupp (DART) eller till en isometrisk träningsgrupp (ISOM) och försök att balansera grupperna så bra som möjligt baserat på matchning efter kull och / eller ålder (t.ex. tabell 1).

2. Tillverkning av DART-enheten

  1. Designa DART-enhetskomponenterna med lämplig CAD-programvara (Computer-Aided) (bild 1) enligt stegen nedan.
    1. Designhus för hjullager med låg friktion (se materialtabell, baserat på kuddblocklagerdesign) med en inbyggd gradskiva (för användning som goniometer för att mäta fotledsvinklar).
    2. Designa ett torn för hjullagerhus plus en gradskiva.
    3. Designa en fotplatta för att placera musens fot. Designa en axel för att ansluta fotplattan till hjullagret.
  2. Tillverka DART-enhetens komponenter med en lämplig 3D-skrivare (bild 1).
    1. Spara de mönster som skapats med CAD-programvara som stereolitografi (. STL förlängning) filer.
      OBS: . STL-filer (Supplementary Coding Files 1-4) kan användas och ändras genom att ge kredit till motsvarande författare av denna artikel och citera denna artikel.
    2. Öppna . STL-filer med lämplig skivprogramvara (se Materialförteckning).
      Skivningsprogramvara konverterar en virtuell 3D-modell till en bunt med skivor, som kan skrivas ut sekventiellt av en 3D-skrivare för att generera ett 3D-objekt.
    3. Med skivprogramvara, generera G-CODE datorstödd tillverkning (CAM, . GCODE-förlängning) filer, som är specifika för 3D-skrivaren och filamentet som kommer att användas.
    4. Följ handboken för 3D-skrivare (se Materialförteckning) för att skriva ut DART-enhetskomponenter med . GCODE-filer.
    5. Välj ett lämpligt 3D-skrivarfilament, t.ex. polymjölksyra (PLA) 1,75 mm 1 kg/spole, grå (se materialtabell).
  3. Montera DART-enheten genom att följa stegen nedan.
    1. Sätt in ett 608 hjullager med låg friktion (8 mm borrdiameter, 22 mm ytterdiameter, t.ex. ett med keramiska kulor av kiselnitrid inrymda i 420 rostfritt stål, se materialtabell) i hjullagerhuset (figur 1).
    2. För in axeln i hjullagrets borrning (figur 1).
    3. Klistra in fotplattan på axeln med lim (se materialtabell) som är lämpligt för att binda PLA (figur 1).
    4. Placera hjullagerhuset ovanför hjullagerhusets torn och fäst hela enheten på en akrylbas med skruvfästen (figur 1).
      OBS: Det finns inga specifika storlekskrav för akrylbasen - den behöver bara vara tillräckligt stor för att rymma djuret och DART-enheten och tillräckligt liten för att passa på en arbetsyta. Akrylbasen som används för den aktuella studien är cirka 30 cm bred, 45 cm lång och 0,5 cm tjock.

3. Beredning av möss för DART eller ISOM

  1. Placera varje mus under generell anestesi med inhalerad isofluran som levereras genom ett lämpligt anestesisystem (se materialtabell, 2% -5% för induktion; 1% -4% för underhåll; till effekt) för att minska stress och smärta.
    1. Inducera anestesi i anestesisystemets induktionskammare (2% -5% isofluran).
    2. Överför musen till en näskotte för att upprätthålla anestesi medan du utför procedurer på djuret (1% -4% isofluran). Bekräfta anestesieffektivitet baserat på bristen på bakbensuttag till en tå nypa från en pincett.
    3. Ge termiskt stöd - t.ex. med en isotermisk gelvärmepanna och en värmelampa placerad ~ 1 m ovanför musen. Kontrollera med en termometer att temperaturen på och runt akrylbasen hålls vid ~38 °C, så att musen inte överhettas.
  2. Förbered huden över musens vänstra tibialis främre (TA) muskel och över hela de främre och laterala aspekterna av vänster bakben för DART eller ISOM.
    1. Ta bort musens päls med en hårborttagningskräm (hårborttagningskräm, se materialförteckning). Applicera hårborttagningskräm och låt den fungera i ~ 2 min.
    2. Rengör benet med våtservetter indränkta i destillerat vatten för att ta bort päls och all kvarvarande kräm från huden. Hårborttagningskrämer kan irritera och/eller skada huden om de lämnas på musens hud under långa perioder och därför ta bort dem helt.
    3. Efter pälsborttagning, desinficera huden med en godkänd skrubbningsmetod, till exempel med en povidon-jod-skrubblösning och 70% etanol.
  3. Applicera ett skyddande medel (t.ex. petrolatum) över ögonen och depilerad hud med en ren bomullspinne för att skydda ögonen och den depilerade huden från att torka.
  4. Placera en stabiliserande stift genom tibialmetafysen.
    1. Applicera 5% lidokainkräm över skenbenet för att bedöva området.
    2. För en 26 G, halv tum, steril, hypodermisk nål genom den bredaste delen av den proximala delen av tibialbenet (dvs tibialmetafysen, även känd som tibialhuvudet). När stabiliseringsstiftet är säkrat, ta bort plastdelen av den hypodermiska nålen genom att hålla nålen med en steril hemostat och böja plastdelen tills den bryts av.
  5. Placera musen för DART- eller ISOM-träning.
    1. Lägg musen i ryggläge. Se till att musen fortfarande är ordentligt ansluten till näskonen för att upprätthålla anestesi.
    2. Med ett par sterila pincetter matar du tibialstiftet i en metallalligatorklämma (se Materialförteckning), så att ändarna på tibialstiftet hålls av alligatorklämman. Flytta den justerbara armen på alligatorklämman för att säkerställa att musens fot placeras på DART-enhetens fotplatta.
    3. Spänn fast musens fot på DART-enhetens fotplatta med självhäftande laboratorietejp.
    4. Placera musens fot i 90° vinkel i förhållande till den långa axeln på musens tibialben. Om den placeras korrekt kommer fotplattan att vara vinkelrätt mot akrylbasen (dvs golvet eller vad som anses vara horisontalplanet).
    5. Vila fotplattan på plantarflexionsstoppet som skapas genom att placera en 18 G, 1,5 tum lång hypodermisk nål genom de förborrade hålen på DART-enhetens gradskiva (figur 1).

4. DART- eller ISOM-utbildning

  1. Optimera elektrodplaceringen genom att placera en bipolär, transkutan, neuromuskulär elektrisk stimuleringselektrod (NMES, se materialtabell) på den inferolaterala aspekten av musens knäled (figur 1B).
    1. Med enstaka pulser (1 Hz) från en elektrisk stimulator för laboratorier (se materialtabell) stimulerar du den fibulära grenen av ischiasnerven, som ger motorisk innervation till fotledens dorsiflexormuskler (figur 1B).
    2. Eftersom tibialis främre (TA) muskeln står för över 90% av den totala kontraktila kraften som produceras av fotledens dorsiflexormuskler31, observera TA-muskelmagen och senan för bevis på elektriskt framkallade ryckningssammandragningar.
      OBS: En lätt benig framträdande som motsvarar vadbenet kan hjälpa till med elektrodplacering om testaren kan känna det genom elektroden. Detta kräver lite övning och lärande från testarens sida för att få en känsla för optimal elektrodplacering.
    3. Flytta plantarflexionsstoppet till hålet på gradskivan som motsvarar 20 ° plantarflexion från det läge där foten är ortogonal (90 °) till skenbenet - detta är det läge vid vilket maximalt kontraktilt vridmoment från TA-muskeln vanligtvis observeras baserat på tidigare rapporter21. Detta kan behöva anpassas av användaren baserat på faktorer som är specifika för mössen som studeras.
    4. Visualisera ryckmomentet med en musdynamometer genom att koppla DART-enhetens fotplatta till dynamometerns fotplatta – t.ex. länka DART-enhetens fotplatta till en specialbyggd robotdynamometerfotplatta med en icke-elastisk silkesutsutur (liknande figur 1A) och spänn fast suturen på dynamometerns fotplatta (se materialförteckning).
      OBS: Fotplattan har hål inbyggda i 3D-utskriftsdesignen. Genom att placera suturen genom det par hål som finns i den andra raden från fotplattans tåände sätts suturen på ~ 20 mm från dorsiflexion/plantarflexionsaxeln (figur 1A, B). Dynamometern har beskrivits i tidigare rapporter 19,20,21,22.
  2. Optimera spänningsutgången från NMES-stimulatorn.
    1. Efter optimering av elektrodplaceringen, optimera amplituden för spänningsutgången från den elektriska stimulatorn - detta är nödvändigt för att begränsa NMES till den gemensamma fibulära nerven och TA-muskeln och minska risken för att framkalla samkontraktioner i plantarflexorerna.
      OBS: Om samkontraktioner framkallas kan de visualiseras genom vridmomentet från dynamometern och även ses i tårnas plantarflexering.
  3. Ställ in NMES-stimulatorn för DART- eller ISOM-träning.
    OBS: Följande inställningar kan behöva anpassas av användaren baserat på faktorer som är specifika för mössen som studeras och syftet med studierna.
    1. Ställ in stimulatorn för att producera upprepade pulståg som är 125 Hz i frekvens - denna frekvens ger maximala smälta tetaniska sammandragningar utan överflöd av NMES i andra muskelgrupper i BLAJ-möss21. Utför detta genom att justera rattarna för pulsfrekvens (125 Hz), tåglängd (500 ms) och tåg per sekund (1 tåg/s) och slå på vippomkopplaren för upprepande pulståg.
    2. Ställ in stimulator för att producera pulståg som är 500 ms i varaktighet varvat med 500 ms vila mellan pulståg.
    3. Flytta plantarflexionsstoppet till hålet på gradskivan som motsvarar 160° tibias långa axel (70° plantarflexion från fotortogonal till skenbenet). Detta är den position till vilken BLAJ-musens fot kan flyttas passivt utan mjukvävnadsresistens21.
    4. För DART, applicera ett lämpligt motstånd mot vilket TA-muskeln måste arbeta koncentriskt - t.ex. 5 g som visas i figur 1A, B; se kurvan för vikt/vridmomentkalibrering i tilläggsfil 1.
    5. Applicera motstånd genom att hänga vikten med en icke-elastisk silkesutsutur som är bunden till DART-enhetens fotplatta (figur 1A, B).
    6. Justera motståndet - dvs applicera ~ 50% av maximalt en repetition (1RM) (t.ex. 5 g om musen kan lyfta en maximal vikt på 10 g med en enda sammandragning), som drar foten genom minst hälften av det tillgängliga aktiva intervallet dorsiflexion.
    7. Utför lämplig DART-träning hos möss som tilldelats DART-gruppen - t.ex. utför en enda anfall av DART-träning, som involverar fyra uppsättningar med 10 repetitioner av koncentriska sammandragningar med 2 minuters vila mellan uppsättningarna, liknande progressiva motståndsträningsprogram som används hos människor32 (se kompletterande video 1).
    8. Utför lämplig ISOM-träning hos möss som tilldelats ISOM-gruppen - t.ex. utför en enda anfall av ISOM-träning, som involverar fyra uppsättningar med 10 repetitioner av isometriska sammandragningar med 2 minuters vila mellan uppsättningarna, liknande DART (se kompletterande video 2).
    9. För ISOM-träning, placera musens fot vid 160 ° till skenbenets långa axel (70 ° plantarflexion från fotortogonal till skenbenet) och behåll denna statiska position genom att tejpa silkessuturen på fotplattan på robotdynamometern.
      OBS: Eftersom suturen inte kan glida, kan DART-enhetens fotplatta inte röra sig in i dorsiflexion, vilket begränsar dorsiflexorerna att dra ihop sig isometriskt.

5. Vård efter proceduren för möss

  1. Vidta försiktighetsåtgärder för att upprätthålla korrekt hygien i den utövade bakbenet och minska smärta vid nålplatsen.
    1. Efter DART- eller ISOM-träningen, täck den synliga delen av tibialstiftet med trippel antibiotisk salva (400 U / g bacitracin, 3,5 mg / g neomycin och 5000 U / g polymixin-B, se materialtabell) och dra sedan ut stiftet försiktigt från den mediala sidan av skenbenet. Skölj huden över lateralt lår och övre ben med povidon-jod och sterilt vatten. Applicera 5% lidokainkräm över skenbenet för att kontrollera smärta vid nålplatsen.
  2. Låt mössen återhämta sig från anestesi.
    1. Ta bort musen från näskonen och låt den återhämta sig från anestesi i en återhämtningsbur som är fri från sängkläder. Ge termiskt stöd till musen medan den återhämtar sig från anestesi, t.ex. med en isotermisk gelvärmedyna.
  3. Sätt tillbaka musen till sin ursprungliga bur efter att den helt återhämtat sig från anestesi. Återför sedan buren till djuranläggningen, där studiemöss är inrymda tills uppföljningsexperiment utförs. Övervaka mössen dagligen.

6. Uppsamling av vävnader

  1. Skörda musens TA-muskel i sin helhet och snäppfrys för kryokonservering enligt stegen nedan.
    1. Baserat på forskningsfrågan /erna, vid en lämplig tidpunkt efter träning (t.ex. 3 dagar efter DART eller ISOM), avliva mössen enligt godkända protokoll.
      OBS: För den aktuella studien avlivades möss genom cervikal dislokation under generell anestesi (inhalerad isofluran, 2% -5% till effekt). Bilateral torakotomi säkerställde döden.
    2. Dissekera musens bakben för att ta bort den tränade TA-muskeln (vänster) och otränad TA-muskel (höger). Väg de skördade musklerna. Doppa sedan varje muskel i mineralolja för kryoskydd och placera muskeln på en ren laboratorieservett för att tappa överflödig olja21.
  2. Placera muskeln på en bit aluminiumfolie. Håll kanten på folien med en lång hemostat och sänk snabbt ner folien och muskeln i flytande kväve som finns i en lämplig plastbehållare för att snäppa frysa muskeln.
    1. Efter cirka 2 minuters nedsänkning i flytande kväve, överför den frusna muskeln till märkta kryogena ampuller. Förvara injektionsflaskorna i en frys på −80 °C tills det behövs för ytterligare studier.

7. Histologiska studier på muskelvävnad

  1. Förbered kryostatsektioner av TA-muskel som är 5 μm tjocka. Samla kryostatsektioner på laddade mikroskopglas. Fixera sektionerna med aceton som hålls kallt vid −30 °C och låt sektionerna lufttorka.
  2. Färga muskelvävnadssektionerna med hematoxylin följt av eosin (H&E-färgning, se materialförteckning).
    1. Sänk ner sektionerna i 5 minuter i hematoxylin (mörkblå kärnfläck) i en glasfärgningsburk. Ta bort överskott av hematoxylin genom att skölja sektionerna med kranvatten tills ingen ytterligare rodnad av vatten ses.
    2. Sänk ner sektionerna i 5 minuter i blånande reagens i en glasburk. Aspirera överskott av bluing reagens från sektionerna med en glas sugpipett.
    3. Sänk ner sektionerna i 5 minuter i eosin (rosa cytoplasmatisk fläck) i en glasmålningsburk. Ta bort överskott av eosin genom att doppa sektionerna snabbt och upprepade gånger (~ 10 gånger) i 95% etanol i en glasfärgningsburk.
    4. Låt sektionerna lufttorka och fortsätt att visualisera under ett ljusmikroskop.
  3. Förbered högupplösta kaklade bilder av hela TA-muskeltvärsnitt genom mikroskopavbildning.
    OBS: Användaren kan behöva anpassa bild- och bildanalysstegen som följer baserat på deras mikroskop och bildförvärv och analysprogramvara.
    1. Ta digitala bilder med 10x objektivlinsen i ett ljusmikroskop och en digitalkamera monterad på mikroskopet.
    2. Ta cirka 15-20 bilder, rör dig längs tvärsnittet av varje muskel på ett rutnätliknande sätt, så att varje ny bild överlappar ~ 25% med föregående bild.
      OBS: Denna process hjälper till att fånga en uppsättning bilder som kan kaklas digitalt (även känd som bildsömnad) för att skapa en högupplöst sammansatt bild av hela TA-muskeltvärsnittet (figur 2).
    3. Spara digitala bilder i . TIFF-format.
    4. Öppna digitala bilder med lämplig bildbehandlings- och analysprogramvara (se materialförteckning).
    5. Kakel eller sy enskilda bilder till en sammansatt bild av hela TA-muskeln genom följande steg: med alla enskilda överlappande bilder av varje TA-muskel öppen i programvara, klicka på Arkiv > Välj Automatisera > Välj Photomerge > Välj Collage > Välj Lägg till öppna filer > Klicka på OK.
    6. När en ny kaklad/sydd bild av TA-muskeln förbereds och visas, spara bilden i . TIFF-format för vidare analyser.
  4. Kvantifiera muskelskador genom visuell analys i de kaklade bilderna av hela TA-muskeln med lämplig bildanalysprogramvara.
    1. I bildanalysprogramvaran väljer du funktionen Mät i menyn Analysera för att beskriva och mäta arean för hela TA-muskeltvärsnittet (figur 2).
    2. I bildanalysprogramvaran väljer du mätfunktionen i menyn Analysera för att beskriva och mäta de områden i varje TA-muskel som är skadade - dvs. områden som visar cytoplasmatisk störning av muskelfibrer, frånvarande muskelfibrer och inflammatorisk cellinfiltration22 (Figur 2).
    3. Uttryck summan av den totala skadearean i procent av hela TA-muskeltvärsnittsarean (figur 2, tabell 2).

8. Statistiska analyser

  1. Organisera data som visas i tabellerna 1–3 och utför icke-parade T-tester (om tester av normalitet och homogena varianser godkänns)33 eller Mann-Whitney Rank Sum-tester (om tester av normalitet och homogena varianser inte godkänns)21 med lämplig programvara (se materialförteckning).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

BLAJ hanmöss, som var ~ 1,5 år gamla, studerades. BLAJ-möss modellerar den mänskliga muskelsjukdomen, LGMD2B/R2. Dessa möss är särskilt mottagliga för fördröjd muskelskada från en enda anfall av excentriska muskelsammandragningar22,29. BLAJ-möss valdes därför för dessa studier för att lära sig om DART kunde utföras på ett icke-skadligt sätt genom att exakt justera motståndet mot vilket TA-muskeln måste arbeta på ett koncentriskt partiskt sätt. Om det visade sig att DART inte var skadligt för BLAJ-möss, skulle det sannolikt vara användbart som en form av icke-skadlig motståndsträning, som kan tillämpas ensam eller som ett komplement till regenerativ medicin, genetiska, farmakologiska och andra ingrepp.

Blaj-mössens åldrar och vikter matchades nära mellan DART- och ISOM-grupperna (tabell 1). På dag 3 (~ 72 h), efter en enda träning av träning, hade den tränade TA-muskeln låga nivåer av skador i både DART- och ISOM-grupperna (<10% skadat område) - detta står i kontrast till tidigare studier21,22 av svaret från BLJ-möss på excentriska muskelsammandragningar, där ~ 40% skadade fibrer har rapporterats vid dag 3 (Figur 2, Tabell 2). När området med muskelskador jämfördes mellan tränade TA-muskler från DART- och ISOM-grupperna fann man att DART-gruppen hade lägre nivåer av muskelskador än ISOM-gruppen (figur 2, tabell 2). Det maximala tetaniska vridmomentet som registrerades dag 0 (baslinje) och dag 3 skilde sig inte statistiskt mellan DART- och ISOM-grupperna (tabell 3).

Figure 1
Bild 1: Tillverka DART-enheten och tillämpa den i en träningsstudie. (A,B) DART-enheten är baserad på en kabel-remskiva-vikt-kretsdesign, vilket är vanligt för motståndsträningsutrustning som är utformad för människor. (A) DART-enheten med ett djur under ett DART-träningspass. (B) Fotplattan som rör sig in i dorsiflexion under en koncentrisk sammandragning av TA-muskeln (krökt grön pil, höger). Den koncentriska sammandragningen gör att motståndet på 5 g rör sig vertikalt mot tyngdkraften (vertikal grön pil, vänster). Muskelsammandragningar framkallades med elektrisk stimulering applicerad genom en transkutan bipolär elektrod. (C) Olika komponenter i DART-enheten designades med stereolitografiprogramvara för att generera . STL-filer, som kan öppnas med skivprogramvara. Med skivprogramvara genererades G-CODE-filer specifikt för den 3D-skrivare och filament som användes. De 3D-tryckta komponenterna i DART-enheten inkluderade (C) hölje för ett 608 hjullager med låg friktion, (D) ett torn för hjullagerhuset, (E) en fotplatta och (F) en axel för att ansluta fotplattan till hjullagret. De 3D-tryckta komponenterna kombinerades och monterades på en akrylbas med lim och skruvfästen enligt beskrivningen i texten och visas i (A). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: Histologisk studie. Histologiska förändringar i TA-muskeln vid dag 3 (A) post-DART eller (B) post-ISOM. Kryosektioner, som var 5 μm tjocka, färgades med hematoxylin och eosin. Flera överlappande digitala bilder togs och slogs samman med bildprogramvara för att generera högupplösta kaklade bilder av hela TA-muskeltvärsnittet. De kvalitativa histologiska data indikerade att omfattningen av muskelskador var låg i både DART- och ISOM-grupper, men muskelskador var något mer uppenbara i ISOM-gruppen. De gula pilarna pekar på några av de skadade regionerna i TA-muskeltvärsnitt. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Tabell 1: Mössens åldrar och kroppsvikter. BLJ-mössen som studerades var nära matchade i ålder och kroppsvikt utan någon signifikant skillnad mellan DART- och ISOM-grupperna. Klicka här för att ladda ner den här tabellen.

Tabell 2: Kvantitativ analys av TA-muskelskador. Omfattningen av muskelskador uttrycktes i procent av den totala ytan av TA-muskeltvärsnittet och analyserades med ett T-test. Både DART- och ISOM-träning resulterade i en låg nivå av muskelskador vid dag 3 jämfört med tidigare studier med en liknande anfall av excentriska sammandragningar hos BLAJ-möss. Även om storleken på muskelskador var liten i både DART- och ISOM-grupperna, var skadans omfattning statistiskt lägre i DART-gruppen. Klicka här för att ladda ner den här tabellen.

Tabell 3: Uppgifter om kontraktilt vridmoment. Kontraktilt vridmoment producerat av dorsiflexormusklerna studerades med en robotdynamometer ansluten till DART-anordningen. Det fanns ingen signifikant skillnad mellan DART- och ISOM-grupperna i maximalt tetaniskt baslinjemoment uppmätt på träningsdagen (A, dag 0) eller vid 3 dagar efter träning (B, dag 3). Trots bristen på histologiska bevis på utbredd muskelskada var en enda anfall av DART och ISOM associerad med ett kontraktilt vridmomentunderskott (~ 40%) på dag 3. Klicka här för att ladda ner den här tabellen.

Kompletterande video 1: DART-utbildning i möss. Klicka här för att ladda ner den här videon.

Kompletterande video 2: ISOM-utbildning i möss. Klicka här för att ladda ner den här videon.

Kompletterande fil 1: Vikt till momentkalibreringsdata, kurva och inställning. Klicka här för att ladda ner den här filen.

Kompletterande kodningsfiler 1-4: Design för DART-enhetskomponenterna. Klicka här för att ladda ner den här filen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Den här artikeln presenterar steg-för-steg-instruktioner om hur man konstruerar en enhet för att utföra en typ av precisionsrehabiliteringsträning som kallas dosjusterad motståndsträning (DART). Arbetet beskriver också tillämpningen av DART-enheten och metodiken i en träningsstudie för att jämföra muskelskador 3 dagar efter en enda anfall av DART (DART-grupp) med skador 3 dagar efter en jämförbar anfall av isometrisk träning (ISOM-grupp).

De kritiska stegen i protokollet är korrekt konstruktion av DART-enheten 34,35, de exakta stegen som är involverade i att utföra DART- eller ISOM-träning, korrekt skörd och kryokonservering av muskelvävnad, korrekt sektionering av muskelvävnad med en kryostat och korrekt färgning av muskeltvärsnitt med hematoxylin och eosin 22,36 . Specifikt, för att konstruera DART-enheten, måste delarna tillverkas med exakta dimensioner och optimala materialegenskaper. Om måtten är felaktiga för hjullagerhuset passar hjullagret av 608-typ inte tätt i hjullagerhuset. Om måtten på musens fotplatta och axel inte är korrekta kan det påverka hjullagrets förmåga att röra sig tillsammans med musens fot negativt. Om DART-enhetens delar är tillverkade med ett olämpligt material och/eller 3D-skrivarinställningar kan DART-enhetens delar sakna tillräcklig mekanisk hållfasthet, vilket kan leda till böjning och/eller brott av olika komponenter34.

Ändringar av detta protokoll kan behövas baserat på de specifika forskningsfrågor som utredare vill svara på. Det nuvarande protokollet är specifikt för att designa och implementera DART-enheten i en studie som försökte svara på frågan om huruvida en enda anfall av DART orsakar omfattande skador på TA-muskeln hos dysferlinbristmöss, som vi rapporterade tidigare med en liknande anfall av excentriska sammandragningar22. Eftersom andra har föreslagit att träning bestående av isometriska sammandragningar kan vara icke-skadliga och därför lämpliga för människor med vissa muskelsjukdomar, jämförde vi omfattningen av muskelskador orsakade av DART med en jämförbar anfall av isometriska sammandragningar (ISOM)37,38. I denna studie fann vi att både DART och ISOM inducerar minimal muskelskada, med DART som visar något men signifikant lägre nivåer av skador än ISOM.

I förhållande till felsökning är den mest utmanande aspekten av protokollet exakt att stimulera den fibulära grenen av ischiasnerven, vilket ger motorisk innervation till TA-muskeln. Denna teknik är särskilt utmanande eftersom testaren håller en transkutan elektrod och placerar den manuellt på en exakt plats som är sämre och lateral än musens knäled20,39. Testaren måste öva och lära sig att hitta denna plats på musens bakben genom att känna för en liten benig framträdande som motsvarar huvudet på musens fibulära ben40. För att bekräfta att optimal elektrisk stimulering av den fibulära grenen av ischiasnerven uppnås, så att maximala sammandragningar från TA-muskeln uppnås, är det bäst att ett tillförlitligt dynamometersystem används20,21,22,41. Dessutom kan transkutana eller subkutana elektroder som stabiliserats av en klämma också övervägas för tillförlitlig och reproducerbar placering av elektroder för att minimera användarinducerad variabilitet och fel 20,41,42,43.

Den huvudsakliga begränsningen av protokollet är att det är speciellt utformat för att studera effekten av DART på TA-muskeln hos möss. Med metoder som har utvecklats för att utföra dynamometriska bedömningar och tvångsträning på muskelgruppen quadriceps femoris hos gnagare kan DART-enheten enkelt anpassas för quadriceps femoris muskelgrupp42,43. Att tillämpa DART-enheten på andra muskelgrupper kan vara mer utmanande; kabel-remskivans viktkretsdesign, som har använts i DART-enheten, kan dock införlivas i enheter som är lämpliga för andra muskelgrupper. En annan begränsning är att protokollet utförs under narkos, vilket gör träning tvingad och inte frivillig; Detta skiljer sig från de flesta motståndsträningsparadigmer som utvecklats för människor12,21.

Betydelsen av DART-enheten och metodiken med avseende på befintliga eller alternativa metoder är att dosen för motståndsträning kan justeras exakt och övningen kan riktas exakt till en viss muskelgrupp12. Precisionsrehabilitering är en ny strategisk prioritet för United States National Institutes of Health, och eftersom DART gör det möjligt att utföra precisionsmotståndsträning på möss, lämpar sig DART väl för grundläggande och prekliniska studier om precisionsfysisk rehabilitering44,45.

Betydelsen och den potentiella tillämpningen av den nuvarande metoden för att utföra dosjusterad motståndsträning är att den gör det möjligt att utföra motståndsträningsstudier på möss på sätt som är jämförbara med mänskliga test- och träningsprotokoll som används i klinisk rehabiliteringsforskning och praxis. Till exempel, precis som maximalt med en repetition (1RM, den maximala belastningen som framgångsrikt kan lyftas / flyttas / pressas / hukas bara en gång med bibehållen god form) används för människor för att justera storleken på motståndet för träningsmatcher17,18, kan den maximala belastningen som TA-muskeln framgångsrikt kan lyfta användas för att ställa in motståndet för träning hos möss med DART-enheten. Förutom att justera motståndet baserat på ett djurs kapacitet är den ytterligare fördelen att sammandragningarna är koncentriskt partiska, vilket hjälper till att minska sammandragningsinducerad muskelskada22. De representativa resultaten tyder på att en anfall av DART är ännu mindre skadlig än en jämförbar anfall av isometriska sammandragningar (ISOM-gruppen). DART: s icke-skadliga karaktär gör det lämpligt för träningsstudier där skadliga sammandragningar bäst undviks - t.ex. träningsstudier på möss som modellerar muskeldystrofier och träningsstudier utformade för att gradvis ladda om muskler efter experimentella kirurgiska ingrepp på muskler och / eller senor 22,46,47.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inga konkurrerande ekonomiska intressen.

Acknowledgments

Denna studie finansierades av bidrag från Jain Foundation Inc., R03HD091648 från NICHD, ett pilotbidrag från AR3T under NIH P2CHD086843, ett FRAP-pris från EACPHS vid Wayne State University, ett fakultetsstartpaket från Wayne State University och en underleverantör från 1R01AR079884-01 (Peter L. Jones PI) till JAR. Denna studie finansierades också av ett forskningsbidrag från American Physical Therapy Association - Michigan (APTA-MI) till JMB, MEP och JAR. Författarna erkänner Dr. Renuka Roche (docent, Eastern Michigan University, MI) för att kritiskt läsa manuskriptet och ge feedback. Författarna erkänner Anselm D. Motha för råd om 3D-utskrift. Författarna tackar patienterna med dysferlinopatier som har delat sina berättelser på Jain Foundation-webbplatsen på https://www.jain-foundation.org/patient-physician-resources/patient-stories, särskilt deras erfarenheter av träning.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
AnMiao Star 608 Ceramic Ball Bearing Anmiao Star (N/A) AMS127 High precision, low friction wheel bearing.  If make and model is not commercially available, an alternative version of a 608 low-friction wheel bearing, 8 mm bore diameter,  22 mm outside diameter, with silicon nitride ceramic balls in 420 stainless steel housing should suffice.  Excess friction in the wheel bearing will adversely impact performance of the DART device and will increase overall resistance to muscle contractions.
Axio Scope.A1 microscope Carl Zeiss (Peabody, MA) Product #Axio Scope.A1 Light and fluorescence microscope
B6.A-Dysfprmd/GeneJ (a.k.a. BLAJ mice) The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME).  Special colony maintained by The Jain Foundation Inc. for collaborators who study dysferlin. Stock #012767 Dysferlin deficient mice that model human limb girdle muscular dystrophy type 2B/R2.
Bipolar, transcutaneous, neuromuscular electrical stimulation (NMES) electrode Harvard Apparatus, Holliston, MA BS4 50–6824 Electrode for NMES.  If this electrode is not commercially available, please contact corresponding author for alternatives.
Coplin Staining Dish ThermoFisher (Waltham, MA) Catalog No. S17495 Staining dish/jar for hematoxylin and eosin (H&E) staining of sections
Cura 4.4.1. Software Ultimaker, Utrecht, Netherlands Ultimaker Cura 4.4.1. Slicing software to convert stereolithography files into G-CODE files
Deltaphase isothermal gel heating pad Braintree Scientific (Braintree, MA) Item #39DP Heating pad to provide thermal support to animals while under anesthesia
Eosin Y Millipore Sigma (Burlington, MA) HT110132-1L Pink cytoplasmic stain
Gorilla Super Glue The Gorilla Glue Company (Cincinnati, OH) Gorilla Super Glue Micro Precise Cyanoacrylate adhesive to bond PLA components
Hematoxylin solution, Gill No.3 Millipore Sigma (Burlington, MA) GHS332-1L Dark blue stain for nuclei
HM525NX cryostat ThermoFisher (Waltham, MA) Catalog #HM525NX Cryostat to make frozen sections of muscle
Lab Wipes.  Kimberly-Clark Professional Kimtech Science Kimwipes Delicate Task Wipers, 1-Ply ThermoFisher (Waltham, MA) Catalog No. 06-666.  Manufacturer #34120 Laboratory wipes to blot mineral oil from muscle tissue before snap freezing and for other purposes.
Labview 2014 National Instruments, Austin, Texas, USA Labview 2014 Software for custom-written programs/routines that operate the dynamometer and trigger the NMES stimulator.
Liquid nitrogen HDPE Dewar Flasks ThermoFisher (Waltham, MA) S34074B.  Thermo Scientific 41502000/EMD Flask to hold liquid nitrogen for snap freezing muscle or other tissue
Magic depilatory cream Softsheen Carson (New York, NY) N/A Razorless hair removal cream
Metal alligator clip JINSHANGTOPK (web-based business) 24Pcs 51mm Metal Alligator Clip Spring Clamps Spring clamp to hold tibial pin
Micrscope slides Globe Scientific (Mahwah, NJ) 1354W. Diamond White Glass Slides Charged microscope slides
Mineral Oil ThermoFisher (Waltham, MA) BP26291 Mineral oil to cryoprotect muscle tissue before snap freezing
Monoprice Premium 3D Printer Filament PLA Monoprice (Rancho Cucamonga, CA) #11778 Premium 3D Printer Filament PLA 1.75mm 1 kg/spool, Gray.  This is the material used to 3D print device components.
Monoprice Select Mini V2 3D printer Monoprice (Rancho Cucamonga, CA) Mini V2 3D 3D printer for computer-aided fabrication of device components.
NIH Image software National Instritues of Health (NIH, Bethesda, MD) NIH Image for Windows Image processing and analysis software used to quantify area of muscle damage.  NIH Image is also known as Image J.
Photoshop CS4 Adobe (San Jose, CA) Creative Suite (CS4). 64 bit version for Windows Image processing and analysis software used to generate tiled/stiched images of entire muscle cross-section from images of indvidual overlapping fields
PSIU6 stimulation isolation unit Grass Instruments (West Warwick, RI) PSIU6 isolation unit Isolation unit for NMES.  Stimulators, such as Model 4100 from A-M come with a built in stimulation isoloation unit
Roboz 4-0 silk black braided suture material Roboz Surgical (Gaithersburg, MD) Roboz Surgical SUT152 Suture material to connect DART device footplate to dynamometer footplate or resistance for resistance training
S48 square pulse stimulator Grass Instruments (West Warwick, RI) S48 Stimulator Laboratory electrical stimulator for NMES .  If this stimulator is not commercially available, Model 4100 Isolated High Power Stimulator from A-M systems could be an alternative.  Please contact co-author Jones for more information.
Scott’s bluing reagent Ricca Chemical Company (Arlington, TX) 6697-32 Bluing solution that intensifies hematoxylin nuclear staining
SigmaStat version 3.5 Systat Software (San Jose, CA) SigmaStat version 3.5 Statistical software package for statistical analyses
Tabletop isoflurane vaporizer VetEquip (Livermore, CA) Item #901801 Inhaled tabletop anesthesia system
Triple antibiotic first aid ointment Global Health Products (wed-based business) Globe Triple Antibiotic First Aid Ointment, 1 oz (2-Pack) First Aid Antibiotic Ointment Antibiotic ointment applied on tibial pin as part of post-procedural care

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Vina, J., Sanchis-Gomar, F., Martinez-Bello, V., Gomez-Cabrera, M. C. Exercise acts as a drug; The pharmacological benefits of exercise. British Journal of Pharmacology. 167 (1), 1-12 (2012).
  2. Murton, A. J., Greenhaff, P. L. Resistance exercise and the mechanisms of muscle mass regulation in humans: Acute effects on muscle protein turnover and the gaps in our understanding of chronic resistance exercise training adaptation. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 45 (10), 2209-2214 (2013).
  3. Pepin, M. E., Roche, J. A., Malek, M. H. Strength Training for Special Populations. Conditioning for Strength and Human Performance. Chandler, T. J., Brown, L. E. , Routledge. Oxfordshire, UK. Chapter 20 547-570 (2019).
  4. Helland, C., et al. Training strategies to improve muscle power: Is Olympic-style weightlifting relevant. Medicine and Science in Sports and Exercise. 49 (4), 736-745 (2017).
  5. Souza, M. K., et al. l-Arginine supplementation blunts resistance exercise improvement in rats with chronic kidney disease. Life Sciences. 232, 116604 (2019).
  6. Schmoll, M., et al. SpillOver stimulation: A novel hypertrophy model using co-contraction of the plantar-flexors to load the tibial anterior muscle in rats. PloS One. 13 (11), 0207886 (2018).
  7. Adams, G. R., Haddad, F., Bodell, P. W., Tran, P. D., Baldwin, K. M. Combined isometric, concentric, and eccentric resistance exercise prevents unloading-induced muscle atrophy in rats. Journal of Applied Physiology. 103 (5), 1644-1654 (2007).
  8. Guedes, J. M., et al. Muscular resistance, hypertrophy and strength training equally reduce adiposity, inflammation and insulin resistance in mice with diet-induced obesity. Einstein. 18, (2019).
  9. Zhu, W. G., et al. Weight pulling: A novel mouse model of human progressive resistance exercise. Cells. 10 (9), 2459 (2021).
  10. Call, J. A., McKeehen, J. N., Novotny, S. A., Lowe, D. A. Progressive resistance voluntary wheel running in the mdx mouse. Muscle & Nerve. 42 (6), 871-880 (2010).
  11. Strickland, J. C., Smith, M. A. Animal models of resistance exercise and their application to neuroscience research. Journal of Neuroscience Methods. 273, 191-200 (2016).
  12. Greising, S. M., Basten, A. M., Schifino, A. G., Call, J. A. Considerations for Small Animal Physical Rehabilitation. Regenerative Rehabilitation: From Basic Science to the Clinic. Greising, S. M., Call, J. A. , Springer International Publishing. New York, NY. 39-59 (2022).
  13. Roche, J. A. Regenerative Rehabilitation for Nonlethal Muscular Dystrophies. Regenerative Rehabilitation: From Basic Science to the Clinic. Greising, S. M., Call, J. A. , Springer International Publishing. New York, NY. 61-84 (2022).
  14. Schott, N., Johnen, B., Holfelder, B. Effects of free weights and machine training on muscular strength in high-functioning older adults. Experimental Gerontology. 122, 15-24 (2019).
  15. Naples, R. Dr. Gustav Zander's Victorian-Era Exercise Machines Made the Bowflex Look Like Child's Play. , Smithsonian. Washington, D.C. Available from: https://www.smithsonianmag.com/smithsonian-institution/gustav-zander-victorian-era-exercise-machines-bowflex-180957758/ (2016).
  16. Hansson, N., Ottosson, A. Nobel prize for physical therapy? Rise, fall, and revival of medico-mechanical institutes. Physical Therapy. 95 (8), 1184-1194 (2015).
  17. ACSM. American College of Sports Medicine position stand. Progression models in resistance training for healthy adults. Medicine and Science in Sports and Exercise. 41 (3), 687-708 (2009).
  18. Suchomel, T. J., Nimphius, S., Bellon, C. R., Hornsby, W. G., Stone, M. H. Training for muscular strength: Methods for monitoring and adjusting training intensity. Sports Medicine. 51 (10), 2051-2066 (2021).
  19. Bloch, R. J., et al. Small-Animal Unit for Muscle Injury, Muscle Testing and Muscle Training in Vivo. US Patent. , CA2745550A1 patents.google.com/patent/CA2745550A1/en (2012).
  20. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments. (51), e2782 (2011).
  21. Begam, M., et al. Diltiazem improves contractile properties of skeletal muscle in dysferlin-deficient BLAJ mice, but does not reduce contraction-induced muscle damage. Physiological Reports. 6 (11), 13727 (2018).
  22. Begam, M., et al. The effects of concentric and eccentric training in murine models of dysferlin-associated muscular dystrophy. Muscle and Nerve. 62 (3), 393-403 (2020).
  23. Straub, V., Murphy, A., Udd, B. 229th ENMC international workshop: Limb girdle muscular dystrophies - Nomenclature and reformed classification Naarden, the Netherlands. Neuromuscular Disorders. 28 (8), 702-710 (2018).
  24. Kniffin, C. L. DYSFERLIN. , OMIM. Available from: https://www.omim.org/entry/603009 (2021).
  25. Millay, D. P., et al. Genetic manipulation of dysferlin expression in skeletal muscle: Novel insights into muscular dystrophy. American Journal of Pathology. 175 (5), 1817-1823 (2009).
  26. Nagy, N., et al. Hip region muscular dystrophy and emergence of motor deficits in dysferlin-deficient Bla/J mice. Physiological Reports. 5 (6), 13173 (2017).
  27. Roche, J. A., Lovering, R. M., Bloch, R. J. Impaired recovery of dysferlin-null skeletal muscle after contraction-induced injury in vivo. Neuroreport. 19 (16), 1579-1584 (2008).
  28. Roche, J. A., et al. Extensive mononuclear infiltration and myogenesis characterize recovery of dysferlin-null skeletal muscle from contraction-induced injuries. American Journal of Physiology: Cell Physiology. 298 (2), 298-312 (2010).
  29. Roche, J. A., Ru, L. W., Bloch, R. J. Distinct effects of contraction-induced injury in vivo on four different murine models of dysferlinopathy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 134031 (2012).
  30. Roche, J. A., et al. Myofiber damage precedes macrophage infiltration after in vivo injury in dysferlin-deficient A/J mouse skeletal muscle. American Journal of Pathology. 185 (6), 1686-1698 (2015).
  31. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Zhang, J. Z., Hamilton, S. L., Armstrong, R. B. Dihydropyridine and ryanodine receptor binding after eccentric contractions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 96 (5), 1619-1625 (2004).
  32. Dutton, M. Orthopaedics for the Physical Therapist Assistant. , Jones & Bartlett Publishers. Burlington, MA. 238 (2011).
  33. Begam, M., Abro, V. M., Mueller, A. L., Roche, J. A. Sodium 4-phenylbutyrate reduces myofiber damage in a mouse model of Duchenne muscular dystrophy. Applied Physiology, Nutrition, and Metabolism. Physiologie Appliquée, Nutrition et Métabolisme. 41 (10), 1108-1111 (2016).
  34. Tully, J. J., Meloni, G. N. A scientist's guide to buying a 3D printer: How to choose the right printer for your laboratory. Analytical Chemistry. 92 (22), 14853-14860 (2020).
  35. Schwiening, C. 3D printing primer for physiologists. Physiology News. (101), (2015).
  36. Begam, M., Roche, J. A. Damaged muscle fibers might masquerade as hybrid fibers - A cautionary note on immunophenotyping mouse muscle with mouse monoclonal antibodies. European Journal of Histochemistry. 62 (3), 2896 (2018).
  37. Lott, D. J., et al. Safety, feasibility, and efficacy of strengthening exercise in Duchenne muscular dystrophy. Muscle & Nerve. 63 (3), 320-326 (2021).
  38. Lindsay, A., Larson, A. A., Verma, M., Ervasti, J. M., Lowe, D. A. Isometric resistance training increases strength and alters histopathology of dystrophin-deficient mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 126 (2), 363-375 (2019).
  39. Dalkin, W., Taetzsch, T., Valdez, G. The fibular nerve Injury method: A reliable assay to identify and test factors that repair neuromuscular junctions. Journal of Visualized Experiments. (114), e54186 (2016).
  40. Amend, S. R., Valkenburg, K. C., Pienta, K. J. Murine hind limb long bone dissection and bone marrow isolation. Journal of Visualized Experiments. (110), e53936 (2016).
  41. Gerlinger-Romero, F., et al. Non-invasive assessment of dorsiflexor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (143), e58696 (2019).
  42. Brightwell, C. R., et al. In vivo measurement of knee extensor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (169), e62211 (2021).
  43. Pratt, S. J. P., Lawlor, M. W., Shah, S. B., Lovering, R. M. An in vivo rodent model of contraction-induced injury in the quadriceps muscle. Injury. 43 (6), 788-793 (2012).
  44. Shields, R. K. Precision rehabilitation: How lifelong healthy behaviors modulate biology, determine health, and affect populations. Physical Therapy. 102 (1), 248 (2022).
  45. Medical Rehabilitation Research Resource Network (MR3N). Precision Rehabilitation - Inaugural Scientific Retreat. , Available from: https://ncmrr.org/education-training/archived-presentations/precision-rehab-archive (2021).
  46. Roche, J. A., et al. Minimally invasive muscle embedding generates donor-cell-derived muscle fibers that express desmin and dystrophin. Military Medicine. 185, 423-429 (2020).
  47. Roche, J. A., et al. Minimally invasive muscle embedding (MIME), facilitates the development of functional muscle fibers of human cadaveric origin, in host mice. The FASEB Journal. 33, 602 (2019).

Tags

Neurovetenskap Utgåva 186 Skelettmuskulatur styrketräning regenerativ rehabilitering precisionsrehabilitering muskelskada dysferlin muskeldystrofi i armar och ben
Dosjusterad styrketräning hos möss med minskad risk för muskelskador
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Begam, M., Narayan, N., Mankowski,… More

Begam, M., Narayan, N., Mankowski, D., Camaj, R., Murphy, N., Roseni, K., Pepin, M. E., Blackmer, J. M., Jones, T. I., Roche, J. A. Dosage-Adjusted Resistance Training in Mice with a Reduced Risk of Muscle Damage. J. Vis. Exp. (186), e64000, doi:10.3791/64000 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter