التخدير والتنبيب لجراء الفئران قبل المراهقة لجراحة القلب والصدر
Summary
تتطلب النماذج الجراحية القلبية الصدرية في الفئران التي يبلغ عمرها >7 أيام التنبيب ، ولكن هذا يمثل تحديا لجراء الفئران قبل المراهقة (8-14 يوما) وهناك القليل من المعلومات حول أنظمة التخدير للتنبيب. هنا ، نقدم أنظمة جرعات الكيتامين / الزيلازين / الأتروبين في جراء الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 10 أيام والتي تسمح بالتنبيب الرغامي ، مع تقليل وفيات الحيوانات.
Abstract
تلعب النماذج الجراحية للفئران دورا مهما في الأبحاث قبل السريرية. يمكن الحصول على رؤى ميكانيكية حول تجديد عضلة القلب بعد إصابة القلب من نماذج جراحة القلب والصدر في الفئران التي تتراوح أعمارها بين 0 و 14 يوما ، والتي تحتفظ خلايا عضلة القلب فيها ، على عكس خلايا البالغين ، بالقدرة التكاثرية. يتم تجميد صغار الفئران حتى عمر 7 أيام بشكل فعال عن طريق انخفاض حرارة الجسم ولا تتطلب التنبيب لجراحة القلب والصدر. ومع ذلك ، فإن صغار الفئران قبل سن المراهقة (8-14 يوما) يحتاجون إلى التنبيب ، لكن هذا يمثل تحديا وهناك القليل من المعلومات المتعلقة بالتخدير لتسهيل التنبيب. هنا ، نقدم أنظمة جرعات الكيتامين / الزيلازين / الأتروبين في جراء الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 10 أيام والتي تسمح بالتنبيب الرغامي ، مع تقليل وفيات الحيوانات. أشارت المعايرة التجريبية لنظم جرعات الكيتامين / الزيلازين / الأتروبين إلى وزن الجسم إلى أن الاستجابة لتخدير صغار الفئران ذات الأوزان المختلفة كانت غير خطية ، حيث سهلت الجرعات 20/4 / 0.12 مجم / كجم ، 30/4 / 0.12 مجم / كجم ، و 50/6 / 0.18 مجم / كجم التنبيب للجراء التي يتراوح وزنها بين 3.15-4.49 جم (ن = 22) ، 4.50-5.49 جم (ن = 20) ، و 5.50-8.10 جم (ن = 20) ، على التوالي. تتطلب الجراء ذات وزن الجسم المنخفض محاولات تنبيب أكثر من الجراء الأثقل (p < 0.001). ارتبط البقاء على قيد الحياة بعد التنبيب بوزن الجسم (59٪ و 70٪ و 80٪ للمجموعات منخفضة ومتوسطة وعالية الوزن ، على التوالي ، R2 = 0.995). بالنسبة لجراحة احتشاء عضلة القلب بعد التنبيب ، تم تحفيز مستوى جراحي للتخدير بنسبة 4.5٪ إيزوفلوران في أكسجين 100٪ والحفاظ عليه بنسبة 2٪ إيزوفلوران في أكسجين 100٪. كان البقاء على قيد الحياة بعد الجراحة مشابها لمجموعات الوزن الثلاث بنسبة 92٪ و 86٪ و 88٪ (p = 0.91). جنبا إلى جنب مع التحسينات في ممارسات التعامل مع الحيوانات للتنبيب والجراحة ، وتقليل أكل لحوم البشر من قبل السد بعد الجراحة ، فإن البقاء على قيد الحياة بشكل عام للإجراء بأكمله (التنبيب بالإضافة إلى الجراحة) يرتبط بوزن الجسم (55٪ و 60٪ و 70٪ للمجموعات منخفضة ومتوسطة وعالية الوزن ، على التوالي ، R2 = 0.978). نظرا للصعوبة التي تواجهها مع تنبيب الجراء البالغة من العمر 10 أيام وما يرتبط بها من ارتفاع معدل الوفيات ، نوصي بأن تقتصر جراحة القلب والصدر في الجراء البالغة من العمر 10 أيام على الجراء التي لا يقل وزنها عن 5.5 جرام.
Introduction
تعد نماذج الفئران أدوات لا تقدر بثمن في أبحاث القلب والصدر قبل السريرية ، لا سيما بسبب السهولة التي يمكن بها إنشاء خطوط الفئران المعدلة وراثيا ، وكذلك السهولة التي يمكن بها التلاعب بالفئران جراحيا لتوفير نماذج الأمراض المرضية للسماح ، على سبيل المثال ، بدراسة تجديد عضلة القلب بعد إصابة القلب1 . في هذا الصدد ، من المثير للاهتمام أنه على عكس الفئران البالغة التي انسحبت فيها خلايا عضلة القلب من دورة الخلية ، يتم إصلاح قلوب الفئران حديثي الولادة البالغة من العمر 0-2 يوم مع الحد الأدنى من الندوب بعد الاستئصال القمي أو تحريض احتشاء عضلة القلب2،3،4. في المقابل ، تتجدد قلوب الأطفال حديثي الولادة البالغة من العمر 7 أيام بشكل غير كامل مع ارتفاع معدل التندب 2,3. نظرا لأن خلايا عضلة القلب في قمة البطين الأيسر تحتفظ بالقدرة التكاثرية لمدة تصل إلى أسبوعين بعد الولادة ، فقد تكون الدراسات الميكانيكية للتجديد بعد إصابة القلب في الفئران البالغة من العمر 0-14 يوما مفيدة لتحديد الأهداف العلاجية لتجديد القلب البالغ المصاب5.
تطوير نماذج الماوس من إصابة القلب ينطوي على التلاعب الجراحي تحت التخدير. وهذا يتطلب فتح الصدر للوصول إلى القلب، الأمر الذي يفرض عموما التنبيب والتهوية الميكانيكية. تؤثر إجهاد الفأر ووزن الجسم والعمر على الحساسية للتخدير6. يمكن تخدير الفئران البالغة بمجموعة واسعة من العوامل ، ونظام شائع للتنبيب هو الكيتامين / الزيلازين / الأتروبين عند 100/13 / 0.5 مجم / كجم 6,7. تفتقر الفئران حديثي الولادة (0-7 أيام) إلى منعكس الألم المركزي ، ويمكن تجميدها بشكل فعال على الجليد وإخضاعها لعملية جراحية دون تنبيب6،8،9. لا يمكن تخدير جراء الفئران قبل المراهقة (8-14 يوما) بانخفاض حرارة الجسم 9,10 ؛ أنها تتطلب التنبيب لجراحة القلب والصدر. لا توجد دراسات سابقة حول جراحة القلب والصدر في الفئران قبل المراهقة أقل من 14 يوما. في تجربتنا ، من الصعب تنبيب الفئران قبل المراهقة المخدرة إيزوفلوران تحت سن 14 يوما. نظام التخدير عن طريق الحقن الموصى به للفئران التي يزيد عمرها عن 7 أيام هو 50-150 مغ/كغ كيتامين و5-10 مغ/كغ زيلازين10. لا تزال الفئران قبل المراهقة تتطور عصبيا وتختلف استجاباتها للأدوية واستقلاب المخدرات اختلافا كبيرا عن الحيوانات البالغة6. هذا يشكل خطرا متزايدا من اختلال توازن السوائل والكهارل والحمض القاعدي ، بالإضافة إلى نقص السكر في الدم وانخفاض حرارة الجسم ليس فقط بسبب ارتفاع معدل الأيض ، مما يؤدي إلى استنفاد مخازن الطاقة المحدودة بسرعة ، ولكن أيضا بسبب عدم نضجها الحراري6،11،12. وبالتالي ، هناك القليل من المعلومات حول أنظمة التخدير التي تسهل التنبيب وتزيد من بقاء الفئران قبل المراهقة.
هنا قمنا بمعايرة أنظمة جرعات تجريبية من الكيتامين / الزيلازين / الأتروبين في جراء الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 10 أيام والتي يتراوح وزنها من 3-8 جم لتحقيق مستوى من التخدير يكفي للسماح بالتنبيب الرغامي لجراحة القلب والصدر اللاحقة ، مع تقليل وفيات الحيوانات. قمنا أيضا بتحسين ممارسات التعامل مع الحيوانات لتقليل الوفيات الناجمة عن التنبيب والجراحة وأكل لحوم البشر بعد الجراحة.
Protocol
Representative Results
Discussion
حاليا ، لا توجد طرق موثقة جيدا للتخدير والتنبيب للفئران البالغة من العمر 10 أيام لجراحة القلب والصدر. تحقيقا لهذه الغاية ، قمنا بمعايرة أنظمة جرعات الكيتامين / الزيلازين / الأتروبين لوزن الجسم ، حيث سهلت جرعات 20/4 / 0.12 مجم / كجم ، 30/4 / 0.12 مجم / كجم ، و 50/6 / 0.18 مجم / كجم التنبيب للجراء ذات الوزن المن?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم هذا العمل من قبل منحة برنامج NHMRC [ID 1074386] ، وشبكة Leducq عبر الأطلسي للتميز في منحة أبحاث القلب والأوعية الدموية [RMG] ، ومنحة من RT Hall Trust [RMG & SEI].
Materials
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | – | – | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
Riferimenti
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918 (2020).
- Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114 (2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- . Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019)
- . Mouse-Specific Anesthesia Guidance Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019)
- Paddleford, R. . Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755 (2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -. J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
